Microchirurgische vaardigheden voor het vaststellen van permanente jugulaire ader cannulatie bij ratten voor seriële bloedafname van oraal toegediend geneesmiddel

Herhaalde bloedafname van het kleine proefdier is een belangrijk aspect van farmaceutische loodoptimalisatie. Dit protocol beschrijft de microchirurgische vaardigheden om een permanent jugulair ader cannulatie rattenmodel vast te stellen. Deze techniek kan efficiënt een halsader cannulatie rattenmodel opzetten en herhaaldelijk bloedmonsters verzamelen via de canule bij bewuste ratten, terwijl stress en pijn worden vermeden.

Het is belangrijk om de halsader en de cannulatie ervan te lokaliseren, omdat de visuele demonstratie van anatomische complexiteit niet beschikbaar is voor dit model. Bereid om te beginnen het aseptische werkstation voor met 75% medische alcohol en verdoof vervolgens de geschoren rat met isofluraan gemengd met zuurstof. Injecteer subcutaan meloxicam-oplossing in een dosis van twee milligram per kilogram, til vervolgens voorzichtig de huid op bij het sleutelbeen aan de rechterkant van de middellijn van de nek met een tang en maak met een chirurgische schaar een 1,5 tot 2 centimeter lange incisie naar de borst.

Gebruik voor het blootleggen van de onderste halsader een irisschaar om de dunne weefselbedekking stomp te ontleden. Het proximale cefalische uiteinde van de uitwendige halsader bestaat uit twee takken die visueel kunnen worden geïdentificeerd. Til de halsader samen met het bindweefsel op om de lymfeklier die aan de halsader is bevestigd te visualiseren.

Scheid de ader langs de vasculaire richting zorgvuldig van de omliggende spieren, vetten en andere weefsels. Duw de tang onder de halsader zonder de collaterale bloedvaten te beschadigen en passeer twee stukjes 6-0 hechting onder de ader om de twee uiteinden van het bloedvat afzonderlijk te markeren. Trek een stuk van de hechting zo ver mogelijk naar de rattenkop en lik de ader met twee tot drie knopen met een tang.

Plaats de tweede ligatuur op het caudale uiteinde van de ader met één losse knoop. Bevestig een katheter van 11 centimeter polyurethaan of PU aan de voorbereide stompe puntspuit gevuld met de gehepariniseerde zoutoplossing en duw de gehepariniseerde zoutoplossing langzaam in de katheter om luchtbellen te voorkomen. Duw de niet-puntige platte kant van de tang onder de halsader om aan de andere kant uit te komen.

Maak een kleine V-vormige snee op de ader in de buurt van de schedelriem met een paar castroviejo microscisors en open voorzichtig de incisie met de punt van de elleboogvatverwijdertang. Knip de schuine opening van de voorkant van de halsaderkatheter uit. Plant het schuine uiteinde van de buis met een tang en schuif het in de halsader.

Trek tijdens het verplaatsen van de katheter langzaam de microchirurgische tang van de elleboog terug en klem het buitenoppervlak van het vat met een tang. Stop met het inbrengen van de katheter bij het raken van de eerste blauwe markering van de PU-buis, die ongeveer drie centimeter lang is. Bevestig de ingebrachte katheter aan de ader met zowel caudale als rostrale ligaturen met behulp van een tang.

Rijg een 6-0 hechting door het blootgestelde weefsel aan de rechterkant van de incisie met behulp van een hechtnaald en bind de ligatuur met een hemostat. Buig vervolgens de katheter op de tweede blauwe markering om te binden met dezelfde ligatuur en voorkom dat de PU-slang wordt afgesloten. Nadat u alle extra hechtdraad hebt doorgeknipt, sluit u de katheter door de stompe spuit met punt te vervangen door een roestvrijstalen plug van 22 gauge.

Plaats de rat in de dorsale positie en maak het gebied tussen de scapula voorzichtig schoon met het watje gedrenkt in 75% medische alcohol. Maak met behulp van de chirurgische schaar een zeer kleine incisie in het midden van de rughals. Door de dorsale incisie, leid en duw de trochar voorzichtig onder de huid naar de ventrale incisie aan de rechterkant van de nek.

Plaats de veneuze katheter in de trochar en trek de veneuze katheter vervolgens uit en leid deze naar de dorsale incisie. Na het vastzetten van de uitwendige katheter in de spierlaag, sluit u de huidlaag van de ventrale en dorsale incisies met de 6-0 nylon hechtdraad en hechtnaald en veegt u alle chirurgische incisies uit met jodofor. Verwijder vervolgens de katheterplug door de katheter met de vingertoppen vast te klemmen.

Plaats een nieuwe stompe spuit en trek de spuit langzaam terug om de bloedstroom te testen. Houd de katheter opnieuw vast met de vingertoppen. Injecteer 0,2 milliliter gehepariniseerde zoutoplossing en 0,1 milliliter slotoplossing in de katheter met behulp van de stompe puntspuit en vervang de spuit door een roestvrijstalen plug.

Maak de katheter los en duw de plug er iets in om de dichtheid van de katheter te garanderen. Om bloedmonsters te verzamelen voor hematologische tests, plaatst u de rat in een fixator, opent u de plug en plaatst u de spuit in de veneuze PU-katheter om ervoor te zorgen dat de katheter niet wordt belemmerd. Gooi het aanvankelijk onttrokken bloed weg dat een mengsel van bloed, hepariniseerde zoutoplossing en kathetervergrendelingsoplossing bevat.

Verzamel met behulp van een nieuwe spuit 150 microliter vers bloedmonster en breng het bloedmonster over naar een buis van 0,5 milliliter die eerder met K2EDTA is besproeid. Injecteer 150 microliter voorverwarmde normale zoutoplossing en injecteer 0,2 milliliter steriele gehepariniseerde normale zoutoplossing door de katheter. Injecteer 100 microliter van de slotoplossing in de katheter om de afdichting en steriliteit van de katheter te garanderen voordat het monster wordt verzameld.

In de huidige studie werden de fysiologische en hematologische aandoeningen gedurende zes dagen postoperatief onderzocht. De meerderheid van de ratten herstelde binnen vier tot zes dagen na de operatie, zoals blijkt uit een gewichtstoename van meer dan 10 gram, regelmatige voedselinname, geselecteerde bloedcomponenten met betrekking tot infectie, uitdroging en ontsteking, waaronder witte bloedcellen, rode bloedcellen, hemoglobine en het aantal bloedplaatjes. De ratten hadden dus minimaal vier tot zes dagen nodig voor herstel na de procedure.

De grote inname van water duidde op uitdroging op de eerste dag na de operatie. Bovendien werd de farmacokinetiek van het natuurlijke polyfenol-ellaginezuur bestudeerd in het gevestigde jugulaire adercannulatieratmodel en de slechte biologische beschikbaarheid van het ellaginezuur werd aangegeven door de lage plasmaconcentratie gedurende 24 uur. Een juiste isolatie van de halsader is de belangrijkste eerste stap omdat de halsader ingebed in andere zachte weefsels mogelijk niet onmiddellijk zichtbaar is voor de onderzoeker.

Sequentiële bloedafname binnen hetzelfde dier kan worden uitgevoerd in het vastgestelde JVC-rattenmodel. Het is een nuttig en robuust hulpmiddel om de prestaties van medicijnformuleringen in vivo te evalueren.