侧向液压冲击:创伤性脑损伤小鼠模型

Neuroscience
 

Summary

横向流体冲击(LFP),一个建立在小鼠的脑外伤模型,是证明。 LFP满足动物模型的三个主要标准:有效性,可靠性和临床相关性。轮毂固定的程序,包括外科开颅手术,其次是诱导损伤,造成局灶性和弥漫性损伤,是描述。

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Alder, J., Fujioka, W., Lifshitz, J., Crockett, D. P., Thakker-Varia, S. Lateral Fluid Percussion: Model of Traumatic Brain Injury in Mice. J. Vis. Exp. (54), e3063, doi:10.3791/3063 (2011).

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Abstract

创伤性脑损伤(TBI)的研究取得了新的动力,由于头部受伤的意识不断提高,导致发病率和死亡率。根据性质上的原发性损伤,脑外伤,复杂和异构的次要后果的结果,这 1,2再生过程。原发性损伤可诱导大脑直接挫伤,颅骨骨折或由于运动 3,4脑组织造成位移的剪切和拉伸。由此产生的血肿和割伤导致血管反应3,5,和白质的形态和功能的损害,导致弥漫轴索损伤6-8。附加在大脑中常见的继发性改变,水肿和颅内压增高 9 。继脑外伤有涉及释放兴奋性神经递质,免疫介质和氧自由基10-12,最终导致长期神经系统残疾13,14的生理生化途径的微观改变。因此,选择合适的动物模型,脑外伤,目前类似的细胞和分子事件,在人类和啮齿类动物的脑外伤是学习的内在机制,损伤与修复的关键。

已开发各种脑外伤的实验模型复制在人类身上观察到的脑外伤方面,其中包括三个具体型号,广泛适用于啮齿类动物适应:液压冲击,皮质的影响和体重下降/ 冲击加速度1。液压冲击装置运用到完整的硬脑膜一个短暂的流体压力脉冲通过骨瓣产生伤害。脉冲是一个惊人的水库流体活塞摆。敲击产生短暂的位移和变形的神经组织 1,15 。相反,皮质撞击伤可通过机械能完整的硬脑膜下气压 16,17刚性撞击。体重下降/碰撞模型的特点是由一个一个具体的大规模封闭颅骨18杆的秋天。其中脑外伤模型,磷酸锂铁是最常用的模型来评价混合局灶性和弥漫性脑损伤 19 。它是可重复的和标准化,让损伤参数的操纵。 LFP概括受伤观察在人类身上,从而使临床相关,允许探索新型疗法用于临床的翻译20。

