Incorporare plastica e Sezionamento embrioni di Xenopus laevis

Biology

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Summary

Sezioni di plastica mantenere morfologia vero tessuto in sezioni sottili di tessuto che può essere immunoistochimica con anticorpi secondari fluorescenti, rendendo questo metodo più utile di sezioni in paraffina o congelati per molti tipi di tessuto. Il metodo per la colorazione, di inclusione, e sezionamento è dimostrato in questo video.

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Ogata, S., Kawauchi, S., Calof, A., Cho, K. W. Plastic Embedding and Sectioning of Xenopus laevis Embryos. J. Vis. Exp. (3), e188, doi:10.3791/188 (2007).

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Abstract

Protocol

Fissazione

  1. Trasferimento degli embrioni intero o sezionato in espianti MEMFA o 3,7% FA + PBS in una piccola fiala di vetro scintillazione (cat Fisher # 03-339-25B). Incubare fiala sul nutator a temperatura ambiente, solo per 2 ore, e non di più. Non lasciare l'embrione in FA per più di 2 ore. Più a lungo di incubazione in FA renderà più difficile il tessuto embrionale e determinare una scarsa penetrazione di anticorpi nel processo di rilevamento.

  2. Aspirare la maggior parte delle FA e aggiungere fissativo Dent fino alla cima del flaconcino (~ 4,5 ml). Capovolgere delicatamente il flaconcino per un paio di volte per lavare gli embrioni a Dent, lo scambio con un altro di 4,5 ml di Dent fresca, e incubare in -20 ° C per almeno 48 ore. Durante la notte non è sufficiente. Questo passo rende gli embrioni più permeabile per l'anticorpo. Gli embrioni possono essere mantenute in questo stato per diverse settimane.

Immunofluorescenza

  1. Reidratare il campione. Incubare in una serie graduata di metanolo, come segue:

    75% MeOH / H 2 O 10min
    50% MeOH / PBS 10min
    25% MeOH / PBS 10min
    PBS 10min
    PBS 10min

  2. Fai agarosio 1,5% / PBS piastre con 60 millimetri piatti di plastica. Versare PBS in cima alla agarosio dopo è diventato solido.

  3. Emi-sezionamento degli embrioni: Mettere gli embrioni in un 1,5% di agarosio / PBS piatto. Afferra un embrione con un paio di pinze e tagliare a metà il centro di un embrione con una lama sottile di rasoio. Scegli quelli che sei riuscito a tagliare a metà con un piano di taglio dritto.

    Figura 1

  4. Trasferimento degli embrioni divisa in due in un flaconcino di vetro scintillazione con PBT. Scambio con 4,5 ml di siero di capra 20% + PBT. Incubare a RT per 2 ore su una nutator (blocco).

  5. Preparare una diluizione appropriata di anticorpi primari in PBT. 0,5 ml di campioni per questo è necessario. Per esempio, ho usato la diluizione 1 / 200 di coniglio anti-C-caderina pab per studiare la localizzazione subcellulare di C-caderina nelle sezioni 5 millimetri di plastica.

  6. Aspirare la soluzione di saturazione e aggiungere 0,5 ml di anticorpo primario diluito. Mettere le fiale in posizione di stand-up su un supporto tubo di polistirolo. Incubare per una notte a 4 ° C su un nutator.

  7. Rimuovere l'anticorpo primario diluito (questo anticorpo primario diluito possono essere salvate e riutilizzate nelle prossime 1-2 settimane). Lavare con 4,5 ml di PBT per 4 volte (40-60 minuti) a temperatura ambiente.

  8. Scambio con 0,5 ml di diluizione 1 / 100 di biotina-anticorpo secondario coniugato in PBT. Incubare per una notte a 4 ° C su un nutator. Coprire le provette con un foglio di alluminio per proteggere dalla luce biotina.

  9. Da questo punto, occorre prestare attenzione per proteggere il campione dalla luce, cioè, tenere i flaconi sotto qualche coperchio o foglio di alluminio.

  10. Rimuovere la biotina-anticorpo secondario (questo può essere anche riutilizzato nei prossimi 1-2 settimane). Lavare con o 4,5 ml di PBT per 4 volte (40-60 minuti) a temperatura ambiente.

