Riavviare diretta di una forchetta di replica in stallo da un Head-On polimerasi RNA

Published 4/29/2010
0 Comments
  CITE THIS  SHARE 
Biology
 

Summary

Il destino del replisoma a seguito di una collisione con un testa-a RNA polimerasi (RNAP) è sconosciuta. Troviamo che le bancarelle replisoma su collisione con uno scontro RNAP, ma riprende allungamento dopo lo spostamento del RNAP dal DNA. MFD promuove riavviare la replica, facilitando lo spostamento del RNAP dopo la collisione.

Cite this Article

Copy Citation

Pomerantz, R. T., O'Donnell, M. Direct Restart of a Replication Fork Stalled by a Head-On RNA Polymerase. J. Vis. Exp. (38), e1919, doi:10.3791/1919 (2010).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Gli studi in vivo suggeriscono che le forcelle replica vengono arrestati a causa di incontri con testa alta complessi trascrizione. Eppure, il destino del replisoma e RNA polimerasi (RNAP) a seguito di una collisione frontale è sconosciuta. Qui, troviamo che la E. coli bancarelle replisoma su collisione con uno scontro complesso di trascrizione, ma invece di crollare, la forcella di replicazione resta altamente stabile e riprende alla fine allungamento dopo lo spostamento del RNAP dal DNA. Troviamo anche che la trascrizione di riparazione fattore di accoppiamento, DM, promuove riavviare diretta della forcella a seguito della collisione, facilitando lo spostamento del RNAP. Questi risultati dimostrano la stabilità intrinseca dell'apparato replica e un ruolo nuovo per la trascrizione accoppiati percorso riparazione nella promozione di replica passato un blocco RNAP.

Protocol

Questo metodo è stato utilizzato nella ricerca riportata in Pomerantz e O'Donnell, Science 327, 590-592 (2010) .

1. Assemblaggio di un complesso RNAP fermato allungamento è stato eseguito come segue:

500 nM concentrazione finale di E. RNAP coli σ 70 Egli è stato mescolato con concentrazione del 5 nM finale di un modello di DNA biotinilato 3,6 kb che contiene il T7A1 promotore in 100 ml di tampone A (20 mM Tris-Cl (pH 7,5), 8 mM MgCl 2, 0.5 mM EDTA, 5 mM DTT, 10% glicerolo) per 10 minuti a 37 ° C. 100 mM di Apu e 40 mM ognuno di GTP, ATP e CTP sono stati aggiunti per altri 10 minuti a 37 ° C.

2. Immobilizzazione del complesso RNAP fermato allungamento su perline streptavidina è stata effettuata come segue:

200 ml di streptavidina sfere magnetiche patinata (Invitrogen) sono stati aggiunti alla reazione sopra per 10 minuti a temperatura ambiente.

3. Purificazione del complesso immobilizzato RNAP fermato allungamento è stato effettuato come segue:

Le perle (da sopra) sono state lavate 5 volte con 0,9 ml di tampone A contenente 0,75 M di NaCl, 200 mg / ml di eparina, e 20 mg / ml ssDNA (Il surnatante è stato rimosso dopo ogni fase di lavaggio, di separazione magnetica.) Successivamente, la perline sono stati lavati 2 volte con 0,9 ml di tampone A.

4. Formazione di una forchetta replica a valle rispetto alla testa-on RNAP è stata eseguita come segue:

Le perle (da sopra) sono stati risospesi in 100 ml di New England Biolabs buffer di 4 e 10 unità di Sap I (New England Biolabs) è stato aggiunto per 10 minuti a 37 ° C. Le perle sono stati lavati 3 volte con 0,9 ml di tampone A e poi risospeso in 50 ml di tampone T4 rapida reazione Legatura (New England Biolabs). 2 l di rapida ligasi T4 (New England Biolabs) è stato aggiunto insieme con 6 nM concentrazione finale di pre-ricotto DNA biforcuta (RP10, RP22, RP25) per 10 minuti a temperatura ambiente. Le perle sono stati lavati 3 volte con 0,9 ml di tampone A.