我们描述了详细的协议来执行小鼠LFP程序。造成的伤害是轻度至中度,如大脑皮质,海马和胼胝体最脆弱的地区,的。海马和电机的学习任务是探索以下LFP。

Protocol

1。去骨瓣

  1. 无菌手术部位的准备,包括一个立体的对准仪器鼠标气体麻醉头支架连接麻醉机 O 2平齐(柏龄科学)(Kopf仪器)小鼠(Kopf仪器),允许在手术过程中持续吸入异氟醚。变暖垫保持在37 ° C下鼠标定位在手术过程中。手术显微镜光源是必要的。实验者应穿白大褂,口罩,脚下覆盖,手套和头罩。所有的工具和材料接触手术部位进行消毒。
  2. 受伤枢纽,组成了露儿乐女,切断金属年底的20 G 1 ½“针用刀片(Becton Dickinson公司)。轮毂有轻微的偏差应削减和创建环钻(见步骤1.10)可以被用来衡量和编造一个正确的直径损伤枢纽。枢纽之一是每头牲畜的需要。枢纽将连接到颅骨,并连接到大幅面有一个约3毫米的内径开放。设备提供的压力脉冲。
  3. 固体尼龙线(直径1.7毫米,如杂草修剪线),切成1毫米厚的磁盘使用刀片。同样,动物是需要每一个磁盘。这是用来稳定的环钻,同时进行去骨瓣(见步骤1.10)。
  4. 老鼠可以被任何压力和年龄(我们主要使用的C57BL / 6年龄1 - 9个月)。鼠标称重,麻醉,在一个小感应室(4-5%,100%O 2的异氟醚预填充)至少1分钟。超前镇痛,buprenorphrine(0.1毫克/公斤)注射腹腔注射,鼠标被放置到一分钟室。镇痛方案应与当地动物使用及护理委员会协商确认。
  5. 鼠标的头部上方的头发修剪尽可能接近皮肤。鼠标定位在一个立体的对准仪器的安装与设计管理挥发性气体麻醉(Kopf仪器)咬镀。异氟醚气体的水平降低到2%或效果。手术过程中呼吸速率是视觉监测。其他生理参数,如血液气体(P O 2,P的CO 2),可以测量血液的pH值或血压在手术过程中使用适当的设备。
  6. 人工泪液润滑剂眼膏鼠标使用棉花涂药,以保持干燥的眼睛。碘伏应用于之间的眼睛和颈部70%的酒精棉花撒施皮肤。碘伏和酒精的应用,共3次重复。
  7. 中线头皮切口是从眼睛到颈部,用手术刀(#15刀片)和一个小斗牛犬夹的皮肤回缩(精细的科学工具#18050-28),暴露颅骨,并提供术野清晰。斗牛犬夹子挂头骨的外侧边缘。
  8. 局部麻醉剂布比卡因(0.025%生理盐水中)是适用于颅骨,用棉撒施和筋膜是从头骨刮牙科工具或骨刮板(例如,精细的科学工具,#10075-16)的一角。
  9. 永久性标记是用来标记中间前囟和lambda和颅骨之间的矢状缝和右半球(1〜2毫米,中线右)侧脊。乐泰氰基丙烯酸酯胶(乐泰德白454)下降是在一个塑料重量船和侧面抓钳(精细的科学工具,杜蒙#6)用于浸到磁盘(见1.3以上的杂草坚实的尼龙绳)胶水,然后按头骨上的标记磁盘。一到两个滴泰加速器交付使用1ml注射器和26 3 / 8 G针引起的胶水硬化的磁盘上。测试光盘的颅骨,然后再继续坚持。
  10. 放置在磁盘3毫米外径环钻(研究仪器店,宾夕法尼亚大学),并顺时针方向旋转,直到您已通过颅骨切开。经常检查环钻的进展,以避免过远的颅骨和违反硬脑膜的钻井。将会有一个头骨变薄周围的磁盘和颅骨瓣外围会觉得宽松时轻轻按下。将头骨的表面平行/水平牙科工具撬下的头骨和解除骨瓣。从头骨与钳分离骨。如果是有少量出血,不妥协硬脑膜,的,使用棉花撒施施加压力,直到出血停止和防止获取到硬脑膜骨粉。但是,如果有违反硬脑膜症是可见的,应当在动物实验从人道的安乐死淘汰。这一步需要足够的实践实现所需的手术技巧。
  11. 使用镊子,保持受伤的位置在颅骨骨瓣枢纽,使枢纽偏差的头骨(即长边的枢纽在于头骨的侧脊附近)的曲率一致。同时,用木棍,用刀片切的角度,有锐利尖端,适用于各地的枢纽外边缘的超级胶水凝胶与异性的手,稳定的枢纽,直到它贴在孔直立。必须小心,不要让硬脑膜上的胶水。硬脑膜上的胶会造成的伤害衰减。
  12. 用一个小纸杯,牙科丙烯酸甲基丙烯酸甲酯(喷气巴特勒施恩​​权限睿麟/维修树脂,丙烯酸酯液体)混合,创造一种粘性的解决方案。使用连接到适用于所有周围的损伤枢纽的水泥无针1毫升注射器。水泥应包括底部2毫米的伤害枢纽以及周围裸露的头骨。头骨的缝合线是用水泥密封,以确保从伤病中的流体丸仍然在颅腔内。
  13. 填充无菌0.9%氯化钠(生理盐水),使用注射器和迟钝针轮毂。生理盐水将继续在恢复阶段的硬脑膜湿润。此外,如果不留充满伤害枢纽,将显示在集线器连接到头骨的泄漏,并应附加一个新的枢纽。鼠标应给予注射0.25毫升的无菌生理盐水的IP,从立体校准仪器,并放置在没有变暖的铭牌上的电线栏盖的空笼。一些hydragel放在笼底,使小鼠恢复1-2个小时。

