Surveillance des changements dynamiques dans les niveaux de calcium mitochondrial cours de l'apoptose en utilisant un capteur de calcium codées génétiquement

Biology
 

Summary

Ce protocole décrit une méthode pour mesurer en temps réel des flux de calcium mitochondrial par imagerie de fluorescence. La méthode tire parti d'une circulaire permuté YFP à base de capteurs de calcium à double excitation ratiométrique (ratiométrique pericam-mt) sélectivement exprimé dans les mitochondries.

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Akimzhanov, A. M., Boehning, D. Monitoring Dynamic Changes In Mitochondrial Calcium Levels During Apoptosis Using A Genetically Encoded Calcium Sensor. J. Vis. Exp. (50), e2579, doi:10.3791/2579 (2011).

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Abstract

Changements dynamiques de la concentration de calcium intracellulaire en réponse à divers stimuli régule de nombreux processus cellulaires comme la prolifération, la différenciation et l'apoptose 1. Pendant l'accumulation de calcium apoptose, dans les mitochondries favorise la libération de facteurs pro-apoptotiques de la mitochondrie dans le cytosol 2. Il est donc intéressant de mesurer directement le calcium mitochondrial dans les cellules vivantes in situ lors de l'apoptose. Imagerie à haute résolution fluorescent de cellules chargées avec double excitation ratiométrique et non-ratiométrique colorants synthétiques indicateur de calcium a été prouvé être un outil fiable et polyvalent pour étudier divers aspects de la signalisation du calcium intracellulaire. Mesurer les flux de calcium cytosolique utilisant ces techniques est relativement simple. Toutefois, la mesure des niveaux de calcium dans les cellules intactes intramitochondriales en utilisant des indicateurs tels que le calcium synthétique Rhod-2 et Rhod-FF est plus difficile. Des indicateurs synthétiques destinés aux mitochondries ont émoussé les réponses aux augmentations répétitives en calcium mitochondrial, et perturber la morphologie mitochondriale 3. En outre, les indicateurs synthétiques ont tendance à s'échapper des mitochondries pendant plusieurs heures ce qui les rend impropres à long terme des expériences. Ainsi, les indicateurs de calcium codées génétiquement basé sur la protéine fluorescente verte (GFP) 4 ou 5 aequorine ciblée vers les mitochondries ont grandement facilité la mesure de la dynamique du calcium mitochondrial. Ici, nous décrivons une méthode simple pour mesurer en temps réel des flux de calcium mitochondrial en réponse à différents stimuli. La méthode est basée sur la microscopie par fluorescence de «ratiométrique-pericam 'qui est sélectivement ciblé à la mitochondrie. Ratiométrique pericam est un indicateur de calcium repose sur une fusion de circulairement permuté protéine fluorescente jaune et calmoduline 4. Liaison du calcium à pericam ratiométrique provoque un décalage de son pic d'excitation de 415 nm à 494 nm, tandis que le spectre d'émission, qui culmine autour de 515 nm, reste inchangé. Ratiométrique pericam lie un ion calcium unique avec une constante de dissociation in vitro de ~ 1,7 uM 4. Ces propriétés permettent d'pericam ratiométrique la quantification des changements rapides et à long terme de la concentration de calcium mitochondrial. Par ailleurs, nous décrivons l'adaptation de cette méthodologie à un niveau large champ de microscope d'imagerie calcique avec des jeux de filtres couramment disponibles. L'utilisation de deux agonistes distincts, l'agoniste purinergiques ATP et la drogue staurosporine inducteur d'apoptose, nous démontrons que cette méthode est appropriée pour la surveillance des changements dans la concentration de calcium mitochondrial avec une résolution temporelle de secondes à plusieurs heures. Par ailleurs, nous montrent aussi que pericam ratiométrique est également utile pour mesurer la fission mitochondriale / fragmentation lors de l'apoptose. Ainsi, pericam ratiométrique est particulièrement bien adapté pour continu à long terme de mesure de la dynamique mitochondriale de calcium pendant l'apoptose.

