Sujeción manual y de las rutas de la administración del compuesto en ratones y ratas

Biology
 

Summary

Trabajar con seguridad y humanamente con los roedores de investigación requiere una competencia básica en métodos de manipulación y sujeción. En este artículo se presentan los principios básicos que se requieren para manejar con seguridad y eficacia administrar compuestos a ratones y ratas.

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Machholz, E., Mulder, G., Ruiz, C., Corning, B. F., Pritchett-Corning, K. R. Manual Restraint and Common Compound Administration Routes in Mice and Rats. J. Vis. Exp. (67), e2771, doi:10.3791/2771 (2012).

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Abstract

Ser capaz de reprimir con seguridad y eficacia ratones y ratas es una parte importante de la realización de investigaciones. Trabajar con seguridad y humanamente con los ratones y las ratas requiere un conocimiento básico de los métodos de manipulación y sujeción. En este artículo se presentan los principios básicos necesarios para manejar con seguridad los animales. Con una sola mano, a dos manos, y la restricción de objetos de sujeción especialmente diseñados se ilustra. A menudo, otra parte de la investigación o el uso de pruebas de los animales es la administración efectiva de los compuestos a ratones y ratas. Aunque hay un gran número de posibles vías de administración (limitado sólo por el tamaño y órganos del animal), la mayoría no se utilizan regularmente en la investigación. Este vídeo se ilustran varias de las rutas más comunes, incluyendo la administración intravenosa, intramuscular, subcutánea, y una sonda oral. El objetivo de este artículo es exponer un espectador familiarizado con estas técnicas a la restricción básica y vías de administración de sustancias. Este videono reemplaza práctica requeridas capacitación en sus instalaciones, pero tiene la intención de aumentar y complementar la formación.

Protocol

1. Sujeción segura y suave manejo de los animales es una parte clave de los procedimientos experimentales

  1. Este video está diseñado para ser un complemento a la formación práctica recibida por su institución.
  2. Asegúrese siempre de que IACUC o aprobación del comité de ética está en su lugar antes de comenzar cualquier procedimiento experimental.
  3. Cada persona que trabaja en un protocolo debe conocer los detalles de los procedimientos aprobados para ese protocolo, y cualquier otro en el que están trabajando.
  4. Acércate a los roedores con confianza y manejar a los animales suavemente, pero con firmeza. Tanto demasiado tosco manejo y enfoques tentativos puede dar lugar a mordeduras o rasguños en el controlador o lesiones al animal.
  5. Al manipular los animales, siempre existe la posibilidad de liberación accidental o el animal caído. La mayoría de estas manipulaciones se realizan mejor sobre una superficie de trabajo de modo que si el animal se deja caer o se escapa, no se lesiona y puede ser fácilmente recuperado. Siga su instituciónpolíticas institucionales relativas a los animales que entran en contacto el suelo.
  6. Nunca manejar los animales por la punta de la cola, ya que esto puede resultar en una lesión degloving de la cola. Tenga especial cuidado con las grandes ratas o ratones embarazadas. Siempre use la otra mano para sostener el cuerpo mientras levanta por la cola.
  7. Agujas afiladas funcionan mejor cuando la aplicación de inyecciones. Aunque agujas para roedores de laboratorio se utilizan a veces para inyecciones múltiples, esto no es aconsejable para un número de razones, una de las cuales es que el calibre pequeño a menudo se utiliza significa que las agujas sin punta rápidamente.
  8. Ser mordido o arañado es siempre una posibilidad cuando se trabaja con animales. Si se trabaja con una sustancia o un agente infeccioso que puede causar daños a los seres humanos, tomar precauciones adicionales, tales manipular animales o agentes en vitrinas o armarios de bioseguridad.
  9. Enfoques suaves y aclimatación antes de intentar manipular a un procedimiento puede pagar en los animales que están menos estresados ​​por la manipulación.
  10. Práctica de retención antes de intentar la administración del compuesto, y en la práctica la administración de sustancias para el control de los animales antes de animales de experimentación.
  11. La práctica de estas técnicas regularmente da confianza y la confianza en los resultados de un mejor manejo, los animales de menos estresados, y mejores resultados científicos.
  12. Con cualquier técnica de manipulación, si el animal es recalcitrante, pruebe con una técnica diferente. El animal (y controlador) también pueden beneficiarse de poner el animal en la jaula y tratando de nuevo más tarde.