2。诱导损伤

  1. 打开大幅面设备连接到示波器(泰克TDS 1001B,双通道的Digi存储示波器40兆赫,500Ms.s)和放大器(创伤诱导压力传感器放大器)。确认,大幅面设备(定制设计和制造,弗吉尼亚联邦大学),并连接到它的高压油管(长41cm,体积液2ml,巴克斯特#2C5643)用无菌水填充,无气泡。在管端的是一个男的鲁尔乐片。露儿的管乐年底关闭,提供释放的钟摆测试脉冲。催芽设备应通过提供约10个测试脉冲。确认摆给平稳信号示波器和放大器。嘈杂的信号,表明在这之前必须删除系统提供的伤害脉冲的空气。脉冲的持续时间应该是20毫秒左右。大幅面设备附带的传感器放大器校准等,为10 mV = 1.0磅每平方英寸(PSI)。一个大气压(atm)= 14.7 PSI。损伤的压力传递通常范围在0.9 - 2.1大气层产生一系列的翻正反射时间和增加肺水肿的死亡率。轻度损伤被认为是一个翻正反射消失时间为2 - 4分和0 - 5%的死亡率。中度损伤被认为是翻正反射消失时间为6 - 10分钟和10 - 20%的死亡率。如果有必要,调整摆的角度来增加或减少脉冲的强度。钟摆的起始位置的角度大约为10度。调整后的大幅面设备,一定要打开露儿的管乐年底。
  2. 鼠标被放置在4-5%的异氟醚麻醉室(预充电),直至达到手术的麻醉平面。鼠标放在旁边的大幅面设备在一个平台上,并用无菌生理盐水填充的枢纽。大幅面设备的油管与男性露儿乐女性露儿乐装修的枢纽。动物被放置在其一侧,并一次恢复正常的呼吸模式,但之前的动物重新获得完整的意识(1〜2分钟),大幅面设备的钟摆释放造成的伤害的单脉冲。重要的是不会引起伤害,而动物麻醉,因为它可能会导致呼吸衰竭而死亡。应记录脉搏的准确压力。没有受伤,深水动物经过同样的程序与实际流体脉冲诱导损伤的例外。
  3. 从大幅面设备的动物,应当立即删除,并在它的后面放置监察翻正反射时间。鼠标后已纠正,然后再次简要麻醉水泥和枢纽,从头骨手工。头皮,然后Vetbond组织粘合剂(3M),缝合或钉书针封闭。任何的枢纽硬脑膜或闭塞症是指出。一个闭塞的枢纽,将产生一个未知的幅度衰减损伤。动物被放置在笼子变暖垫,直到日间,然后返回其家笼。