Protocol

1. Pericam-mt transfection et préparation cellulaire.

  1. Plate cellules HeLa la nuit avant la transfection sur des lamelles de verre stériles placées dans une plaque de culture de 6 puits standard.
  2. Préparer l'ADN / Lipofectamine 2000 complexes comme suggéré par le fabricant (Invitrogen). Nous utilisons 4 ug de vecteur d'expression ratiométrique-pericam-mt et 10 pi de Lipofectamine 2000 dilué dans 0,5 ml d'Opti-MEM pour chaque puits. Les cellules doivent être confluentes ~ 70% avant la transfection.
  3. Remplacer HeLa milieux de culture (Dulbecco Modified Eagles moyenne, 10% de FBS, pénicilline / streptomycine) dans chaque puits avec 1,5 mL de la même support sans antibiotiques.
  4. Ajouter les complexes ADN / Lipofectamine dans chaque puits à transfecter. Mélanger délicatement avec bascule et incuber pendant 4 heures dans un incubateur de culture cellulaire à 37 o C, 5% de CO 2.
  5. Remplacez sans antibiotique médias avec les milieux de culture avec des antibiotiques. Laisser les cellules d'exprimer pericam ratiométrique pendant 1-2 jours avant l'imagerie.

2. Installation du microscope et de l'acquisition d'images

  1. Placer une lamelle avec des cellules HeLa dans une chambre d'imagerie appropriés avec une solution d'imagerie: 107mm NaCl, KCl 7,2 mm, 1,2 mm de MgCl2, 1 mM CaCl 2, 11.5mm de glucose, 0,1% d'albumine sérique bovine, et 20 mM HEPES 7,2. Notre laboratoire utilise la chambre cellulaire Attofluor chez Invitrogen. Montez la chambre de l'imagerie dans un stade microscope inversé.
  2. Trouver une zone d'intérêt contenant une ou plusieurs cellules exprimant pericam ratiométrique utilisant un 40x (ou supérieur) objectif à immersion d'huile. Nous avons constaté que pericam ratiométrique est moins résistant au photoblanchiment à 380 nm, et donc nous utilisons cette longueur d'onde pour identifier les cellules appropriées. Pour les images acquises dans la figure 1, un objectif Nikon Superfluor 40X avec une ouverture numérique 1,3 a été utilisé. Objectifs de grossissement supérieur serait aussi approprié (60-100x). Filtres d'excitation utilisées étaient Chroma Technology filtres D380/30x (380 + / - 30 nm) et D495/10 (495 + / - 5 nm), a été 505DCXR séparatrice (505nm longpass) et filtre d'émission a été HQ535/50m (535 + / - 25nm).
    Notre microscope utilisé pour acquérir les images de la figure 1 se compose d'un Nikon TE2000 microscope inversé équipé d'un Roper Scientific Coolsnap HQ caméra CCD refroidie, Ludl MAC6000 rapide du filtre roue et changeur, et une acquisition de données et MetaFluor logiciel d'analyse. Ce protocole peut être adapté à toute norme à large champ de microscope avec des filtres appropriés et un logiciel capable de capturer et de traitement des images ratiométrique.
  3. Configurez le logiciel pour l'excitation double en utilisant les filtres 495 et 380 nm. Le calcium se liant à pericam ratiométrique augmente l'absorbance à 495 nm, donc le ratio devrait être mis en place à 495 nm/380 nm.
    Ratiométrique pericam a sans calcium pic d'excitation à 415 nm 4. Dans ce protocole, nous suggérons d'utiliser un filtre à 380 nm seulement parce qu'elle est omniprésente dans la plupart des laboratoires d'imagerie calcique. Si un filtre 410 nm, est disponible, il est préférable de le filtre 380 nm.
  4. Acquérir les images séquentiellement par alternativement passionnante à 495 et 380 nm. Acquérir des images de niveaux de calcium de base pour au moins 30 s avant l'application d'un agoniste via un appareil de perfusion. Marquer le temps d'addition pour chaque agoniste. Les temps d'exposition et les intervalles d'acquisition devrait être optimisé pour éviter photoblanchiment tout en permettant par exemple suffisamment resolution.For temporelle, pour la dynamique de calcium semi-rapides suivis en réponse à une stimulation agoniste, les images ont été acquises toutes les deux secondes dans les figures 1b et les taux d'acquisition C. Bien plus efficace Il est également possible 6. À long terme après l'administration d'imagerie staurosporine a été acquis avec un intervalle plus long (30s) entre les acquisitions (figures 1 D et E).