2. Restricción Manual

  1. Una mano del ratón moderación
    1. Levante el ratón por la base de la cola y colocarlo en la tapa jaula, alambre barra superior jaula, o una superficie áspera similar.
      1. Una restricción ratón de mano se realiza generalmente con la mano no dominante, dejando la otra mano libre para el uso dominante.
      2. Un método alternativo permite al técnico a utilizar su bata de laboratorio o manguito uniforme que cubre el antebrazo para posicionar elanimal antes de la restricción.
    2. Meta la base de la cola entre el 3 º y 4 º dedo, mientras que suavemente tirando de la cola. Esto hará que el ratón para agarrar la superficie con las cuatro patas y tire hacia adelante.
      1. No agarre ratones por la punta de la cola, especialmente si la suspensión de su peso del cuerpo entero por su cola. Esto puede causar una lesión de disección en la que la piel de la cola se desliza.
    3. A continuación, sujete firmemente el ratón por la piel con la misma mano que sujeta la cola. Sujete con el dedo índice y el pulgar cerca de la base de la cabeza y extender el alcance por la espalda del ratón mediante la incorporación del medio y anular.
      1. Asegúrese de aplicar la presión justa, o la firmeza de la piel alrededor del cuello para evitar que el ratón se convierta o torsión de la restricción, pero no tire de la piel con tanta fuerza que el animal no puede respirar.
      2. El control de la cabeza es crucial. Si elratón puede mover la cabeza, se puede llegar a los dedos del controlador y puede morder. Esto puede ocurrir cuando los controladores noveles comprender el ratón demasiado lejos en la parte de atrás, en lugar de a la derecha detrás de la cabeza.
  2. Ratón restricción a dos manos
    1. Levante el ratón por la base de la cola y colocar en la jaula tapa, tapa barra de alambre o una superficie áspera.
      1. Un método alternativo permite que el técnico utilice su bata de laboratorio o manga del uniforme que cubre el antebrazo para colocar el animal antes de la restricción.
    2. Tire suavemente hacia atrás en la cola y el ratón captar la superficie con cuatro patas y tire hacia adelante.
    3. A continuación, con la otra mano rápidamente y sujete firmemente el ratón por la piel del cuello (ver una moderación manos arriba).
    4. Con la cola en una mano y el pescuezo en el otro, levante el ratón y meter la base de la cola entre la palma y el dedo ª 3 ª o 4 de la mano que sostiene la nuca.
      1. Al igual que con el método de una sola mano, sujete firmemente la nuca para evitar que el ratón se tuerza o gire mientras no agarrar tanta firmeza que el animal no puede respirar.
      2. Si el ratón es resistente a Scruffing ligera presión en la parte posterior del ratón puede permitir que la mano se mueva hacia arriba para un mejor agarre.
  3. Restricción de rata; Scruffing
    1. Scruffing rata se realiza generalmente a dos manos, y sólo en pequeñas ratas. No es una técnica comúnmente utilizada porque las ratas son menos de aceptar Scruffing que los ratones, pero es útil en algunas situaciones de recogida de sangre.
    2. Agarre la rata por la cola con la mano no dominante y tirar ligeramente hacia atrás sobre una superficie rugosa (como se describió anteriormente para los ratones).
      1. Tenga cuidado de captar cerca de la base de la cola, como la piel de la rata de cola puede desprenderse si captado cerca de la punta.
    3. Sostenga firmemente la cola en la mano y acercarse a la nuca de la rata de la parte trasera.
      1. Para example, si la cola de la rata está en la mano de los prestadores de izquierda, no se acercan a la rata de la nariz al pescuezo con la mano derecha. En su lugar, llegar a más de la mano izquierda, y acercarse a la nuca por detrás.
    4. Aplicar una presión suave a la parte posterior de la rata, en los omóplatos, luego agarrar la nuca cerca de la base del cráneo, entre los dedos y la palma de la mano.
    5. El control de la cabeza es importante evitar las picaduras. Mordeduras de rata puede causar lesiones graves.
    6. Las ratas pueden vocalizar cuando restringido de esta manera.
  4. Restricción de rata, el agarre del hombro
    1. Agarre la rata por la cola con la mano dominante y tirar ligeramente hacia atrás sobre una superficie rugosa (como se describió anteriormente para los ratones).
      1. Un método alternativo permite que el técnico utilice su bata de laboratorio o manga del uniforme que cubre el antebrazo para colocar el animal antes de la restricción.
      2. Tener cuidado de captar cerca de la base de la cola, como ca la piel de la cola de ratan salir si captado cerca de la punta.
    2. Coloque la mano no dominante sobre la espalda de la rata, que se acerca por detrás.
    3. Sujete la rata alrededor del tórax con el dedo anular, meñique y pulgar. La cabeza de la rata debe estar entre el índice y el dedo medio.
      1. No comprima el tórax.
    4. La rata se hace de esta manera con una sola mano, si el cuerpo está estabilizado contra el controlador.
  5. Restricción de rata, bajo el dominio hombros
    1. Agarre la rata por la cola con la mano dominante y tirar ligeramente hacia atrás sobre una superficie rugosa (como se describió anteriormente para los ratones).
      1. Un método alternativo permite que el técnico utilice su bata de laboratorio o manga del uniforme que cubre el antebrazo para colocar el animal antes de la restricción.
      2. Tenga cuidado de captar cerca de la base de la cola, como la piel de la rata de cola puede desprenderse si captado cerca de la punta.
    2. Coloque la mano no dominante sobre el ren la espalda, acercándose por detrás.
    3. Sujete la rata alrededor del tórax, justo debajo de los hombros. Antebrazos de la rata se presiona suavemente con el pulgar y el dedo índice.
      1. Los antebrazos deben cruzar bajo la barbilla de la rata, evitando que morder.
      2. No comprima el tórax.
    4. La rata se hace de esta manera con una sola mano, si el cuerpo está estabilizado contra el controlador.
  6. Decapicone
    1. Un Decapicone es un flexible, en forma de cono de plástico delgado con un agujero en un extremo. El agujero es lo suficientemente pequeño para que el ratón o rata puede obtener su nariz fuera del agujero, pero no el resto del cuerpo.
    2. Para sujetar al animal, colocar el ratón o rata en un Decapicone de tamaño adecuado.
    3. Empujar al animal hacia adelante hasta que su nariz sobresale del agujero en la Decapicone.
    4. , O bien mantener la bolsa cerrada alrededor de la cola, o usar un sujetador de alambre para sellar el animal en el cono.
    5. El Advantage de un Decapicone es que el plástico delgado permite inyecciones a través del material.
    6. La desventaja es que el material no respira y animales pueden sobrecalentarse. Sólo mantener a un animal en una Decapicone durante el tiempo que se tarda en realizar el procedimiento.
  7. Acrílico / plástico rígido restrainer
    1. Dispositivos de sujeción de plástico son particularmente útiles cuando la cola del animal se debe acceder.
    2. Estos se pueden comprar comercialmente o producir en el laboratorio.
    3. El tamaño debe ser adecuado para el animal a ser restringida - el animal no debe ser capaz de dar la vuelta en la moderación.
    4. Colocar al animal en el dispositivo de sujeción por primera restricción al animal suavemente, y luego soltándolo, de cabeza, en la apertura del dispositivo.
      1. Puede ayudar a dirigir el dispositivo hacia arriba a través de la jaula, como los roedores suelen trepar a una estructura segura, como un tubo.
    5. Coloque el cierre en el extremo de ladispositivo, teniendo cuidado de no dañar la cola del animal, los pies, o testículos.
    6. Minimizar el tiempo gastado en inmovilización ya que los animales pueden sobrecalentarse.
  8. Los animales pueden estar restringidos en otras maneras, como por envolver en una toalla pequeña, o simplemente por ahuecamiento una mano sobre el animal. Las técnicas pueden ser ajustados para satisfacer las necesidades de los animales y el trabajador. Siempre tenga cuidado para evitar las picaduras y arañazos y asegurar al animal de la liberación accidental o caídas de altura.