3。电机的评估,认知和组织学的成果

  1. 莫TOR LFP造成的赤字可以由使用rotarod测试,一个综合vestibulomotor和感觉功能 21的指标。受伤前所有的动物都必须经过测试,以确定基线阅读和适应环境的老鼠的范式。小鼠是训练上的rotarod设备1小时intertrial的间隔与受伤前两天,每天3次。测量外径36毫米,旋转杆,其中有一个橡胶表面上的延迟,以平衡。速度增加超过180秒的间隔4至40 RPM。每个试用期结束时,动物脱落的rotarod。
  2. 在不同时间点伤害(通常为1,7至21天)后,小鼠再次对rotarod设备进行测试。受伤后的rotarod测试评价是基于个人得分相对其基线延迟 22 。属于损伤小鼠的平均延迟是深水小鼠相比。
  3. 认知功能以下大幅面可以测试一个单独设置使用小鼠Morris水迷宫(MWM),创伤后空间学习和工作内存在啮齿类动物中23的敏感指标。小鼠被驯化的范式和测试基线,使用一个可视化平台测试4天前受伤的反应。一个白色的圆形水池(直径1米),是充满了水和无毒的白色油漆。该平台是可见的墙壁上使用标志或标记,并没有视觉线索。 4项试验,鼠标被放置在对面的可视化平台的象限,并找到平台的潜伏期测量。最大试验时间为60秒和鼠标仍然放在15秒的平台上,在每次试验结束。 intertrial间隔是5分钟,在此期间,鼠标加热垫回暖。该平台是移动到一个不同的象限,每个审判和执行四个试验。
  4. 评估学习,老鼠被训练使用一个隐藏的平台固定在4个象限之一,在不同的时间点,以下损伤(通常为1,7至21天)的MWM。黑与白的线索是放置在墙壁上。整个培训的时间找到平台记录鼠标被放置在其中的象限是伪随机变化。最大试验时间为60秒和鼠标仍然放在平台上为15秒和5分钟之间的试验温暖。小鼠受到8项试验/天,连续3天。要评估的内存保留,动物遭受了60秒探测试验的最后一次训练后的一天。在探测试验,该平台是拆下来确定所花费的时间和象限所在的平台,用于游过的距离。最后,是一个可视化平台测试,以排除可能的电机和开发受伤后的视觉赤字。
  5. 要确定的LFP损伤的组织学后果,组织intracardial灌注0.9%氯化钠4%多聚甲醛在伤后所需的时间点是固定的。组织后缀一夜之间在4 ° C,然后cryoprotected在10%和30%的蔗糖和嵌入解决方案。冰冻连续切片切低温恒温器和使用各种immuohistochemical和组织学技术进行处理。

4。代表性的成果:

大幅面设备引起的损伤是可重复的,从动物到动物,特别是足够的手术训练。要保持一致性的伤害,被监控的设备交付硬脑膜压力量。钟摆罢工一个充满水的压克力缸高压油管和鲁尔乐装修,这是连接到贴到动物的去骨瓣网站(图 1A)的伤害枢纽。对于轻度至中度的损伤,摆的角度是产生压力范 ​​围从0.9 - 2.1 ATM和示波器连接到放大器是用于可视化的压力脉冲(图 1B )。损伤产生一系列的翻正反射时间和增加肺水肿的死亡率。轻度损伤被认为是一个翻正反射消失时间为2 - 4分和0 - 5%的死亡率。中度损伤被认为是翻正反射消失时间为6 - 10分钟和10 - 20%的死亡率。此外,受到大幅面的小鼠可能会​​出现进补的姿态,可扣押的指示。海关检获走私往往与被攻破的硬脑膜。总之,这些研究结果表明,损伤是造成神经损伤。深水动物是连接到大幅面设备,但摆不释放。

为了形象化由大幅面引起的损害,我们已认识到这两者都与损伤反应相关的细胞类型的星形胶质细胞和巨噬细胞的抗体进行免疫细胞化学。胶质纤维酸性蛋白(GFAP)染色揭示整个皮层伤害WH地区增加胶质细胞增生ereas深水小鼠不显示在下面的骨瓣相当于网站(图2A,B)的增加astrocytosis。同样,MAC1染色显示更多的巨噬细胞周围遭受假手术小鼠相比,受伤的部位。此外,还有频繁的物理伤害到皮层组织,在小鼠接受,但不是在深水小鼠(图2C,D)以LFP可见。

