手动约束和常见的化合物在小鼠和大鼠的给药途径

Biology
 

Summary

研究啮齿动物的安全和人道工作需要处理的核心竞争力和克制的方法。本文将介绍安全地处理和有效地管理化合物的小鼠和大鼠的基本原则。

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Machholz, E., Mulder, G., Ruiz, C., Corning, B. F., Pritchett-Corning, K. R. Manual Restraint and Common Compound Administration Routes in Mice and Rats. J. Vis. Exp. (67), e2771, doi:10.3791/2771 (2012).

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Abstract

能够安全,有效地抑制小鼠和大鼠进行研究的重要组成部分。小鼠和大鼠的自信和人道工作需要的基本能力,处理和克制的方法。本文将介绍安全地处理动物的基本原则。单手,双手,约束与特别设计的约束对象进行说明。通常情况下,另一部分使用动物的研究或测试的化合物对小鼠和大鼠的有效管理。虽然有大量的可能的给药途径(限于只的规模和器官的动物),最不经常使用的研究。此视频将说明几个较常见的路由,包括静脉内,肌内,皮下和口服灌胃。这篇文章的目的是揭露一个观众不熟悉这些技术的基本约束和物质给药途径。此视频不能取代必要的手在您的工厂培训,但为了增加和补充,培训。

Protocol

1。安全约束和柔和处理的动物实验过程中的一个关键部分

  1. 该视频被设计成的一个补充,以实际操作培训的机构提供的。
  2. 始终确保IACUC或伦理委员会的批准是在实验过程在开始任何地方。
  3. 每个人的工作协议应该知道程序批准该协议的细节,以及任何其他他们的工作。
  4. 轻轻的信心和处理方法的啮齿类动物的动物,但坚定。太粗糙处理的和暂时的办法,可能会导致咬伤或抓伤的处理或受伤的动物。
  5. 处理动物时,总有意外泄漏或动物被丢弃的可能性。大多数这些操作最好是在一个工作表面上进行的,这样,如果该动物被丢弃或逃逸,它是没有受伤,并且可以很容易地夺回。按照您的institutional有关动物接触地面的政策。
  6. 切勿处理动物的尾巴尖,因为这可能会导致在皮肤脱套伤的尾巴。大孕大鼠或小鼠,要特别小心。永远的尾巴,当你抬起,用另一只手支撑身体。
  7. 夏普针工作时,最好注射。虽然有时用于多次注射针实验室啮齿动物,这不是有许多原因,其中最重要的是经常使用的小计装置,针沉闷迅速告知。
  8. 与动物一起工作时,总是有可能被咬伤或抓伤。如果使用的一种物质或传染性病原体,可能会导致对人体的伤害,需要采取额外的预防措施,如操纵的动物或代理人在通风柜,生物安全柜。
  9. 温和的方法及驯化处理,然后再尝试的过程中可以还清动物,强调处理。
  10. 采取克制的态度,然后再尝试复合行政和管理物质控制动物在实验动物的做法。
  11. 经常练习这些技巧灌输的信任和信心,更好的处理结果,减少压力的动物,和更好的科学成果。
  12. 对于任何处理技术,如果动物是顽抗,尝试不同的技术。动物(和处理程序)也可能受益于把动物在笼子里,和稍后再次尝试。

