Extracción de ADN de los microbios del intestino de las termitas (Zootermopsis Angusticollis) y visualizar microbios intestinales

Biology

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Summary

Este video muestra la técnica para extraer el ADN de las especies de microbios residentes en el intestino de termitas. La preparación de una diapositiva en fresco, que es útil para la visualización de la comunidad microbiana intestinal también se ilustra, y un recorrido por la riqueza de especies entorno intestinal es dado.

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Matson, E., Ottesen, E., Leadbetter, J. Extracting DNA from the Gut Microbes of the Termite (Zootermopsis Angusticollis) and Visualizing Gut Microbes. J. Vis. Exp. (4), e195, doi:10.3791/195 (2007).

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Abstract

Las termitas se encuentran entre los pocos animales que sabe que tiene la capacidad de subsistir únicamente por el consumo de madera. El tracto intestinal termita contiene una población microbiana densa y rica en especies que contribuye a la degradación de la lignocelulosa predominantemente en acetato, el metabolismo de los nutrientes clave alimentando termitas (Odelson y Breznak, 1983). Dentro de estas poblaciones microbianas son bacterias, arqueas metanogénicas y, en algunos termitas ("menor"), eucariotas protozoos. Por lo tanto, las termitas son sujetos de investigación de excelencia para el estudio de las interacciones entre especies microbianas y las numerosas funciones bioquímicas que llevan a cabo en beneficio de su anfitrión. La composición de las especies de las poblaciones microbianas en el intestino de las termitas, así como los principales genes involucrados en diversos procesos bioquímicos se ha estudiado mediante técnicas moleculares (Kudo et al, 1998;. Schmit-Wagner et al, 2003;. Salmassi y Leadbetter, 2003). Estas técnicas dependen de la extracción y purificación de alta calidad, ácidos nucleicos del ambiente intestinal de termitas. La técnica de extracción se describe en este video es una compilación de modificación de los protocolos desarrollados para la extracción y purificación de ácidos nucleicos a partir de muestras ambientales (Mor et al, 1994;. Berthelet et al, 1996;. Purdy et al, 1996;. Salmassi y Leadbetter, 2003;. Ottesen et al 2006) y que produce material de ADN de las termitas del intestino grueso adecuado para su uso como plantilla para la reacción en cadena de polimerasa (PCR).

Protocol

Resumen del procedimiento para la extracción de ADN de las termitas de todo el intestino:

  1. Las termitas se enfría en hielo, retire del intestino utilizando pinzas estériles y estabilizar muestras de intestino en el buffer.
  2. Homogeneizar las muestras de PVPP / SDS / buffer de fenol.
  3. Extraer y purificar el ADN de lisado crudo utilizando columnas Qiagen DNeasy.

Protocolo:

  1. En el hielo, remover las entrañas de las termitas casta de obreras con una pinza estéril.
  2. Inmediatamente la transferencia de las agallas y el contenido de una solución estéril, libre de nucleasa tubo que contiene 50 L helada 1x biología molecular grado buffer TE (1 mM Tris-HCl, 0,1 mM EDTA, pH 8,0). Congelar las muestras a -20 ° C, o proceder directamente a una homogeneización.
  3. Transferencia de las muestras de intestino y de amortiguación de una solución estéril, libre de nucleasa 2 ml tubo de tornillo tope pre-cargado con 500 mg de estériles de zirconia / sílica perlas (0,1 mm) y 700 l de 1x tampón TE que contenía 1% w / v polivinilpolipirrolidona (PVPP ).
  4. Añadir 50 l de sulfato de sodio al 20% dodecilsulfato (SDS) y 500 l de fenol para las muestras.
  5. Homogeneizar (golpe del talón) sobre el valor más alto con tres ciclos de 30 segundos homogeneización y 30 segundos de enfriamiento en hielo.
  6. Sedimentos material insoluble durante 1 minuto a 8000 x g.
  7. Purificar 300 l alícuotas de la fase acuosa (superior) de la capa de columnas Qiagen DNeasy utilizando el método descrito para la purificación del lisado crudo.
  8. Cuantificar el contenido de ácido nucleico y las muestras se congelan a -20 ° C para su uso posterior.