可以使用以下温和大幅面的行为测试,以评估双方的认知和运动的成果。 MWM是用来确定对学习和记忆的影响。深水小鼠在试验室中使用的视觉线索,迅速成为更有效的定位每随后在水迷宫训练天的平台。受到轻度LFP的小鼠需要较长时间才能找到隐藏的平台上的第一天的测试相对深水小鼠,但随后出现的学习任务的第三天(图 3A )。这些结果表明,伤害降低率,小鼠收购的空间学习。为了确定损伤的记忆保持的影响,探测试验后的最后一次训练会议1天。受到轻度LFP表明伤势已经影响小鼠的能力召回平台用于居住(图3B)的位置的老鼠相比,深水小鼠花费更多的时间在目标象限。为了评估运动功能,小鼠对rotarod设备进行测试。受到轻度LFP的小鼠平均延迟时间较短相比下降1,第7和伤后21天(DPI)(图3C)深水小鼠。这些数据表明,损伤小鼠集成vestibulomotor和感觉功能受损。

图1
图1。大幅面设备,并从代表在伤害获得的示波器跟踪。一)的大幅面设备的组成部分:钟摆的立场,并设置固定在预定的角度,以提供所需的力量,充满水与亚克力缸高压油管和一个男性露儿乐接头连接,放大器,和示波器。二)从示波器压力脉冲代表跟踪。峰 - 峰值为2.16伏特,表明1.47大气压的压力。

图2
图2,增强胶质细胞增生和炎症反应,以下大幅面演示的损伤程度。冻结的横截面(20微米)通过大脑受到假手术(A,C)或大幅面损伤(B,D)伤后7天(DPI)鼠标。在震中的开颅皮层图像。 (A,B)组织的抗体,以确定星形胶质细胞染色。胶质纤维酸性蛋白(GFAP)抗体(1:400,Chemicon公司,MAB360)揭示整个皮层LFP损伤(箭头),假手术相比鼠标较高的星形胶质细胞的数量。二抗羊抗鼠594(1:1000)。 (C.四)组织是用一种抗体,以确定巨噬细胞染色。 MAC1抗体(MAC1 -α链CD11b的,BD公司,1:50),揭示更多macrophges和/或激活小胶质细胞损伤周围皮质(箭头)的网站相比,假手术。二抗羊抗鼠CY3(1:50)。比例尺=200μm的C和D,A和B,100微米

图3
图3。以下轻度大幅面的行为测试表明,在受伤的深水小鼠相比,赤字。一)受到轻度LFP的小鼠需要更长的时间来学习,比深水小鼠的MWM寻找平台的任务。深水与磷酸锂铁(AVE秒± SEM)1天34.21 ± 3.02比38.64 ± 2.63; 2天24.52 ± 2.84比27.21 ± 2.11; 3天的22.47 ± 2.00比22.08 ± 2.52(1 DPI,N = 9深水时,10 LFP) 。二)受到轻度LFP的小鼠在探测试验24小时花费更少的时间,最后一次训练后的MWM相对深水小鼠(21 DPI,N = 10)在目标象限。三)受到轻度LFP的小鼠关闭rotarod设备秋季早晚高于假小鼠(1,7,和21 DPI,N = 5假,8 LFP)。误差棒代表东南。

Discussion

LFP方法,这里介绍许多neuropathalogical和行为结果的轻度至中度颅脑损伤,这就是为什么它已成为一个广泛使用的动物模型,脑外伤模型。有几个关键的步骤来考虑,以增加这种技术的有效性和可靠性。举例来说,重要的是,硬脑膜的完整性还没有在去骨瓣损害的唯一的动物受到LFP,并在研究中使用。此外,如果去骨瓣任何胶或水泥闭塞,下方去骨瓣硬脑膜不能承受流体压力的力量,应该被淘汰的动物的研究。最后,如​​果翻正反射消失的时间或死亡率是不预期的范围内,动物不应该被纳入研究。可以增加的压力脉冲的强度,产生更严重的伤害。

正如图1所示,大幅面设备的配置相对简单,损伤程度的可重复性是通过监测在示波器上的大气压力保持。示波器跟踪曲线流畅的造型,表明有流体中的无气泡,可能会干扰感应LFP伤害。测试脉冲应交付前诱导损伤,如果示波器跟踪不会出现一条光滑的曲线,气泡应删除。脉冲持续时间约20毫秒,它代表了诱导时间,在碰撞测试中模拟测量。短脉冲的伤害有可能产生更多的焦距受伤。因此,这种脉冲模式的持续时间人类的脑外伤。