5. Assemblea dei replisoma e inizio della sintesi filone che porta al bivio replica è stata effettuata come segue:

448 pmol di DnaB (come esamero) è stata incubata con la 150 microlitri perle di tampone A (20 glicerolo mM Tris-Cl (pH 7,5), 8 mM MgCl 2, 0.5 mM EDTA, 5 mM DTT, 10%) per 30 s in 23 ° C. 4,9 pmol di Pol III * (Pol III HE meno β), 15 pmol di β, 2 mM ATP, e 60 mM ciascuno dei dGTP e dATP sono state aggiunte ad un volume di 200 l ed incubati per altri 5 minuti a 37 ° C. La replica è stata aperta in seguito l'aggiunta di 10 mcg SSB e 24 mM ognuno di dATP e dTTP con [α-32 P] dTTP e [α-32 P] dCTP (attività specifica, 3.000-5.000 cpm / pmol) ad un volume finale di 250 microlitri. Reazioni sono state terminato dopo 10 minuti su l'aggiunta di 12 ml di 500 mM EDTA.

6. Purificazione e concentrazione del radio-prodotti contrassegnati DNA è stata eseguita come segue:

Le perle (da sopra) sono stati bolliti dopo la reazione è stata interrotta al fine di rimuovere il DNA dalle perline. Qualsiasi residuo di DNA che rimangono aderenti al perline è stato rimosso trattando le perle con proteinasi K in un volume di 10 ul per 30 minuti a 50 ° C. Le perle sono state poi bollito e il surnatante è stato rimosso dalla separazione magnetica. Il supernatante combinato contenente il DNA è stato purificato utilizzando il kit di pulizia Qiagen PCR. Purificato radio-marcato DNA dei prodotti sono stati poi analizzati in un gel alcalino di agarosio.

Replica * in assenza di uno scontro RNAP fermato complesso allungamento è stata eseguita come sopra, però, σ 70 è stato omesso.

Rappresentante dei risultati:

Collisione del replisoma con una testa-on RNAP risultati di solito in due prodotti di 2,5 kb e 3,6 kb di lunghezza. Da 2,5 kb prodotto rappresenta la lunghezza del DNA dalla forcella al RNAP fermato ei risultati replisoma stallo sulla collisione con il RNAP. Il prodotto 3,6 kb rappresentare tutta la lunghezza del DNA e dei risultati sia da occupazione incompleta del promotore da parte RNAP o parziale replisoma lettura tramite del capo-on RNAP. Un buon risultato o accurata dimostra che circa il 50% full-length del DNA viene prodotto. Tuttavia, in alcuni casi meno occupazione del promotore da RNAP verifica e una più alta percentuale di full-length del DNA si osserva quanto una popolazione maggiore di replisomes non incontrano uno scontro RNAP. Replica in assenza di un RNAP fermato in un solo full-length del DNA (3,6 kb).

Figura 1
Figura. 1 Il replisoma è impedita da una testa-on RNAP.
(A) di setup sperimentale. A E. coli RNAP complesso allungamento fermato è stato montato su un DNA biotinilato contenente il promotore T7A1 come descritto in precedenza (9). In breve, un complesso allungamento fermato è stato formato da 20 bps a valle del promotore incubando oloenzima RNAP con il DNA biotinilato per 10 minuti seguita dall'aggiunta di Apu, GTP, ATP e CTP per altri 10 min. Perline streptavidina sono stati aggiunti per altri 10 minuti poi le perle sono state lavate cinque volte ciascuna con 0,9 ml di tampone contenente 0.75M NaCl, 200 mg / ml di eparina, e 100 nM a singolo filamento di DNA per rimuovere instabile RNAP-DNA complessi e NTP in eccesso . Il DNA è stato poi digerito con Sapi, lavato, e legato ad una pre-ricotto DNA biforcuta. Le perle sono stati lavati di nuovo prima del montaggio del replisoma. Il promotore si trova a 2,5 kb dalla forcella ed è orientato alla trascrizione diretta verso la forcella. (B) DnaB è stata aggiunta poi la replisoma è stato assemblato e replica è stato avviato sia in presenza (corsia 2) o assenza (corsia 1) di un a testa alta RNAP.

Disclosures

Lavare il complesso allungamento fermato legato ai talloni con sale alto è fondamentale al fine di rimuovere qualsiasi instabili o non specificamente molecole RNAP legato. RNAP ha un'affinità molto elevata per le strutture di tipo iniettore-stampo di DNA. Quindi, è necessario rimuovere tale non specifici RNAP-DNA complessi al fine di eseguire la replica dal primer-template. Concentrando la radio prodotti contrassegnati con la purificazione del DNA Qiagen PCR kit è critica anche al fine di ottenere un elevato rapporto segnale sufficientemente radioattive che possono essere osservati nel gel.