2。手动约束

  1. 单手鼠标克制的
    1. 拿起鼠标基地的尾巴,把它放在笼盖,电线杆笼顶部,或类似的表面粗糙。
      1. 单手鼠标克制通常执行与非优势手,离开免费使用优势手。
      2. 一种替代方法,允许技术人员使用他们的实验室外套或制服套筒覆盖前臂定位动物之前克制。
    2. 塔克的基础3 和4 手指夹着尾巴,一边轻轻的尾巴上拉了回来。这会导致鼠标掌握的表面与四只爪子向前拉。
      1. 不要抓住老鼠的尾巴尖,特别是如果暂停他们的整个体重的尾巴。这可能会导致在其中的脱套伤皮肤的尾巴滑出。
    3. 接下来,用同一只手的尾巴,紧紧抓住鼠标的颈背。在基地附近的头,用食指和拇指抓住和延长鼠标的背部,将中指和无名指的把握下来。
      1. 请务必施加足够的压力,或不结实的,旋转或扭曲的克制,以防止鼠标在脖子上的皮肤,但不要拉扯皮肤如此紧密,动物不能呼吸。
      2. 头的控制是至关重要的。如果鼠标可以移动它的头,它可以达到处理器的手指,可能会咬。新手处理程序时,掌握鼠标的太远了后面,而不是后面的头骨,这可能会发生。
  2. 鼠标克制双手
    1. 提起鼠标由基座的尾部和地点笼盖,线棒的盖,或粗糙的表面上。
      1. 一种替代方法,允许技术人员使用他们的实验室外套或制服套筒覆盖前臂定位动物之前克制。
    2. 轻轻向后拉把握的尾巴上,鼠标表面有四只爪子,然后向前拉。
    3. 接下来,用另一只手迅速,坚定地掌握鼠标的颈背(见单手克制以上)。
    4. 在其他的尾巴,另一只手的颈背,拿起鼠标和掖基地之间的手掌和手指的手握住的颈背3 或4 的尾部。
      1. 单手的方法,紧紧抓住颈背,以防止扭曲或转动而没有把握,坚决,动物不能呼吸的鼠标。
      2. 如果鼠标,耐scruffing的,温柔的压力可以使鼠标的背部手向上移动一个更好的把握。
  3. 大鼠束缚; scruffing
    1. 一般鼠scruffing是进行了两次手,只有较小的影响。这不是一个常用的方法,因为老鼠少的承接问题比老鼠的scruffing,但它是有用的一些采血的情况。
    2. 抓住的大鼠与非优势手的尾巴,在粗糙表面(如上面所述的小鼠)轻轻向后拉。
      1. 是小心把握附近基地的尾巴,老鼠的尾巴皮肤脱落,如果掌握了尖端附近。
    3. 的尾巴紧紧握住的手,从后面接近的大鼠颈背。
      1. 对于examp乐,老鼠的尾巴,如果是在处理程序的左手,不接近老鼠从鼻子里到颈背它的右手。相反,达到了左手,从背后接近的颈背。
    4. 轻轻推压到后面的大鼠,在肩胛骨,然后抓住颈背接近基地的头骨之间的手指和手掌的手。
    5. 重要的是要防止咬伤头的控制。鼠咬,可能会导致严重的人身伤害。
    6. 大鼠可能说出时抑制这种方式。
  4. 大鼠束缚,握在肩上
    1. 优势手握住大鼠的尾巴,并在粗糙表面(如上面所述的小鼠)轻轻向后拉。
      1. 一种替代方法,允许技术人员使用他们的实验室外套或制服套筒覆盖前臂定位动物之前克制。
      2. 注意把握基地附近的尾巴,老鼠的尾巴皮肤约Ň如果掌握尖端附近的。
    2. 在老鼠的背上,从后面驶来,将非优势手。
    3. 周围的胸部,无名指,小指和拇指抓住老鼠。大鼠的头之间应该是食指和中指。
      1. 不压缩的胸部。
    4. 的大鼠可以用一只手保持以这种方式,如果身体稳定对处理程序。
  5. 大鼠束缚在肩下握
    1. 优势手握住大鼠的尾巴,并在粗糙表面(如上面所述的小鼠)轻轻向后拉。
      1. 一种替代方法,允许技术人员使用他们的实验室外套或制服套筒覆盖前臂定位动物之前克制。
      2. 是小心把握附近基地的尾巴,老鼠的尾巴皮肤脱落,如果掌握了尖端附近。
    2. 将非惯用手的R在回来了,从后面驶来。
    3. 周围抓住老鼠的胸部,右肩胛骨下。老鼠的前臂应该用拇指和食指轻轻向上推。
      1. 前臂应该跨下的老鼠的下巴,防止它咬。
      2. 不压缩的胸部。
    4. 的大鼠可以用一只手保持以这种方式,如果身体稳定对处理程序。
  6. Decapicone
    1. 一个Decapicone是一个灵活的,有孔的一端锥形一块薄薄的塑料。该洞是足够小,这样的小鼠或大鼠可以得到它的鼻子出了洞口,但不是身体的其他部位。
    2. 为了抑制动物,放置在Decapicone适当大小的小鼠或大鼠。
    3. 动物向前推,直到从孔中Decapicone它的鼻子突出。
    4. hold the bag在周围的尾巴关闭,或使用扎带在锥形密封的动物。
    5. 在有利的戈一个Decapicone是薄塑料允许通过该材料注射。
    6. 其缺点是,该材料不呼吸和动物可以成为过热。仅保留中的动物的Decapicone只要它需要执行该过程。
  7. 丙烯酸/硬质塑料限制器
    1. 塑料的约束装置是特别有用的,必须被存取时,该动物的尾巴。
    2. 这些可以购买商业或在实验室中。
    3. 大小应适当受到抑制的动物 - 动物无法转身的约束。
    4. 将动物固定装置的第一轻轻地抑制动物,然后释放它,头一,在开幕式的设备。
      1. 它可以帮助向上瞄准的设备,在笼子里,与啮齿类动物往往会争夺到一个安全的结构,如管。
    5. 将封闭件上的端的装置,当小心,不要破坏动物的尾巴,脚,或睾丸。
    6. 在限位花费的时间,因为动物可能会因过热最小化。
  8. 动物可能会受到限制,以及在其他方面,如包裹在一块小毛巾,或简单地拔罐交出的动物。技术可以被调整,以满足需要的动物和工人。一定要小心,以避免咬伤和抓伤和保护的动物,意外泄漏或从高处堕下。