3. Métodos compuestos Administración

  1. Esto es de ninguna manera una lista exhaustiva y otras rutas son posibles. Este protocolo tiene por objeto ilustrar las rutas más utilizadas. Otras vías pueden requerir anestesia del animal y después de la administración de alivio del dolor.
  2. Independientemente del método de administración utilizado, asegúrese de que todos los materiales estén preparados antes de sujeción de los animales.
  3. Materiales acuosos son más fáciles de inyectar de materiales más gruesos, tales como aceite de based compuestos. Siempre inyecte más gruesos compuestos muy lentamente para evitar que se desprenda de la aguja de la jeringa.
  4. Generales de agujas y jeringas consideraciones de uso.
    1. Siempre guarde y desechar las jeringas y las agujas correctamente.
    2. Si usted es nuevo en el uso de jeringas y agujas, la práctica el manejo de la jeringa e inyectar antes de intentar inyectar un animal. Idealmente, usted será capaz de manipular con seguridad la jeringa y la aguja con una mano, dejando la otra para la restricción del animal. Una mano firme minimiza el movimiento de la aguja que minimiza el daño a los tejidos.
    3. Agujas tienen un punto, un bisel, un eje, y un concentrador. Jeringas tiene una punta, un barril, y un émbolo (Figura 1 A y B).
    4. Las agujas son clasificados por calibre y longitud. Cuanto mayor sea el número de calibre, la más pequeña de la aguja. Pequeñas agujas son muy propensos a embotamiento (a partir de la formación de una rebaba en la punta) y no debe ser utilizado para perforar viales de dosis múltiples (Figura 1 C). Elija siempre elmás corto aguja que funcione a administrar el compuesto.
    5. La aguja está unida a la punta de la jeringa por el concentrador. Algunos han jeringas bloqueo consejos. Asegúrese siempre de que la jeringa esté firmemente pegado a la aguja.
    6. Las agujas se insertan en el mejor de los animales con el bisel hacia arriba, especialmente para inyecciones intravenosas.
    7. Nunca vuelva a tapar las agujas a mano. Esta es una causa común de lesiones por pinchazo de aguja. Deseche las agujas y jeringas debidamente en la etiqueta para objetos cortopunzantes. Si las agujas deben ser recubiertas, los dispositivos están disponibles (Figura 1 d).
  5. Intranasal (IN)
    1. Sujetar al animal como se describió anteriormente.
    2. Usando una jeringa o pipeta, colocar una pequeña cantidad del material a ser inhalado en los orificios nasales de los animales.
    3. Tenga cuidado con el material a desaparecer en las fosas nasales.
    4. Repetir si es necesario hasta que el volumen deseado se ha administrado.
  6. Intramuscular (IM)
    1. Reprime ªe animal como se ha descrito anteriormente. Asegúrese de que una de las patas traseras del animal es libre y estabilizado para la inyección. Restricción puede llevar a dos personas. Si el animal puede expulsar durante la inyección, daño muscular de la aguja resultará.
    2. La aguja debe ser insertada perpendicularmente a la piel del animal. Usando una jeringa de tamaño apropiado y una aguja, insertar la aguja aproximadamente bisel de profundidad y inyectar el material en los cuádriceps de un animal (la parte frontal del muslo) o la masa muscular del muslo lateral.
    3. No se inyecte en la masa muscular posterior, ya que es posible dañar el nervio ciático.
    4. Si los animales han de recibir múltiples inyecciones IM, las piernas alternativos.
  7. Intraperitoneal (IP)
    1. Sujetar al animal como se describió anteriormente.
    2. Punta de la nariz del animal hacia el suelo, exponiendo el abdomen para inyección.
    3. Localice la línea media del animal y mentalmente dividir el abdomen en cuadrantes (Figura 2). Cuanto más bajocuadrantes, especialmente del animal cuadrante inferior derecho, son los lugares apropiados para la inyección intraperitoneal.
      1. El cuadrante inferior derecho se elige debido a la falta de estructuras anatómicamente importantes.
    4. Usando una jeringa de tamaño apropiado y la aguja, inyectar el material en el animal.
    5. Si los animales son para recibir repetidas inyecciones IP, alternar el sitio de la inyección.
  8. Subcutánea (SC, SC)
    1. Sujetar al animal como se describió anteriormente. El animal debe ser restringido sin apretar lo suficiente para que la piel puede movilizarse.
    2. Si los animales han de ser manejadas normalmente después de la inyección SC, no utilice el pescuezo (nuca). En su lugar, utilizar la piel en el lomo dorsal o el flanco. Si los animales han de recibir múltiples inyecciones SC, sitios alternos de inyección.
    3. Agarre la piel y tire de él hacia arriba, haciendo una "tienda de campaña".
      1. Si se realiza la inyección en solitario, inserte la aguja y t suavementeent la piel con la aguja hacia arriba para confirmar que la aguja se encuentra en el espacio subcutáneo.
    4. Usando una jeringa de tamaño apropiado y la aguja, inserte la aguja en un ángulo de 30-45 ° en la piel de tiendas de campaña, e inyectar el material. Inyectar paralelo a y lejos de los dedos que sostienen los piel hacia arriba.