  11. Scambio con 0,5 ml di 1 / 200 di diluizione di fluorescenza marcata (FITC, Texas-rosso, ecc) streptavidina in PBT. Incubare per una notte a 4 ° C su un nutator.

  12. Rimuovere la streptavidina (questo può essere riutilizzato, anche). Lavare con 4,5 ml di PBT per 3 volte (15 - 30 minuti ciascuno) a temperatura ambiente.

  13. Fissare gli embrioni in 4,5 ml del 3,7% FA + PBS per 30 minuti a temperatura ambiente.

  14. Lavare con 4,5 ml di PBS due volte.

  15. Disidratare il campione. Incubare in una serie graduata di etanolo, come segue:

    30% EtOH / H 2 O 10 min
    50% EtOH / H 2 O 10 min
    75% EtOH / H 2 O 10 min
    100% EtOH 10 min


  16. Il campione può essere conservato in EtOH 100% a 4 ° C con un coperchio per proteggerlo dalla luce.

Infiltrazione

  1. Fai Technovit 7100 mix infiltrazione. Di solito prendo 15 ml di liquido di base in un tubo da 50 ml conica, aggiungere 150 mg di I e indurente da mescolare a dondolo su un nutator per 15 minuti. Questo mix infiltrazione può essere conservato a 4 ° C per un massimo di un mese.

  2. Infiltrarsi nel campione con la miscela infiltrazione attraverso lo scambio con una serie graduata di infiltrazione Technovit mix / EtOH combo, come segue:

    1. 50% Technovit / EtOH - 1 ora

    2. Technovit 100% - 1 ora

    3. Technovit 100% - pernottamento

  3. Il specimen possono essere memorizzati nel mix infiltrazione del 100% fino ad un mese a 4 ° C. Mettere un coperchio sui campioni per proteggerli dalla luce.

Incorporare

  1. Fai Technovit 7100 mescolare incorporare: Prendere 0.75ml del mix di infiltrazione in un tubo di 1,5 ml e aggiungere 50 ml di indurente II. Mescolare invertendo il tubo diverse volte.

  2. Utilizzando una pipetta di plastica trasferimento, prendete un campione infiltrati durante la notte in 0,5 ml sottile parete del condotto di PCR. Rimuovere la maggior parte del supernatante.

  3. Aggiungere 0,25 ml della miscela incorporare fatto al punto 1 di questa sezione, "Incorporamento", per il campione. Orientare l'embrione diviso in due per fare il piano di dissezione di fronte alla parte inferiore del tubo, spingendo delicatamente con un sordo-punta dell'ago dissezione (in legno con impugnatura ago dissezione).

  4. Chiudere il coperchio e incubare la provetta in un luogo buio per circa quattro ore per consentire la plastica polimerizza.

  5. Fai Technovit 3040 mix. Prendere 1 grammo di polvere di una capsula, e aggiungere 0,5 ml di liquido. Immediatamente, mix in polvere e liquido utilizzando un bluetip. Versare sopra la spacimen indurito. Questo giallo Technovit 3040 impedirà l'intero blocco di plastica che esce dal tubo.

Sezionamento

  1. Pulire Histoknife H con xilene (EtOH spesso non è abbastanza buono) e metterlo sul vostro microtomo. Angolo della lama a circa 45 °. Pulire l'area palco davanti alla lama con xilene, anche perché la pulizia di questa zona è fondamentale per la qualità delle fette sezionato.

  2. Tagliare il lato del tubo e la buccia di punta off con un coltello di cartone.

    Figura 2

  3. Impostare il campione nel porta mandrino del microtomo.

  4. Fissare un isolante "Premere-per-seal" silicio su un vetrino per fare una camera di montaggio per le fette sezione. Premere con decisione l'isolatore alla diapositiva sul banco di lavoro pulito e guardare dall'altra parte per assicurarsi che l'isolante sia completamente inserito, senza bolle d'aria. Versare pulite e calde dH 2 O (~ 40 ° C) alla piscina sul vetrino con una pipetta Pasteur, fino al livello in cui si può notare che la superficie dell'acqua diventa piana, concava o convessa non in forma.