3。复方管理办法“

  1. 这是没有一个详尽的清单和其他路由可能。此协议的目的示出了最常用的路由。其他航线可能需要麻醉的动物和给药后疼痛缓解。
  2. 无论使用的管理方法,确保所有材料都准备前抑制动物。
  3. 含水材料是更容易注入比厚的材料,如油基D类化合物。始终注入较厚的化合物非常缓慢,以避免从注射器针移位。
  4. 针头和注射器使用注意事项。
    1. 存放和妥善处理的注射器和针头。
    2. 如果您是使用注射器和针头,实践中处理,然后再尝试注入动物的注射器和注射。理想情况下,您将能够自信地用一只手操作的注射器和针头,留给其他的动物保持克制。一个稳定的手针运动降到最低,最大限度地减少组织损伤。
    3. 针有一个点,锥,轴和一个中心。注射器有一个前端,一个桶,和柱塞( 图1中a和b)。
    4. 针的大小规格和长度。 Gauge数较大,较小的针。小针头是很容易发生的消光(从尖端上形成的毛刺),并且不应该被用来刺穿多剂量小瓶( 图1c)。始终选择最短的针,将工作管理的化合物。
    5. 针被安装的注射器的前端,由轮毂。有些针筒锁定的提示。一定要确保牢固地连接到注射器的针。
    6. 针最好是插入动物与斜面向上,特别是用于静脉内注射。
    7. 切勿回顾一下针头。这是一种常见的针头刺伤的原因。正确处理针头和注射器在标有锐器容器。如果针头必须重述,设备( 图1 D)。
  5. 鼻内(IN)
    1. 抑制动物如上所述。
    2. 使用注射器或移液器,放置一个小的材料量,在鼻孔的动物被吸入。
    3. 关注消失鼻孔的材料。
    4. 必要时重复操作,直到所需的卷已被管理。
  6. 肌肉注射(IM)
    1. 抑制次Ê动物如上所述。确保一个动物的后腿是自由和稳定的喷射。约束可能需要两个人。如果动物在注射过程中,可以踢从针会导致肌肉损伤。
    2. 针应垂直于插入动物的皮肤。使用一个大小合适的注射器和针头,插入针大致锥深,并注入到动物的股四头肌(大腿前面的)或大腿外侧肌肉质量的材料。
    3. 不要注入后的肌肉质量,因为它有可能损伤坐骨神经。
    4. 如果动物来接收多个的IM注射,两腿交替。
  7. 腹腔内(IP)
    1. 抑制动物如上所述。
    2. 提示动物的鼻子朝向地板,露出腹部注射。
    3. 找到动物的中线和精神腹部划分成象限( 图2)。较低的象限,特别是动物的右下象限,腹腔注射相应的站点。
      1. 右下象限被选择因缺乏解剖学上的重要结构。
    4. 使用一个大小合适的注射器和针头,注射到动物的材料。
    5. 如果动物是收到重复的IP注射,注射部位轮流。
  8. 皮下(SC,SQ)
    1. 抑制动物如上所述。必须抑制松散,足以使皮肤可能调动的动物。
    2. 如果动物皮下注射常规处理后,不使用的颈背(颈背)。相反,使用的背臀部或侧面的皮肤上。如果动物是接收多个的SC注射剂,注射的备用站点。
    3. 抓住肌肤,轻轻向上拉,一个“帐篷”。
      1. 如果单独进行注射,插入针,轻轻吨的耳鼻喉科皮肤与针向上,以确认针头是在皮下空间。
    4. 使用一个大小合适的注射器和针头,在30-45°角插入针到帐篷皮肤,并注入材料。平行和离开注入从手指向上保持皮肤。