    5. Si la inyección se realiza correctamente, una pequeña inflamación debajo de la piel se verá.
    6. Después de la inyección, aplique una presión suave para evitar el reflujo del material.
  9. Intradérmica (ID)
    1. Para las inyecciones intradérmicas, los animales a menudo se afeitó para que la piel puede ser visto.
    2. Restricción del animal para múltiples inyecciones intradérmicas puede ser difícil. En ese caso, la sedación química puede ser necesario. Los sitios de las inyecciones de ID son las mismas que las de la AD.
    3. Insertar una aguja de tamaño apropiado en la piel en un ángulo de 15-30 °. La aguja no se inserta muy lejos y la inyección debe cumplir con los reresistencia.
      1. Un enfoque alternativo es apretar suavemente la piel adyacente al sitio de inyección e introducir la aguja en un ángulo muy poco profunda. Esto es útil en los ratones, ya que les impide moverse durante el proceso de inyección.
    4. Si la inyección es exitosa, una vesícula pequeña se verá. Será más pálida que la piel circundante.
    5. Después de la inyección, aplique una presión suave para evitar el reflujo del material.
  10. Intravascular (IV)
    1. Las venas laterales izquierdo y derecho cola son la ruta de acceso vascular más común usado en ratones y ratas.
    2. Otras vías de acceso vasculares son posibles en ratones y ratas, pero generalmente requieren sedación después de la inyección y el alivio del dolor.
    3. Para una inyección en la vena de cola, sujetar al animal en un Decapicone o inmovilización roedor plástico.
    4. Coloque la cola del animal bajo una lámpara, o en un dispositivo de calentamiento protegida. Esto promoverá la vasodilatación, lo que facilita la inyección.
      1. No caliente el animal.
      2. Para grandes ratas macho, la limpieza de las escamas de la piel de la cola puede permitir una mejor visualización de la vena. La limpieza debe ser suave para que la piel no se desgasta.
    5. Mantenga la cola del animal por la punta con la mano no dominante. Esto enderezar la cola.
    6. Girar ¼ de vuelta a la cola para colocar las venas de la cola dorsalmente para facilitar la inyección. El animal tiene dos venas de la cola laterales y una arteria de la cola ventral (Figura 3).
    7. Acércate a la cola con la aguja en un ángulo de 15-20 °. Comienza en la porción distal de la cola.
      1. Las venas son de poca profundidad y la aguja no debe ser insertado mucho más allá del bisel.
      2. Si la inyección se inicia lo más distalmente posible, se vena más en buen estado a intentar la inyección, si el primer intento falla.
    8. Inyectar el material. Una inyección exitoso dará como resultado en el material que entra en la vena sinresistencia y blanqueo de la vena de la cola para la duración de la inyección.
      1. No aspirar antes de inyectar, ya que esto se derrumbe la vena.
      2. Una suave presión sobre el sitio de punción venosa después de la inyección para evitar sangrado.
    9. En una inyección sin éxito, el material no fluye fácilmente. En su lugar, la piel de la cola se blanquean o el material no puede ser inyectado en absoluto.
  11. Intragástrico administración (sonda oral)
    1. Sólo realice una sonda en animales sobrios y despiertos. Anestesia o sedación aumenta el riesgo de aspiración (material sin querer entrar en los pulmones).
    2. Seleccione una aguja de alimentación oral, de tamaño adecuado para su uso. Estas agujas tienen puntas de bola en el extremo para evitar su paso hacia la tráquea.
    3. Longitud necesaria se puede determinar mediante la celebración de la animal inmovilizado y medir desde la esquina de la boca. La punta de la bola de la aguja de alimentación debe llegar a la última costilla del animal (<strong> Figura 4). Aguja de calibre se determina por el peso del animal.
    4. Sujetar al animal de modo que su cabeza y el cuerpo están en una línea recta, vertical. Esto endereza el esófago, lo que permite un paso más fácil de la aguja de alimentación.
    5. Insertar la punta de la bola de la aguja en la boca del animal, sobre la lengua. Una vez que la aguja está en su lugar, llevar la aguja y la jeringa hacia arriba, presionando suavemente contra el paladar, por lo que la nariz del animal es hacia el techo.
      1. En las ratas, la aguja deba ser redirigido ligeramente a medida que pasa la parte posterior de la garganta. Cualquier tensión en la aguja indica la necesidad de ajustar la posición
    6. Continuar para pasar la aguja hasta que la distancia predeterminada es alcanzada. La aguja debe pasar con facilidad, y el animal no debe jadear o ahogarse.
    7. Administrar la sustancia. Debe fluir hacia el estómago. Si hay resistencia o los jadeos animales, se ahoga o se pone azul, pare inmediatamente y eliminar la necesidad dele. Los animales que han aspirado puede requerir la eutanasia, dependiendo del compuesto que se administra.