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Discussion

En nuestra experiencia, el ADN extraído de las comunidades microbianas de la alimentación de especies de termitas de madera como nevadensis Zootermopis es lo suficientemente puro para la plantilla de PCR después de una ronda de extracción y purificación. Sin embargo, algunas termitas tales como basura de alimentación y especies que se alimentan del suelo pueden tener una mayor concentración de ácidos húmicos en el contenido intestinal y puede requerir una purificación adicional de ADN microbiano intestinal. El rendimiento total de ADN de las entrañas de 5 trabajadores nevadensis Z. está en el rango de 10-30 mg. Para las especies de termitas significativamente menor o mayor que esta especie, los especímenes más o menos puede ser necesaria para obtener una cantidad similar de ADN.

Este método puede ser fácilmente adaptado para permitir la extracción de RNA. Para la extracción de ARN, el sustituto de 1x RNAprotect reactivo bacterias de Qiagen (Catlog no. 76.506) para el buffer de helado TE describe en el paso 2 del protocolo. Qiagen RNeasy reactivos y columnas (Catlog no. 74104) debe ser utilizado en lugar del procedimiento de purificación DNeasy descrito anteriormente. Como el ADN puede ser purificado de RNAprotect estabilizado muestras y sólo 300 L de aprox. 700 l capa acuosa recuperada en el paso 7 es necesario para la purificación de ácidos nucleicos, este método puede ser utilizado para recuperar el ADN y ARN en paralelo de una sola muestra.

Estas técnicas dependen de la extracción y purificación de alta calidad, ácidos nucleicos del ambiente intestinal de termitas. La técnica de extracción se describe en este video es una compilación de modificación de los protocolos desarrollados para la extracción y purificación de ácidos nucleicos a partir de muestras ambientales (Moré et al, 1994;. Berthelet et al, 1996;. Purdy et al, 1996;. Salmassi y Leadbetter, 2003;. Ottesen et al 2006) y que produce material de ADN de las termitas del intestino grueso adecuado para su uso como plantilla para la reacción en cadena de polimerasa (PCR).

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Materials

Name Type Company Catalog Number Comments
PVPP/SDS/phenol Buffer homogeneization buffer
DNeasy Tissue Kit Kit Qiagen 77607 Used according to the protocol for isolation of genomic DNA from crude lysates (Appendix H, product manual version: July 2003)
TE Buffer Sigma-Aldrich T9285 1x buffer (1 mM Tris-HCl, 0.1 mM EDTA, pH 8.0) from 100x concentrate
zirconia/silica beads Supplies Biospec Products 11079101z 0.1 mm
PVPP Reagent Sigma-Aldrich P6755 1% w/v polyvinylpolypyrrolidone prepared from dry reagent as a 1x suspension in TE buffer
Zootermopsis nevadensis Animal Termites
SDS Reagent Sigma-Aldrich L4390 Sodium dodecyl sulfate 20% soln. in water from dry reagent
Phenol Reagent Sigma-Aldrich 77607 TE-saturated, ~73%
MiniBeadbeater-8 Tool Biospec Products 963
BSS Buffered Salt Solution, pH 7.2 Formulation per liter: 2.5 g K2HPO4, 1.0 g KH2PO4, 1.6 g KCl, 1.4 g NaCl, 0.075 g CaCl, 1 g MgCl, and 10 mL of a 1M soln. of NaHCO3
AxioPlan-2 Microscope Carl Zeiss, Inc. Outfitted with 40x objective, 1.6x optivar and 10x ocular lenses. Samples were viewed using phase contrast illumination