    5. 如果注入成功,将看到皮肤下的小肿。
    6. 注射后,应用温和的压力的材料,以防止回流。
  9. 皮内(ID)
    1. 对于皮内注射,动物经常剃使皮肤可以看出。
    2. 多个皮内注射的动物的约束可能是困难的。在这种情况下,化学镇静可能是必要的。 ID注射的网站是一样的SC。
    3. 在15-30°角,将一个大小合适的针刺入皮肤。中针会不会很远的插入和注射应符合再抗性。
      1. 另一种方法是在一个很浅的角度轻轻捏相邻的注射部位的皮肤和插入针。在小鼠体内,这是非常有用的,因为它可以防止它们从在注射过程中移动。
    4. 如果注入是成功的,一个小的滤过泡将可以看出。这将是比周围的皮肤苍白。
    5. 注射后,应用温和的压力的材料,以防止回流。
  10. 血管内(IV)的
    1. 左侧和右侧的侧尾静脉,在小鼠和大鼠中使用的最常见的血管访问路径。
    2. 在小鼠和大鼠其他血管通道是可能的,但一般需要镇静和注射后疼痛缓解。
    3. 尾静脉注射,抑制动物在Decapicone或塑料啮齿动物限制器。
    4. 灯光下,或者在一个受保护的加热装置,将动物的尾巴。这将促使血管扩张,从而更容易注入。
      1. 不要过热的动物。
      2. 对于大型雄性大鼠​​,清洁皮肤鳞片脱落的尾巴,以便更好地可视化的静脉。清洗应该是温和的,所以不会磨损皮肤。
    5. 的前端与非优势手握住动物的尾巴。这将拉直的尾巴。
    6. 旋转尾¼转而将背部的尾静脉更容易注入。动物有两个横向尾静脉和腹侧尾动脉( 图3)。
    7. 方法用针在15-20°角的尾部。尾巴的远侧部分的开始时间。
      1. 静脉针浅,不应该被插入远远超出伞。
      2. 如果喷射开始为尽可能向远侧,有尝试更未损坏的静脉注射剂,应在第一次尝试失败。
    8. 注入的材料。一个成功的喷射将导致进入静脉,没有材料电阻和热烫的尾静脉注射的持续时间。
      1. 不要吸,因为这将折叠静脉注射前。
      2. 静脉穿刺部位注射后的温柔的压力,防止出血。
    9. 在一个不成功的喷射,该材料中不容易流动。相反,尾部皮肤将灼过,或在所有的材料不能被注入。
  11. 灌胃给药(口服灌胃)
    1. 只有执行内敛,清醒动物灌胃。麻醉或镇静吸入的危险性增加(材料无意中进入肺部)。
    2. 选择一个适当大小的口服喂食针的使用。这些针有球结束时的技巧,以防止其通过进气管。
    3. 可以通过受限制的动物和测量从嘴角需要的长度。球尖端的馈送针应达到动物的最后一次肋(<强>图4)。针距是由动物的重量来确定。
    4. 抑制的动物,所以,它的头部和身体在一条直线,垂直线。这拉直食道,允许更容易通路馈送针。
    5. 到动物的嘴,在舌针插入球尖端。一旦针很到位,使针头和注射器,轻轻抵住上颚,所以动物的鼻子是朝向天花板。
      1. 在大鼠中的针可能需要稍微被重定向,因为它通过后面的喉咙。针的任何紧张局势表示需要调整位置
    6. 继续通过针,直到达到预定的距离。针容易通过,和动物不应该喘气或窒息。
    7. 管理的实质。它应该流进肚子里。如果有阻力或动物的喘息声,电抗器,或变成蓝色,立即停止并不再需要勒。可能需要的动物吸气安乐死,取决于被给药的化合物。