3. Traitement et analyse des images

  1. Une fois l'expérience terminée, les images obtenues peuvent être analysées hors ligne. Définir des régions d'intérêt (ROI) dans laquelle vous voulez suivre les changements dans les niveaux de calcium. Utilisez un ROI sélectionnée dans une zone vide du champ de soustraire de fond si nécessaire. Il est à noter que les mitochondries sont très mobiles et dynamiques, et les événements dans une extrapolation mitochondrie unique sur de longues périodes n'est pas toujours possible. Ainsi, compte tenu de la grande mobilité de cet organite dans certains types de cellules, la sélection de ROI doivent être surveillés attentivement. Par ailleurs, comme en témoigne la figure 1, la réponse mitochondries hétérogène à divers stimuli. Il est donc important d'analyser les données hors ligne et de surveiller le placement RO1 sur une base trame par trame. Une description détaillée de la mesure du calcium mitochondrial dans très mobiles des mitochondries a été décrit ailleurs 7.
  2. Mesure du rapport Obtenu à partir du ROI peut être importé dans Excel ou similaire graphingsoftware. Les données peuvent être présentées comme une trace représentative de l'évolution des taux de calcium mitochondrial dans une seule cellule ou mitochondrie unique, ou en moyenne flsignaux uorescence du ROI plusieurs années. Nous avons également utilisé cette technique pour mesurer la moyenne des niveaux de calcium mitochondrial dans une population de lymphocytes en apoptose induite par Fas ligand 8.

4. Les résultats représentatifs:

Figure 1
Figure 1. (A) la localisation subcellulaire de ratiométrique-pericam-mt. Cette première image montre des cellules HeLa exprimant direct ratiométrique-pericam-mt. La deuxième image montre coloration fluorescente avec mitochondrie sélectif CMXRos colorant rouge Mitotracker. La fluorescence jaune dans l'image fusionnée démontre la co-localisation des ratiométrique-pericam-mt et la fluorescence Mitotracker. (B) Une série de ratio de pseudo (495:380 nm) des images de cellules HeLa exprimant 4 mt-ratiométrique pericam traitées avec 10 mM d'ATP . (C) Quantification des changements dans les niveaux de calcium mitochondrial dans la région d'intérêt (ROI) a indiqué en (B) traités par 10 mM d'ATP. (D) Série de rapport de pseudo (495:380 nm) des images d'une cellule HeLa exprimant mt -ratiométrique pericam traités avec 0,5 uM de staurosporine. Hétérogénéité de la réponse de calcium dans les mitochondries individuels est évident, ainsi que la fragmentation importante des mitochondries de 60 minutes. Certains ont mitochondries augmente oscillatoires en calcium (tête de flèche blanche), alors que d'autres ne montrent pas d'importants changements dans le niveau de calcium (tête de flèche jaune). (E) de quantification de l'augmentation des niveaux mondiaux de calcium mitochondrial dans une seule cellule HeLa après l'induction de l'apoptose par 0,5 uM de staurosporine.