4. Los resultados representativos

Cuando los animales se manejan correctamente, hay un mínimo de estrés para los animales y manipulador. Manipuladores de no ser mordido o arañado, y los animales se tratan con humanidad y competente. Los compuestos se administran a través de la ruta correcta con daño mínimo al tejido y la menor incomodidad para el animal como sea posible.

Si los investigadores son nuevos en el manejo de los animales, trabajar con un muñeco de peluche pequeño puede ser útil. Hay también simuladores de animales disponibles para algunas técnicas, tales como la rata Koken. Para muchos investigadores, hay pocas posibilidades de que se familiarice con las agujas y las jeringas antes de trabajar con los animales. Partes representativas de una aguja y la jeringuilla se ilustra en la Figura 1A y 1B. Antes de inyectar en animales, por primera vez, sepueden ser útiles para practicar la inyección antes de trabajar con animales. Agujas muy finas, tales como 28 y 30 g, son fáciles de dañar. Si retira las sustancias de usos múltiples viales, utilizar una aguja más grande para ese fin y luego sustituirla por la aguja de calibre más pequeño para inyección. Una aguja con rebabas se ve en la Figura 1C. Las precauciones básicas de seguridad se deben tomar cuando se trabaja con agujas, como la de no volver a tapar las agujas usadas con la mano. Figura 1D muestra una recapper aguja en uso. Esto puede ser valioso para los investigadores que necesitan retirar las agujas a, por ejemplo, sangre expresa de una jeringa sin hemólisis visto cuando la sangre es empujada a través de una aguja.

Las figuras 2 y 3 ilustran puntos de referencia para la inyección intraabdominal y la estructura típica de la cola, que ilustra los objetivos para inyección. Figura 4 proporciona ejemplos de dimensionamiento adecuado de las agujas de gavage. Agujas de alimentación por sonda debe llegar de la boca de la unanimal a derecha por debajo de la última costilla.

Figura 1
Figura 1. Una Aguja) y B) piezas de la jeringa, con la etiqueta. C) Burr en aguja causada por la colocación repetida de la aguja en un vial de multi-uso. D) Aguja recapper en uso.

Figura 2
Figura 2. Cuadrantes del abdomen ventral. Sólo inyectar en los dos cuadrantes inferiores, preferentemente el cuadrante inferior derecho.