  5. Iniziare a fare fette sezione. Per gli studi di immunofluorescenza, faccio 5 fette sezione mm. Per i campioni di ibridazione in situ, lo spessore delle fette può essere regolato nel range di ~ 3 - 8 mm, a seconda dello scopo e le intensità dei segnali.

  6. Trasportare le fette sezione dal palco davanti alla lama alla camera di montaggio con acqua, usando un pennello di piccole dimensioni. Tenere il pennello con una fetta in cima alla piscina di acqua e rilascia la fetta fino al mare battendo con un sordo-punta dell'ago dissezione. La fetta si espanderà in una forma circolare non appena colpisce la superficie dell'acqua.

  7. Quando la maggior parte del territorio delle acque superficiali della camera di montaggio è pieno di fette di sezione, succhiare quasi la metà dell'acqua utilizzando una pipetta Pasteur. Incubare il vetrino in una notte più calda per fare scivolare il campione completamente asciutto.

  8. Counter-macchia con 1 ml di DAPI (0.1mg/ml in TE) per cinque minuti. Aspirare DAPI e asciugare il campione.

  9. Rimuovere l'isolante in gomma di silicone dalla diapositiva. Ora le foto possono essere prese del campione. Conservare il campione a 4 ° C, al riparo dalla luce.

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Materials

Name Type Company Catalog Number Comments
PBS Buffer 1L recipe8.0gNaCl0.2gKCl2.68gNa2HPO4·7H2O0.2gKH2PO4The pH is supposed to be 7.4. Adjust the volume to 1L. Autoclave.
PBT Buffer Add 0.5ml of Triton X-100 and 1.0g of BSA (Molecular Biology grade, fraction V is good [>99%], but don’t use crude 97% Albumin) to 500ml of autoclaved PBS. Filtrate through 0.2mm filter cup. Store it in 4ºC.
·Dent’s fixative Reagent Mix 40ml of methanol and 10ml of DMSO. Keep it in –20°C.
3.7% FA+PBS Reagent Mix 37% formaldehyde and PBS at 1:9 ratios. Make it fresh at each time and discard the left over.
Biotinylated Anti-Mouse IgG (H+L), made in goat Ab Vector Laboratories BA-9200
Biotinylated Anti-Rabbit IgG (H+L), made in goat Ab Vector Laboratories BA-1000
IG’S HUADS BIOTIN GTXRBT Ab Invitrogen ALI3409 BioSource™
IgG (g), Goat Anti-Mouse Ab Invitrogen M30115 CALTAG™
Fluorescent streptavidin kit Reagent Vector Laboratories SA-1200 Contains streptavidin labeled with three different fluorophores (FITC, Texas Red and AMCA) suitable for this procedure.
20% goat serum/PBT Buffer This will be used as a blocking solution.
Small paintbrush Tool
Dull-tip dissection needle Tool
Kulzer Technovit 7100 GMA , 3040 Reagent 7100 GMA , 3040 glycol methacrylate
Kulzer Tungsten Histoknife H Tool Energy Beam Sciences H1310
75% MeOH/H2O Buffer
50% MeOH/PBS Buffer
25% MeOH/PBS Buffer
30% EtOH/H2O Buffer
50% EtOH/H2O Buffer
75% EtOH/H2O Buffer
100% EtOH Buffer
Small glass scintillation vials Tool Fisher Scientific 03-339-25B
0.5ml Thin-wall PCR tubes Tool Molecular BioProducts 3430
Press-to-Seal Silicone Rubber Insulators Tool Grace Bio-Lab Inc. JTR1L-2.5 32mm L x 19mm W, 2.5mm D
Thin razor blade Tool
1.5% Agarose in PBS
Primary antibody against your antigen or epitope tags: Make an appropriate dilution in PBT.Biotin-conjugated secondary antibody: various vendors sell biotin-conjugated antibodies.

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Comments

1 Comment

  1. So what are the advantages of plastic sectioning over frozen/wax embedding + sectioning?

    Reply
    Posted by: Anonymous
    October 17, 2008 - 11:13 AM

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