Discussion

Nous présentons ici une méthode très simple pour mesurer le calcium mitochondrial mitochondrial aide ciblée pericam ratiométrique. Comme le montre la figure 1A, en utilisant la norme optiques grand champ sans déconvolution, il est possible de visualiser facilement des mitochondries dans les cellules HeLa individuels avec acceptables signal-bruit. C'est parce que les cellules HeLa, comme la plupart des cellules en culture, s'aplatissent de façon significative lorsque adhérente évitant la nécessité pour la microscopie confocale ou d'autres équipements spécialisés. Nous avons trouvé des résultats similaires dans les cellules Jurkat respectées poly-lysine lamelles revêtement 8. Contrairement aux méthodes d'utilisation de colorants, il est également possible de façon non invasive de surveiller les niveaux de calcium mitochondrial pendant des heures en utilisant des indicateurs de calcium génétiquement codés tels que ratiométrique pericam (figure 1E). Ceci est particulièrement important lors de l'analyse du calcium mitochondrial lors de la mort cellulaire. Par ailleurs, il est également possible de visualiser la fission / fragmentation des mitochondries au cours du processus apoptotique. Comme indiqué dans les figures 1D et E, le traitement des causes staurosporine une lente augmentation de calcium dans les sous-populations de sélectionner des mitochondries qui culmine à 20 minutes. Les taux de calcium redescendre concomitante avec la fragmentation mitochondriale avant de monter à nouveau deux heures après le traitement. Ceci est cohérent avec les ondes lentes en calcium cytosolique induite par le traitement staurosporine mesurée en utilisant Fura-2 9. Ainsi, d'importantes informations cinétiques peuvent être obtenus qui n'est pas possible avec les méthodes employant des mesures statiques. Bien que nous ayons présenté les rapports et les concentrations de calcium n'est pas dans la figure 1, il est possible d'étalonner le capteur in situ afin de calculer les niveaux de calcium absolue 4, 10. Une mise en garde importante à considérer est que pericam ratiométrique est sensible au pH 4, 10. Comme les deux niveaux de pH cytosolique et mitochondrial peut changer de façon spectaculaire lors de l'apoptose 11, c'est une considération importante. Le titrage de pH dans des régions isolées pericam exprimer mitochondries montrent que l'augmentation de [H +] d'émission des augmentations de pericam lorsqu'il est excité à 495 nm, avec peu d'effet sur ​​l'émission stimulée par excitation à 410 nm, une propriété qui a été exploitée pour mesurer simultanément le calcium mitochondrial et pH 12. Ainsi, de façon sélective le contrôle des émissions à 410 nm d'excitation fournit un moyen de surveiller le calcium non ratiometrically mitochondriale avec inquiétude réduite pour le pH. Enfin, le protocole présenté ici ne requiert que l'accès à un microscope standard avec des filtres à épifluorescence largement disponibles, ce qui rend cette technique accessible à la plupart des laboratoires.

Disclosures

Aucun conflit d'intérêt déclaré.

Acknowledgements

Nous tenons à remercier Atsushi Miyawaki de nous avoir fourni la construction d'expression ratiométrique-pericam-mt. Ce travail a été soutenu par des subventions GM081685 des National Institutes of Health (DB).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Inverted wide-field fluorescent calcium imaging microscope Nikon Instruments MEA53310 Any wide-field inverted microscope equipped with 380 nm/495 nm excitation filters and appropriate longpass and emission filter can be easily adapted to use this protocol.
Imaging Software Molecular Devices Metafluor
Attofluor cell chamber Invitrogen A-7816 Any imaging chamber for an inverted microscope which allows perfusion would suffice.
Lipofectamine 2000 Invitrogen 11668-019 Most transfection reagents/protocols would be appropriate for these studies
MitoTracker Red CMXRos Invitrogen M7512