Figura 3
Figura 3. Esquema de la cola en sección transversal, que ilustra la relación de las arterias y venas a las estructuras óseas y tendenous.

Figura 4
Figura 4. Gavage aguja de tamaño en ratas. A) Gavage aguja demasiado long. B) una sonda de aguja de tamaño adecuado. C) la medición por sonda aguja muy corta, D) Palpación de la última costilla para determinar el tamaño apropiado de aguja sonda.

Ratón Rata
Ruta Volumen recomendado Recomendaciones de calibre y longitud de la aguja Volumen recomendado Recomendaciones de calibre y longitud de la aguja
Intranasal 1 5-25 l N / A 5-25 l N / A
Intramuscular 1,2 0,00005 ml / g <23 g, 0,5 a 0,75 en 0,1 ml / kg <21 g, 0,5 a 0,75 en
1,2 intraperitoneal 0,02 ml / g <21 g, 0,75 a 1 en 10 ml / kg <21 g, 0,75 a 1 en
Subcutánea 1,2 0,01 ml / g <22 g, de 0,5 a 1 en 5 ml / kg <22 g, de 0,5 a 1 en
Intradérmica 1 0.05-0.1 ml <26 g, 0,5 en 0.05-0.1 ml <26 g, 0,5 en
1,2 intravenosa 0,005 ml / g -0,025 ml / g * <25 g, 0,75 a 1 en 5 ml/kg-20 ml / kg * <23 g, 0,75 a 1 en
1,2 sonda oral 0,01 ml / g 20-22 g aguja de alimentación 5-10 ml / kg 16-20 g aguja de alimentación

* El primer número es el volumen dado como un bolo intravenoso durante aproximadamente 1 minuto. El segundo volumen es el volumen que se puede administrar como una infusión lenta durante 5 a 10 minutos.

Discussion

Este protocolo debe ser visto como una introducción al manejo de los animales y la administración de sustancias destinadas a complementar la formación práctica prevista en las instalaciones del investigador. Los medios de sujeción que se utilizará y las vías de administración sustancia debe ser considerada en el diseño experimental y cuando el protocolo de investigación o comité de ética de protocolo está escrito.

Formación en procedimientos relacionados con los animales es vital para el éxito de la investigación. Para llevar a cabo la mayoría de los experimentos, los animales serán manipulados por el personal de investigación, y el mejor es el manejo de los animales, menos hincapié en el animal 3. Acostumbrar a los animales al contacto humano suave puede reducir el estrés y hacer que los animales sujetos de investigación más manejables 4,5. Manejo de estrés se ha demostrado que afecta a algunos tipos de investigación 6 y es posible que puede afectar a los demás. Restricción de roedores debe realizarse con cuidado, pero la gestión de la empresa (una tentativaagarre es probable que resulte en daño a los roedores y el guía) y debe ser durante el menor tiempo práctico. Métodos de inmovilización se suelen elegir en función del tamaño del animal o buscó el acceso. Por ejemplo, el manejo de las ratas adultas por la piel, aunque es posible, a menudo se encontró con una fuerte resistencia de la rata, especialmente si el controlador no tiene experiencia. Sosteniendo un ratón o una rata a mano puede hacer que el acceso a las venas de la cola difícil y un dispositivo de sujeción se elige a menudo para mantener al animal lo más quieto posible.

Cuando los investigadores manejar animales, a menudo se busca para administrar un compuesto o biológico para el estudio adicional. La vía de administración de las sustancias pueden afectar la absorción, la biodisponibilidad, y la idoneidad para un experimento particular. La familiaridad con varias rutas deben proporcionar a los investigadores con la capacidad de administrar sus bienes de la mejor manera posible para su investigación. Por ejemplo, una ruta que promueve la absorción rápida de una sustancia, Tal como intravenosa o intraperitoneal, no debe usarse si el investigador desea administrar la sustancia de una manera más lenta de acción prolongada. Revisiones recientes de algunas de estas técnicas y consideraciones para el volumen, el equipo, y el soluto se pueden encontrar en dos artículos por Turner et al. 1,7

Siempre que las sustancias se administran a roedores de laboratorio, se debe tener en cuenta el tamaño adecuado del equipo y el volumen de la sustancia (que se señala en la Tabla 1). Incorrectamente equipos de tamaño o grandes cantidades puede ocasionar molestias, lesiones o muerte del animal. En general, las sustancias administradas por vía parenteral son estériles, salvo que de los objetivos de la investigación que hagan imposible (es decir, estudios, bacterianas). Los compuestos y sustancias biológicas deben estar en un soluto o vehículo que tiene el menor efecto sobre el animal. A pH fisiológico (7,3 -7,4) es generalmente bien aceptado, especialmente para administración subcutánea, intramuscular, y intraperutas ritoneal. No fisiológicas los niveles de pH en sustancias administradas por estas rutas puede dar lugar a dolor o necrosis y daño tisular. Intervalos más amplios de pH se toleran con rutas intragástricas e intravenosa 7. En roedores pequeños, otra consideración importante es la posibilidad de refrigeración si grandes volúmenes de fluidos de temperatura ambiente se les da. Si los líquidos se administran por vía intravenosa o por vía intraperitoneal, especialmente en apoyo de un animal enfermo, que debe calentarse a la temperatura corporal (37 ° C).