以下大幅面的形态和细胞的变化,包括物理损坏的组织以及如在图2所示的星形胶质细胞和巨噬细胞的数量增加。这是公认的损伤的标志迹象之一是星形胶质细胞增生和胶质瘢痕的形成。胶质瘢痕已被证明有有利和不利影响24。同样,巨噬细胞是已知的过程中积累阶段损伤后,在各种组织的愈合过程开始时25。因此,在相对深水控制LFP样品的数量增加GFAP和MAC1阳性细胞是诱导损伤的指标。那些在深水控制细胞的特异性标志物表达的缺乏表明,单独手术操作没有消极后果,对脑组织的健康和蛋白表达的变化是特定的损伤范式。

在图3所示的温和大幅面的行为后果,包括认知和运动障碍。 MWM的研究结果表明,LFP小鼠最终学习任务,但速度比假老鼠,他们不记得任务以及训练后的一个一天。因此,即使轻度损伤小鼠效率低于善于运用外部线索的过程中,巩固和存储空间信息,必须在随后的测试中检索假小鼠。其他的海马依赖空调的恐惧反应,如认知任务已被证明 LFP 26小鼠受损。最后,延迟较短的下降rotarod范式LFP小鼠相对深水小鼠在3个星期以下轻度损伤,是一个综合vestibulomotor和感觉功能的赤字指标。较为温和的伤害会透露的认知和运动功能更加显着的变化, 显示27-30其他群体。

总之,磷酸锂铁是一个有效的模型对人类脑外伤,因为它符合预期的标准。 LFP提供的结构效度,它再现了病因的进程,促使人类脑外伤。具体来说,力和死亡率的幅度是类似发生在轻度和中度的运动和与汽车相关的伤害的警告,在受伤前的外科干预是唯一的动物模型。 LFP也表现在,许多在人类脑外伤观察解剖,生化,神经病理和行为影响的LFP概括面临的有效性。有后LFP局灶性和弥漫的变化检测和影响的不对称性,允许一个比较侧面损伤对侧,患侧的形态学损害。一个需要注意的是,可能只有一个半球受伤更微妙的认知和运动的影响。最后,LFP展品预测的有效性和大幅面技术的可靠性,使诱导损伤20之前或之后的各种药理学和基因操作的评价。如血压,血液的酸碱度,血液的生理参数气体将需要在测试药物,以确定一个治疗剂的作用机制的存在和缺乏衡量。然而,由于TBI的小学和中学的后果的复杂性,这是一项艰巨的任务,以确定一个单一的干预,可以减轻症状。

大幅面技术的未来可考虑使用微流体敲击采用 15流体中的一个微处理器控制,气动仪器,以消除校正钟摆交付部队的需要,并避免业务变量,如气泡。但是,标准的LFP方法许多研究者已经证明是一个可靠和简单的技术,探索潜在的损害和恢复以下脑外伤,这将导致更好的干预和治疗的分子机制。