4。代表性的成果

当动物被正确处理,动物和处理程序有一个最小的应力。处理程序不被咬伤或抓伤,和动物的人道的待遇和胜任处理。化合物施用到组织的损伤最小,并通过正确的路由为尽可能的小动物的不适。

如果调查处理的动物,一个小的毛绒动物可能会有帮助。也有动物模拟器可用于一些技巧,如浩贤大鼠。对于许多研究者,很少有机会与动物一起工作之前,熟悉的针头和注射器。的针和注射器的代表性的部位,在图1A和1B中示出。在动物首次注入之前,它可能是有用的练习注射前与动物一起工作。非常细的针,比如28和30 g,很容易被破坏。如果退出多用小瓶的物质,为此目的而使用较粗的针,然后取而代之的是较小的注射针头。一个毛刺的针被认为是在图1C。基本的安全预防措施,工作时,应采取用针,如不重述用过的针头。, 图1D表示的针recapper在使用。这可以是有价值的调查需要移除针,例如,明确的血液从注射器当血液通过针推压时,看到没有溶血。

腹腔注射和尾部的典型结构的图2和图3示出的地标,示出用于注射的目标, 图4提供了适当大小灌胃针的例子。灌胃针应达到的一个口nimal最后一根肋骨下方。

图1
图1:A)和B)针注射器部件,贴上标签。 C)的毛刺引起的重复放置针插入一个多用小瓶上针。 D)使用的针recapper在。

图2
图2。象限腹部。只有注入到较低的两个象限,优先在右下腹。

图3
图3的尾部的横截面示意图,示出的动脉和静脉的骨性和tendenous结构的关系。

图4
图4。在大鼠灌胃针头大小。 A)灌胃针离子克。 B)适当大小的灌胃针。 C)灌胃针测量太短,D),触诊,以确定适当的灌胃针头大小的最后一根肋骨。

鼠标
路线 推荐量 推荐的针的规格和长度 推荐量 推荐的针的规格和长度
鼻内1 5-25微升 N / A 5-25微升 N / A
肌内1,2 0.00005毫升/克 <23克,0.5至0.75中 0.1毫升/千克 <21克,0.5至0.75,在
腹腔1,2 0.02毫升/克 <21克,0.75至1中 10毫升/公斤 <21克,0.75至1中
皮下1,2 0.01毫升/克 <22克,0.5至1, 5毫升/公斤 <22克,0.5至1,
皮内1 0.05-0.1毫升 <26克,0.5英寸 0.05-0.1毫升 <26克,0.5英寸
静脉1,2 0.005毫升/克-0.025毫升/克* <25克,0.75至1中 ml/kg-20 5毫升/公斤* <23克,0.75至1
口服灌胃1,2 0.01毫升/克 20-22克喂食针 5-10毫升/公斤 16-20克喂食针

第一个数字是体积上约1分钟静脉注射。第二体积的体积,可以给出在5-10分钟缓慢输注。

Discussion

该协议应被看作是介绍动物的处理和内容管理意味着补充双手上在研究者的设施提供的培训。物质管理的路线,在实验设计中应考虑和研究方案或伦理委员会的协议写入时将使用的手段约束。