Acknowledgements

Siamo particolarmente grati a Seth Darst per fornire proteine ​​RNAP e MFD e vettori di espressione. Siamo anche ringraziare Sergei Borukhov per la fornitura di Greb e Dan Zhang per il supporto tecnico. Questo lavoro è stato sostenuto da un finanziamento della National Institutes of Health (MOD) e da un Marie-Josee e Henry Kravis Fellowship presso l'Università Rockefeller (RTP).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Dynabeads M-270 Invitrogen 653.05
SapI New England Biolabs R0569S
T4 Quick Ligase New England Biolabs M2200S
PCR Purification Kit Qiagen 28104

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Rudolph, C. J., Dhillon, P., Moore, T., Lloyd, R. G. Avoiding and resolving conflicts between DNA replication and transcription. DNA Repair (Amst). 6, 981-98 (2007).
  2. Vilette, D., Ehrlich, S. D., Michel, B. Transcription-induced deletions in plasmid vectors: M13 DNA replication as a source of instability. Mol Gen Genet. 252, 398-398 (1996).
  3. Trautinger, B. W., Jaktaji, R. P., Rusakova, E., Lloyd, R. G. RNA polymerase modulators and DNA repair activities resolve conflicts between DNA replication and transcription. Mol Cell. 19, 247-247 (2005).
  4. McGlynn, P., Lloyd, R. G. Modulation of RNA Polymerase by (p)ppGpp Reveals a RecG-Dependent Mechanism for Replication Fork Progression. Cell. 101, 35-35 (2000).
  5. McGlynn, P., Guy, C. P. Replication forks blocked by protein-DNA complexes have limited stability in vitro. J Mol Biol. 381, 249-249 (2008).
  6. Labib, K., Hodgson, B. Replication fork barriers: pausing for a break or stalling for time. EMBO Rep. 8, 346-346 (2007).
  7. Bidnenko, V., Ehrlich, S. D., Michel, B. Replication fork collapse at replication terminator sequences. Embo J. 21, 3898-3898 (2002).
  8. Pomerantz, R. T., O'Donnell, M. Replisome mechanics: insights into a twin DNA polymerase machine. Trends Microbiol. 15, 156-156 (2007).
  9. Pomerantz, R. T., O'Donnell, M. The replisome uses mRNA as a primer after colliding with RNA polymerase. Nature. 456, 762-762 (2008).
  10. Heller, R. C., Marians, K. J. Replication fork reactivation downstream of a blocked nascent leading strand. Nature. 439, 557-557 (2006).
  11. Yuzhakov, A., Turner, J., O'Donnell, M. Replication fork reactivation downstream of a blocked nascent leading strand. Cell. 86, 557-557 (1996).
  12. Hinkle, D. C., Ring, J., Chamberlin, M. J. Replisome assembly reveals the basis for asymmetric function in leading and lagging strand replication. J Mol Biol. 70, 197-197 (1972).
  13. Kaplan, D. L., O'Donnell, M. Studies of the binding of Escherichia coli RNA polymerase to DNA. V. T7 RNA chain initiation by enzyme-DNA complexes. Mol Cell. 15, 453-453 (2004).
  14. Park, J. S., Marr, M. T., Roberts, J. W. Twin DNA pumps of a hexameric helicase provide power to simultaneously melt two duplexes. Cell. 109, 757-757 (2002).
  15. Hanawalt, P. C., Spivak, G. E. coli Transcription repair coupling factor (Mfd protein) rescues arrested complexes by promoting forward translocation. Nat Rev Mol Cell Biol. 9, 958-958 (2008).
  16. Hanawalt, P. C. Transcription-coupled DNA repair: two decades of progress and surprises. Science. 266, 1957-1957 (1994).
  17. Selby, C. P., Sancar, A. Transcription-coupled repair and human disease. J Biol Chem. 270, 4882-4882 (1995).
  18. Liu, B., Alberts, B. M. Structure and function of transcription-repair coupling factor. I. Structural domains and binding properties. Head-on collision between a DNA replication apparatus and RNA polymerase transcription complex. Science. 267, 1131-1131 (1995).
  19. George, D. L., Witkin, E. M. Slow excision repair in an mfd mutant of Escherichia coli B/r. Mol Gen Genet. 133, 283-283 (1974).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Video Stats