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References

  1. Berridge, M. J., Lipp, P., Bootman, M. D. The versatility and universality of calcium signalling. Nat Rev Mol Cell Biol. 1, 11-21 (2000).
  2. Hajnoczky, G. Mitochondrial calcium signalling and cell death: approaches for assessing the role of mitochondrial Ca2+ uptake in apoptosis. Cell Calcium. 40, 553-560 (2006).
  3. Nagai, T., Sawano, A., Park, E. S., Miyawaki, A. Circularly permuted green fluorescent proteins engineered to sense Ca2. Proc Natl Acad Sci U S A. 98, 3197-3202 (2001).
  4. Rizzuto, R., Simpson, A. W., Brini, M., Pozzan, T. Rapid changes of mitochondrial Ca2+ revealed by specifically targeted recombinant aequorin. Nature. 358, 325-327 (1992).
  5. Miyawaki, A. Fluorescent indicators for Ca2+ based on green fluorescent proteins and calmodulin. Nature. 388, 882-887 (1997).
  6. Shimozono, S. Confocal imaging of subcellular Ca2+ concentrations using a dual-excitation ratiometric indicator based on green fluorescent protein. Sci STKE. pl4-pl4 (2002).
  7. Wozniak, A. L. Requirement of biphasic calcium release from the endoplasmic reticulum for Fas-mediated apoptosis. J Cell Biol. 175, 709-714 (2006).
  8. Boehning, D. Cytochrome c binds to inositol (1,4,5) trisphosphate receptors, amplifying calcium-dependent apoptosis. Nat Cell Biol. 5, 1051-1061 (2003).
  9. Csordas, G. Imaging interorganelle contacts and local calcium dynamics at the ER-mitochondrial interface. Mol Cell. 39, 121-132 (2010).
  10. Matsuyama, S., Llopis, J., Deveraux, Q. L., Tsien, R. Y., Reed, J. C. Changes in intramitochondrial and cytosolic pH: early events that modulate caspase activation during apoptosis. Nat Cell Biol. 2, 318-325 (2000).
  11. Jiang, D., Zhao, L., Clapham, D. E. Genome-wide RNAi screen identifies Letm1 as a mitochondrial Ca2+/H+ antiporter. Science. 326, 144-147 (2009).

Comments

6 Comments

  1. We believe that dynamic nature and signal to noise ratio of rhod² is much more sensitive than any other fluorescent protein indicators specifically aquerins and mito-pericam. Becuase dynamic basal mitochondrial Ca²+ following any mitochondrial protein silencing is completely masked using the above mentioned indicators. For example, upon ATP addition, there was a progressive accumulation of mitochondrial Ca²+ signal over the time but failed to show any efflux rate indicating that these indicators more complicated than rhod².

    Reply
    Posted by: Anonymous
    February 18, 2012 - 6:19 PM
  2. The spatio-temporal dynamics of mitochondrial calcium accumulation vary depending upon the stimulus and the cell type. For example, highly dynamic oscillatory calcium levels measured with ratiometric pericam are seen in Jurkat cells treated with Fas ligand (see reference 8 in the article and supplemental video which accompanies the paper). Thus, we do not feel the ratiometric pericam is limited in this respect.

    Reply
    Posted by: Darren B.
    February 27, 2012 - 2:11 PM
  3. I work with particulate matter air pollution at northwestern and would like to test whether exposure can change calcium release from the mitochondria. Is there a way to get the probe from you?
    Thanks

    Reply
    Posted by: Anonymous
    March 1, 2012 - 6:45 PM
  4. Please request the plasmid directly from Dr. Miyawaki here: http://cfds.brain.riken.jp/mta.html

    Reply
    Posted by: Darren B.
    March 3, 2012 - 5:16 PM
  5. Could you give more information on the anitboy selection used in the expression vector (ratiometric-pericam-mt) and what was the concentration added to the media (DMEM/FBS) 4 hours post transfection? I am also interetsed to learn how efficient this vector was in HeLa cells (70%)?
    Thank you!

    Reply
    Posted by: Holly H.
    June 21, 2012 - 4:35 PM
  6. Ratiometric pericam is in the pcDNA3.0 backbone, so amp selection in bacteria and G418 in eukaryotic cells. G418 concentration is empirically determined for each cell type. We generally utilize transient expression without selection, and easily achieve 70% transfection in HeLa cells using Lipofectamine²000. The part referenced in the protocol to "antibiotic free" during transfection and replacement after 4 hours is referring to penicillin/streptomycin present in all of our media. Removing pen/strep during transfection decreases toxicity. Hope this helps.

    Reply
    Posted by: Darren B.
    June 25, 2012 - 12:02 PM

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