在动物相关程序的培训研究的成功是至关重要的。要执行实验,动物必须由研究人员来处理,更好的动物处理,强调了动物3。习惯的动物,以温和的人接触,可以减轻压力,使动物更容易处理的研究课题4,5。处理压力已被证明是影响某些类型的研究6,它可以影响其他人也有可能。约束的啮齿动物,应仔细完成,但公司处理(暂定抓地力是很容易造成人身伤害的啮齿动物和处理程序),并应在最短的时间实际。约束的方法的基础上的动物的大小,通常是选择或寻求访问。例如,处理成年大鼠的颈背,尽管是可能的,往往会遇到强大的阻力的影响,特别是如果处理程序是没有经验的。用手按住鼠标或​​大鼠可以使困难,往往选择的约束装置尽可能保持保持动物的访问到尾静脉。

当研究人员处理的动物,它们经常寻求管理,为进一步研究的化合物或生物。管理物质的途径可影响吸收,生物利用度和适用性的实验。熟悉各种途径为研究人员提供的最好的方式为他们的研究能力管理他们的物质。例如,一个路由促进快速吸收的一种物质(如静脉内或腹膜内),不应该使用如果研究者要管理的物质在一个较慢的作用的方式。量,设备和溶质的一些技巧和注意事项的最近的评论可能会被发现的两篇文章中,特纳等人。1,7

每当物质是被给予到实验室啮齿动物,应考虑的设备和体积的物质(在表1中概述)为适当的尺寸。大小的设备或大量不当可能会导致不适,人身伤害或死亡的动物。一般来说,胃肠外给药的物质是无菌的,但其中的研究目标,这是不可能的( 细菌研究)。化合物和生物制剂应该是在溶质中或车辆,将有至少对动物。甲生理pH(7.3 -7.4)通常是良好的,特别是接受皮下,肌内,和intraperitoneal路线。非生理的pH值,在由这些路线管理的物质可能会导致疼痛或坏死和组织损伤。更广泛的范围内的pH值耐受性,灌胃和静脉内给药7。在小型啮齿动物,另一个重要的考虑是让人不寒而栗,如果大量的室温流体的可能性。如果液体,静脉注射或腹腔注射,尤其是在生病的动物的支持,他们应该被加热到人体温度(37°C)。

在本协议中所讨论的给药途径,常用的许多研究计划,是简单的高手,一般不需要麻醉。几乎是无限的各种不同的给药途径是可能的,但是,包括颅内,椎管内硬膜外麻醉,气管内,骨内和关节内的名字,但一些。在这些专门的给药途径的培训,应寻求从人的who有路线的丰富的经验和良好的成果。

在啮齿类动物,鼻内途径通常用于研究物质通过引入到肺部的更“自然”;比气管内滴注方法。大鼠和小鼠是专鼻子呼吸,从而诱使他们吸入极少量的流体并不难,即使是在有意识的动物。由于鼻粘膜的血管,鼻腔给药的一些物质可以提供类似静脉给药。这条路线不建议过敏性鼻炎的动物,但是,因为这可能会影响吸收。管理大量鼻内途径的尝试,可能会导致呼吸困难或溺水的动物。

肌肉注射提供快速吸收的物质。由于其体积小,相应的小肌肉群在大鼠和小鼠肌肉注射是具有挑战性的。它们执行在后腿第由于坐骨神经损伤的潜力,股四头肌肌肉的选择。

虽然两者的皮下和​​皮内途径涉及的皮肤,有放置在皮肤与皮下组织的物质的生物利用度之间的差异。皮下注射通常被认为是“沉积”的路线,比其他路线,如静脉或腹腔吸收较慢。皮内给药用于非常小的体积的物质,典型的如佐剂抗原混合物的免疫刺激物质。在这两种情况下,给药的物质应该是生理pH值和无刺激性的。皮内或皮下注射不应在颈背执行,因为这是一种常用的用于抑制啮齿动物的站点。