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References

  1. Berthelet, M., Whyte, L. G., Greer, C. W. Rapid, Direct Extraction of DNA from Soils for PCR Analysis using Polyvinylpolypyrrolidone Spin Columns. FEMS Microbiol. Lett. 138, 17-22 (1996).
  2. Kudo, T., Ohkuma, M., Moriya, S., Noda, S., Ohtoko, K. Molecular Phylogenetic Identification of the Intestinal Anaerobic Microbial Community in the Hindgut of the Termite, Reticulitermes Speratus, without Cultivation. Extremophiles. 2, 155-161 (1998).
  3. Moré, M. I., Herrick, J. B., Silva, M. C., Ghiorse, W. C., Madsen, E. L. Quantitative Cell Lysis of Indigenous Microorganisms and Rapid Extraction of Microbial DNA from Sediment. Appl. Environ. Microbiol. 60, 1572-1580 (1994).
  4. Odelson, D. A., Breznak, J. A. Volatile Fatty Acid Production by the Hindgut Microbiota of Xylophagous Termites. Appl. Environ. Microbiol. 45, 1602-1613 (1983).
  5. Ottesen, E. A., Hong, J. W., Quake, S. R., Leadbetter, J. R. Microfluidic Digital PCR Enables Multigene Analysis of individual Environmental Bacteria. Science. 314, 1464-1467 (2006).
  6. Purdy, K. J., Embley, T. M., Takii, S., Newdell, D. B. Rapid Extraction of DNA and rRNA from Sediments by a Novel Hydroxyapatite Spin-Column Method. Appl. Environ. Microbiol. 62, 3905-3907 (1996).
  7. Salmassi, T. M., Leadbetter, J. R. Analysis of Genes of Tetrahydrofolate-Dependent Metabolism from Cultivated Spirochaetes and the Gut Community of the Termite Zootermopsis Angusticollis. Microbiology. 149, 2529-2537 (2003).
  8. Schmitt-Wagner, D., Friedrich, M. W., Wagner, B., Brune, A. Phylogenetic Diversity, Abundance, and Axial Distribution of Bacteria in the Intestinal Tract of Two Soil-Feeding Termites (Cubitermes spp). Appl. Environ. Microbiol. 69, 6007-6017 (2003).
  9. Tsai, Y. L., Olson, B. H. Rapid Method for Separation of Bacterial DNA from Humic Substances in Sediments for Polymerase Chain Reaction. Appl. Environ. Microbiol. 58, 2292-2295 (1992).

Comments

10 Comments

  1. can you tell me the resolution power of the microscope at which you have shown the video and the make of the mcroscope used.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    September 17, 2007 - 12:56 AM
  2. I would also like to know the magnification used to view the microbes and if any phase contrast was used with the microscope setup. Thanks.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    December 20, 2007 - 6:24 PM
  3. As indicated in the updated protocol, a Zeiss AxioPlan-² Imaging microscope was used to aquire the images of termite gut microorganisms using Phase contrast illumination. Our particular set up allows magnification of samples up to 1,600X. This is accomplished using a 100X oil immersion objective lens + a 1.6X optivar + a 10X ocular lens. However, the images in the video use a 40X hi-dry phase contrast objective lens + the 1.6X optivar. To make the video, the videographer replaced the eyepiece with an adapter and attached the camera to that. Because we did not use a scale bar in these videos I do not know the magnification at which the camera recorded so the final magnification will depend on that factor + the window size used to view the video. I will say that the resolution is approximately consistent with what I observe at 640X magnification.

    Reply
    Posted by: Eric M.
    January 14, 2008 - 1:37 AM
  4. hello sir sir i am a project fellow in IIIM in india i want to know manual method how to isolate total DNA from termite and beetle gut(wood borer).sir kindly if you can provide me protocol for this i will be very thankful to you as i am in very need of it. thanking you sir and waiting for your reply

    Reply
    Posted by: Anonymous
    July 17, 2008 - 8:18 AM
  5. Hello,sir.I am interest in the manual DNA extraction methods from organic tissue,and acquire the best concentraction of DNA, can you provide me for this protocol, thank you.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    September 20, 2009 - 6:21 AM
  6. The information should appear below the video on the JOVE website, and a PDF of the protocol should be downloadable, however, I notice that the link dŒs not currently work. An alternative path to the document can be found by searching the article on PubMed (www.ncbi.nlm.nih.gov/sites/entrez) and choosing the full-text article from PubMed central. I've contacted JOVE to restore the file on their website. Several strategies for purifying insect gut-community DNA exist. A crucial step in any extraction procedure is to remove PCR-inhibiting substances if present. We have found that 1% w/v polyvinylpolypyrrolidone works well on DNA derived from termite gut contents.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    October 5, 2009 - 3:14 AM
  7. good job! very cool!

    Reply
    Posted by: jacqui s.
    December 12, 2009 - 7:28 AM
  8. Hi! I'm korean student. I want to see this full video.then what can i do?

    Reply
    Posted by: Hyun Y.
    October 31, 2014 - 9:47 AM

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