Disclosures

没有利益冲突的声明。

Acknowledgments

这项工作是由新泽西州委员会对脑损伤的研究。

Materials

  • Stereotaxic alignment instrument for mice (Kopf Instruments)
  • Mouse gas anesthesia head holder (Kopf Instruments)
  • Anesthesia machine with O2 flush (Parkland Scientific)
  • Anesthesia machine with O2 flush (Parkland Scientific)
  • Buprenorphrine (Webster Animal Supply)
  • Refresh Lacri Lube eye ointment (Fisher)
  • Bupivacaine/Marcaine (Webster Animal Supply)
  • Povidone-iodine solution (Fisher)
  • 20 g 1 ½” needles (Becton Dickinson)
  • Scalpel blade (#15) and holder (Becton Dickinson)
  • Bulldog clamps (Fine Science Tools)
  • Dental tool or bone scraper (Fine Science Tools)
  • Side grasping forceps Dumont #6 (Fine Science Tools)
  • 3mm outer diameter trephine (Research Instrumentation Shop, University of Pennsylvania)
  • Solid nylon cord (1.7 mm diameter, e.g. weed trimmer line)
  • Super glue gel
  • Loctite cyanoacrylate glue (Loctite 444 Tak Pak) (Henkel Corporation)
  • Jet Acrylic Liquid (Butler Schein)
  • Perm Reline/Repair Resin (Butler Schein)
  • Storage Oscilloscope TDS 1001B, 40 mHz, 500MS/s (Tektronix)
  • Trauma Inducer Pressure Transducer Amplifier (Custom Design and Fabrication, Virginia Commonwealth University)
  • LFP device (Custom Design and Fabrication, Virginia Commonwealth University)
  • High-pressure tubing, length 41cm, volume 2ml (Baxter)
  • 3M Vetbond Tissue Adhesive (Fisher)

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References

  1. Cernak, I. Animal models of head trauma. NeuroRx. 2, 410-422 (2005).
  2. Reilly, P. L. Brain injury: the pathophysiology of the first hours.'Talk and Die revisited'. J Clin Neurosci. 8, 398-403 (2001).
  3. Hovda, D. A. The increase in local cerebral glucose utilization following fluid percussion brain injury is prevented with kynurenic acid and is associated with an increase in calcium. Acta neurochir. 51, 331-333 (1990).
  4. Whiting, M. D., Baranova, A. I., Hamm, R. J. Cognitive Impairment following Traumatic Brain Injury, Animal Models of Cognitive Impairment. CRC Press. (2006).
  5. McIntosh, T. K. Traumatic brain injury in the rat: characterization of a lateral fluid-percussion model. Neuroscience. 28, 233-244 (1989).
  6. Adams, J. H. Diffuse axonal injury in head injury: definition, diagnosis and grading. Histopathology. 15, 49-59 (1989).
  7. Cordobes, F. Post-traumatic diffuse axonal brain injury. Analysis of 78 patients studied with computed tomography. Acta Neurochir. 81, 27-35 (1986).
  8. Maxwell, W. L., Povlishock, J. T., Graham, D. L. A mechanistic analysis of nondisruptive axonal injury: a review. J Neurotrauma. 14, 419-440 (1997).
  9. Lighthall, J. W., Anderson, T. E. The neurobiology of cenral nervous system trauma. 3-12 (1994).
  10. Marcoux, J. Persistent metabolic crisis as measured by elevated cerebral microdialysis lactate-pyruvate ratio predicts chronic frontal lobe brain atrophy after traumatic brain injury. Crit Care Med. 36, 2871-2877 (2008).
  11. McIntosh, T. K. Neuropathological sequelae of traumatic brain injury: relationship to neurochemical and biomechanical mechanisms. Lab Invest. 74, 315-342 (1996).
  12. Morganti-Kossmann, M. C., Satgunaseelan, L., Bye, N., Kossmann, T. Modulation of immune response by head injury. Injury. 38, 1392-1400 (2007).
  13. Capruso, D. X., Levin, H. S. Cognitive impairment following closed head injury. Neurol Clin. 10, 879-893 (1992).
  14. Levin, H. S., Goldstein, F. C., High, W. M., Eisenberg, H. M. Disproportionately severe memory deficit in relation to normal intellectual functioning after closed head injury. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 51, 1294-1301 (1988).
  15. Kabadi, S. V., Hilton, G. D., Stoica, B. A., Zapple, D. N., Faden, A. I. Fluid-percussion-induced traumatic brain injury model in rats. Nat Protoc. 5, 1552-1563 (2010).
  16. Cherian, L., Robertson, C. S., Contant, C. F., Bryan, R. M. Lateral cortical impact injury in rats: cerebrovascular effects of varying depth of cortical deformation and impact velocity. J Neurotrauma. 11, 573-585 (1994).
  17. Dixon, C. E., Clifton, G. L., Lighthall, J. W., Yaghmai, A. A., Hayes, R. L. A controlled cortical impact model of traumatic brain injury in the rat. J Neurosci Methods. 39, 253-262 (1991).
  18. Flierl, M. A. Mouse closed head injury model induced by a weight-drop device. Nat Protoc. 4, 1328-1337 (2009).
  19. Lifshitz, J. Chapter 32. Animal Models of Acute Neurological Injuries. Chen, J., Xu, Z. C., Xu, X. -M., Zhang, J. H. Humana Press. 369-384 (2008).
  20. Thompson, H. J. Lateral fluid percussion brain injury: a 15-year review and evaluation. J Neurotrauma. 22, 42-75 (2005).
  21. Hamm, R. J., Pike, B. R., O'Dell, D. M., Lyeth, B. G., Jenkins, L. W. The rotarod test: an evaluation of its effectiveness in assessing motor deficits following traumatic brain injury. J Neurotrauma. 11, 187-196 (1994).
  22. Scherbel, U. Differential acute and chronic responses of tumor necrosis factor-deficient mice to experimental brain injury. Proc Natl Acad Sci. 96, 8721-8726 (1999).
  23. Morris, R. G., Garrud, P., Rawlins, J. N., O'Keefe, J. Place navigation impaired in rats with hippocampal lesions. Nature. 297, 681-683 (1982).
  24. Stichel, C. C., Muller, H. W. The CNS lesion scar: new vistas on an old regeneration barrier. Cell Tissue Res. 294, 1-9 (1998).
  25. Brechot, N. Modulation of macrophage activation state protects tissue from necrosis during critical limb ischemia in thrombospondin-1-deficient mice. PLoS One. 3, e3950-e3950 (2008).
  26. Lifshitz, J., Witgen, B. M., Grady, M. S. Acute cognitive impairment after lateral fluid percussion brain injury recovers by 1 month: evaluation by conditioned fear response. Behav Brain Res. 177, 347-357 (2007).
  27. Thompson, H. J. Cognitive evaluation of traumatically brain-injured rats using serial testing in the Morris water maze. Restor Neurol Neurosci. 24, 109-114 (2006).
  28. Doll, H. Pharyngeal selective brain cooling improves neurofunctional and neurocognitive outcome after fluid percussion brain injury in rats. Journal of neurotrauma. 26, 235-242 (2009).
  29. Fujimoto, S. T. Motor and cognitive function evaluation following experimental traumatic brain injury. Neuroscience and biobehavioral reviews. 28, 365-378 (2004).
  30. Carbonell, W. S., Maris, D. O., McCall, T., Grady, M. S. Adaptation of the fluid percussion injury model to the mouse. Journal of neurotrauma. 15, 217-229 (1998).