Las vías de administración descritos en este protocolo son los de uso común en muchos programas de investigación, son fáciles de dominar, y generalmente no requiere anestesia. Una casi infinita variedad de vías de administración son posibles, sin embargo, incluyendo intracraneal, intratecal, epidural, intratraqueal intraósea, intraarticular y para nombrar sólo unos pocos. La formación en estas rutas especializadas de la administración se debería pedir a las personas quo tienen una amplia experiencia con la ruta y buenos resultados.

En roedores, la vía intranasal se utiliza típicamente para estudiar sustancias introducidas a los pulmones a través de una más "natural"; método de instilación intratraqueal. Los ratones y las ratas son obligados nariz-respiraderos, de modo induciéndolos a inhalar cantidades muy pequeñas de fluido no es difícil, incluso en animales conscientes. Desde la mucosa nasal está bien provisto de los vasos sanguíneos, la administración intranasal de algunas sustancias pueden ser similares a la administración intravenosa. Esta ruta no se recomienda en animales con rinitis, sin embargo, como que puede comprometer la absorción. Los intentos para administrar grandes volúmenes por vía intranasal puede causar disnea o ahogo del animal.

Las inyecciones intramusculares proporcionar una rápida absorción de las sustancias. Las inyecciones intramusculares pueden ser un reto en ratas y ratones, debido a su pequeño tamaño y los músculos correspondientemente pequeñas. Se realizan en la pata traseras. Debido a la posibilidad de daño del nervio ciático, el cuádriceps femoral es el músculo de elección.

Aunque tanto la forma subcutánea o intradérmica afectan a la piel, existen diferencias entre la biodisponibilidad de las sustancias colocadas en la piel frente a la hipodermis. La administración subcutánea a menudo se considera una "deposición" ruta, con una absorción más lenta que otras rutas, tales como intravenosa o intraperitoneal. La administración intradérmica se utiliza para volúmenes muy pequeños de sustancias, típicamente de sustancias inmunoestimulantes, tales como mezclas de antígeno-adyuvante. En ambos casos, las sustancias administradas deben ser de pH fisiológico y no irritante. Intradérmica o subcutánea no se debe realizar en la nuca, ya que esto es un sitio de restricción de uso general para el roedor.

La administración intravenosa e intraperitoneal a menudo se consideran equivalentes en roedores. Las vías intravenosa de dosificación proporcionan más rcaptación apid de compuestos, sin embargo, mientras que la administración intraperitoneal debe ser considerado aproximadamente equivalente a la administración oral 8. Se debe tener cuidado con los compuestos administrados por vía intraperitoneal, ya que pueden causar dolor si no se tamponado. La ruta común de la administración de bolo intravenoso en roedores es a través de las venas de la cola. Si la administración crónica intravenosa de una sustancia se desea, la implantación de cánulas venosa o arterial debe ser considerado. Sustancias administradas por vía intravenosa debe ser entregado asépticamente y debe ser demostrado ser segura para administrar por vía intravenosa. Por ejemplo, las sustancias que pueden inducir la hemólisis, trombosis, vasculitis o no son apropiados para la administración intravenosa.

La ruta sonda intragástrica u oral se utiliza a menudo para imitar una ruta de dosificación común en los seres humanos. También permite una dosificación precisa de las sustancias en comparación con la administración oral a través de los alimentos o el agua. La biodisponibilidad de los compuestosadministrado a través de sonda variará basado en el estado de alimentación / ayuno del animal, así como el soluto o vehículo del compuesto o biológico. Agujas por sonda o alimentación debe ser del tamaño apropiado para el animal que está siendo utilizado, y se deben limpiar entre los animales, si agujas desechables por sonda no son prácticos. Las lesiones causadas por sonda no son infrecuentes e incluyen la deposición de la sustancia en el pulmón o la rotura del estómago o el esófago. La capacitación debe ser supervisado por un partido experimentado y realizado en animales sacrificados en primer lugar, entonces los animales anestesiados (que serán sacrificados) antes sonda en animales despiertos se intenta. Primeros intentos por sonda nasogástrica en animales despiertos debe involucrar promedio animales de tamaño y volúmenes pequeños de una sustancia, tal como solución salina, que no causen daño si el procedimiento sale mal. Los animales deben ser cuidadosamente evaluados para detectar signos de angustia, como el jadeo, convirtiendo sangrado azul, o salivación excesiva, después de alimentación forzada y la eutanasia si es necesario. Si euthAnasia se requiere, el animal debe ser necropsia para determinar por qué el procedimiento de sonda falló.