静脉注射和腹腔给药通常被认为是等同于啮齿动物。静脉内给药的剂量提供更多的RAPID吸收的化合物,然而,腹腔内给药时,应考虑大致相当于口服给药8。应采取腹腔注射的化合物,因为它们可能会引起疼痛,如果不正确的缓冲。静脉注射,管理在啮齿类动物中常见的途径是通过尾静脉注射。如果需要,慢性静脉内给药的一种物质注入静脉或动脉插管应予以考虑。无菌静脉给药应交付的物质,被证明是安全管理静脉注射。例如,可能会引起溶血,血栓形成或血管炎的物质不适合于静脉内给药。

胃内或口腔管饲法路由经常被用来模仿在人类中的一个共同的给药路线。它也允许精确计量的物质相比,口服通过食物或水。化合物的生物利用度会根据进料/空腹状态下的动物,以及化合物或生物的溶质或车辆的管理,通过灌胃。 ,灌胃或喂食针应是正在使用适当大小的动物,应清洗干净的动物,如果一次性灌胃针是不实际的。通过灌胃造成的伤害并不少见,包括该物质沉积到肺或胃或食道破裂。培训应该由经验丰富的党的监督,并承诺在实施安乐死的动物,然后再灌胃对清醒动物的麻醉动物(将被安乐死)前尝试。第一次灌胃尝试对清醒动物应包括中等大小的动物和少量的一种物质,如盐水,将不会造成伤害,如果该程序就会出差错。动物应被密切评估窘迫的迹象,如喘气,脸色发青,出血,唾液过多,灌胃和安乐死,如果有必要。如果euthanasia是必需的,动物的,应验尸,以确定灌胃程序失败的原因。

Disclosures

作者是查尔斯河的员工。

Acknowledgments

研究提出支持的查尔斯河。

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Needles Various Various Needles are sold by both gauge and length. Check both before ordering.
Syringes Various Various Always choose an appropriate size for the volume to be administered.
DecapiCones Braintree Scientific DC-200, DCL-120, MDC-200 Available in mouse and rat sizes.
Rodent restrainer Harvard Apparatus, Braintree Scientific, Plas-Labs, others Available in clear Plexiglas, adjustable plastic, and sized for mice and rats.
50 ml conical tube Various
Feeding needles VWR, Popper and Sons Various Fit the needle gauge and length to the animals as described above. Both disposable and reusable feeding needles are available.

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References

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7 Comments

  1. Hi,
    What is the possibility that I could request a DVD of the mouse handling training video. I will use it for training purposes at uconn.
    Thank you
    Janet

    Reply
    Posted by: Janet T.
    October 25, 2012 - 8:17 AM
  2. Hello Janet,

    Thank for viewing the video article and we're delighted to hear you found it to be helpful.

    Our goal is to provide the video via joVE so it can be accessed from any site as needed. You can certainly link directly to the article for your internal trianing needs, but at this time we are not offering the video in other formats including DVD/CD. If that changes, I have your contact inforamation and will follow up with you.

    Regards

    Elton

    Reply
    Posted by: Elton M.
    October 26, 2012 - 12:35 PM
  3. This video is a great tool for the training of technicians and graduate students. It is accessible and easy to follow for people that are more comfortable with visual training.

    Reply
    Posted by: Rana S.
    January 30, 2014 - 1:25 PM
  4. I can not download this video what is the problem ?

    Reply
    Posted by: maryam s.
    June 10, 2014 - 1:28 AM
  5. please send me this video to my email .i can not download it

    Reply
    Posted by: maryam s.
    June 10, 2014 - 1:29 AM
  6. How do i download the video?It is great for teaching purposes.

    Reply
    Posted by: Dotte Chegu A.
    September 12, 2014 - 3:39 AM
  7. Hi,
    I have seen your video administration in rodents by different routes and handling. Really, I found it very useful in my work and thanks a lot. In the video you have shown administration for all the routes except Intra-articular route. Intra-articular drug injection is very important for my studies could you please update that video also. It would be very helpful for me.

    Thanks and regards
    Mukesh Dhanka

    Reply
    Posted by: Mukesh D.
    September 9, 2016 - 10:21 AM

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