本实验的总体目标是生成工程化肌肉组织。首先通过培养卫星细胞或成肌细胞系，以获得所需数量的细胞。第二步是制备锚定点。
接下来，将细胞与凝胶混合，并将所得混合物浇注于锚定点之间。最后一步是将细胞分化为肌肉组织。最终，可通过电刺激诱导细胞收缩，并利用荧光染色以及荧光显微镜或共聚焦显微镜检测已分化肌细胞中细胞骨架的肌节结构排列。
与现有方法相比，该技术的主要优势在于肌肉细胞在这些组织中会沿单一方向排列。该技术对因疾病或损伤导致肌肉缺失的患者也具有重要意义。例如，未来若使用患者自身的细胞来构建此类组织，则可用于移植治疗。
该方法有助于深入了解肌肉发育及肌肉损伤，同时也将为再生医学和体外培养肉等新兴应用提供参考。演示该实验流程的是 Arian Methods 用于分离和冻存肌原细胞。成肌细胞前体细胞已在其他文献中有所描述。
请查阅书面实验方案以获取完整参考文献。从液氮中取出小鼠成肌细胞前体细胞冻存管后，将其放入37摄氏度水浴中解冻。
然后向一个25平方厘米的基质胶包被的组织培养瓶中加入10毫升预热的生长培养基。细胞一旦解冻，立即将冻存管中的内容物加入培养基中。将细胞置于组织培养瓶中，在37°C和5%二氧化碳条件下孵育。
在培养的第三天，使用胰蛋白酶消化并离心收集细胞，离心条件为1000 RPM。随后将细胞传代至一个75 cm²基质胶包被的组织培养瓶中，每三天传代一次。在第六天，将细胞传代至一个150 cm²基质胶包被的组织培养瓶中。在第九天，将细胞从150 cm²基质胶包被的组织培养瓶转移至三个150 cm²基质胶包被的组织培养瓶（即三联150 cm²培养瓶）或三个独立的150 cm²培养瓶中。
在培养的第12天，细胞已准备好接种至肌肉构建物中。首先，按照示意图所示，裁剪约5平方毫米的维可牢尼龙搭扣片段，其中一端呈三角形，仅使用维可牢的柔软面。然后，按10:1的比例将弹性体与固化剂混合，配制硅胶。
然后将两片魔术贴粘贴至六孔培养板的每个孔中，两片之间留出约12毫米的距离，并过夜晾干。次日，通过向孔中加入70%乙醇并孵育15分钟，对孔和魔术贴进行消毒。随后，用PBS清洗各孔三次。
在孔中保留第三次洗涤液，将酶标板暴露于紫外光下15分钟。然后吸去PBS，将酶标板转移至组织培养孵育箱中，待用时取出。用无菌的0.02%乙酸配制浓度为3.2毫克/毫升的胶原溶液。
将胶原蛋白溶液置于冰上，同时将之前在冰箱中解冻的Matrigel溶液也置于冰上。接着，用胰蛋白酶消化法收集细胞，并进行离心。然后，将细胞沉淀重悬于生长培养基中，并按照标准操作程序进行细胞计数。
细胞计数完成后，将含有细胞的离心管放入组织培养孵育箱中。基质溶液需在冰上按以下比例混合配制：51.3% 胶原溶液（0.2% 0.5摩尔氢氧化钠）、8.6% 基质凝胶和39.9% 生长培养基。确保最终溶液呈粉红色，因为pH值升高可能导致溶液迅速凝固。
最终