Disclosures

Los autores son empleados de Charles River.

Acknowledgments

La investigación presentada aquí fue apoyada por Charles River.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Needles Various Various Needles are sold by both gauge and length. Check both before ordering.
Syringes Various Various Always choose an appropriate size for the volume to be administered.
DecapiCones Braintree Scientific DC-200, DCL-120, MDC-200 Available in mouse and rat sizes.
Rodent restrainer Harvard Apparatus, Braintree Scientific, Plas-Labs, others Available in clear Plexiglas, adjustable plastic, and sized for mice and rats.
50 ml conical tube Various
Feeding needles VWR, Popper and Sons Various Fit the needle gauge and length to the animals as described above. Both disposable and reusable feeding needles are available.

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References

  1. Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder, M. A. Administration of substances to laboratory animals: routes of administration and factors to consider. JAALAS. 50, 600-613 (2011).
  2. Diehl, K. H. A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes. J. Appl. Toxicol. 21, 15-23 (2001).
  3. Hurst, J. L., West, R. S. Taming anxiety in laboratory mice. Nat. Methods. 7, 825-826 (2010).
  4. Maurer, B. M., Döring, D., Scheipl, F., Küchenhoff, H., Erhard, M. H. Effects of a gentling programme on the behaviour of laboratory rats towards humans. Appl. Anim. Behav. Sci. 111, 329-341 (2008).
  5. Cloutier, S., Newberry, R. C. Use of a conditioning technique to reduce stress associated with repeated intra-peritoneal injections in laboratory rats. Appl. Anim. Behav. Sci. 112, 158-173 (2008).
  6. Romanovsky, A. A., Kulchitsky, V. A., Simons, C. T., Sugimoto, N. Methodology of fever research: why are polyphasic fevers often thought to be biphasic. Am. J. Physiol. 275, 332-338 (1998).
  7. Turner, P. V., Pekow, C., Vasbinder, M. A., Brabb, T. Administration of substances to laboratory animals: equipment considerations, vehicle selection, and solute preparation. JAALAS. 50, 614-627 (2011).
  8. Lukas, G., Brindle, S. D., Greengard, P. The route of absorption of intraperitoneally administered compounds. J. Pharmacol. Exp. Ther. 178, 562-564 (1971).
  9. AALAS. Laboratory Mouse Handbook. AALAS. (2009).
  10. AALAS. LAT Training Manual. AALAS. (2009).
  11. AALAS. LATg Training Manual. AALAS. (2009).
  12. Barnett, S. W. Manual of Animal Technology. Wiley-Blackwell. 440 (2007).
  13. Baumans, V., Pekow, C. A. Handbook of Laboratory Animal Science. Hau, J., Schapiro, S. J. 1, CRC Press. 401-446 (2010).
  14. Bogdanske, J. J., Hubbard-Van Stelle, S., Riley, M. R., Schiffman, B. M. Laboratory Mouse Procedural Techniques. CRC Press. (2011).
  15. Danneman, P., Suckow, M. A., Brayton, C. The Laboratory Mouse. CRC Press. (2000).
  16. Sharp, P. E., La Regina, M. C. The Laboratory Rat. CRC Press. (1998).

Comments

7 Comments

  1. Hi,
    What is the possibility that I could request a DVD of the mouse handling training video. I will use it for training purposes at uconn.
    Thank you
    Janet

    Reply
    Posted by: Janet T.
    October 25, 2012 - 8:17 AM
  2. Hello Janet,

    Thank for viewing the video article and we're delighted to hear you found it to be helpful.

    Our goal is to provide the video via joVE so it can be accessed from any site as needed. You can certainly link directly to the article for your internal trianing needs, but at this time we are not offering the video in other formats including DVD/CD. If that changes, I have your contact inforamation and will follow up with you.

    Regards

    Elton

    Reply
    Posted by: Elton M.
    October 26, 2012 - 12:35 PM
  3. This video is a great tool for the training of technicians and graduate students. It is accessible and easy to follow for people that are more comfortable with visual training.

    Reply
    Posted by: Rana S.
    January 30, 2014 - 1:25 PM
  4. I can not download this video what is the problem ?

    Reply
    Posted by: maryam s.
    June 10, 2014 - 1:28 AM
  5. please send me this video to my email .i can not download it

    Reply
    Posted by: maryam s.
    June 10, 2014 - 1:29 AM
  6. How do i download the video?It is great for teaching purposes.

    Reply
    Posted by: Dotte Chegu A.
    September 12, 2014 - 3:39 AM
  7. Hi,
    I have seen your video administration in rodents by different routes and handling. Really, I found it very useful in my work and thanks a lot. In the video you have shown administration for all the routes except Intra-articular route. Intra-articular drug injection is very important for my studies could you please update that video also. It would be very helpful for me.

    Thanks and regards
    Mukesh Dhanka

    Reply
    Posted by: Mukesh D.
    September 9, 2016 - 10:21 AM

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