Comments

12 Comments

  1. Hi,
    I do this same procedure but am frustrated with the glue I use. DŒs the Loctite keep the trephine guide in place and dŒs it help keep the hub from wobbling and scooting around when you apply the dental acrylic?

    Reply
    Posted by: Anonymous
    September 1, 2011 - 3:18 PM
  2. The loctite glue dŒs work well to keep the weed whacker circle afixed and the trephine from slipping around. We do not use the loctite glue to keep the hub in place. For that we use super glue gel and you do have to have a steady hand to prevent the hub from moving while applying the glue. Wait a minute for the glue gel to dry before applying the dental cement.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    September 1, 2011 - 6:17 PM
  3. Hi again,
    I'd also like to ask if the IV line that you use to connect the animal to the FPI device has any affect on the level of injury, the wave form, or if you have to make any adjustments to compensate for the additional length of the line?
    Thanks again for your time.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    September 1, 2011 - 3:23 PM
  4. The tubing we purchase is a fixed length. We assume that different lengths may affect the waveform which could be adjusted empirically with test pulses.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    September 1, 2011 - 6:29 PM
  5. Hi,
    I would like to ask you where did you purchase the trephine you used for the craniotomy?
    Thank you

    Reply
    Posted by: Anonymous
    January 30, 2012 - 6:37 AM
  6. We got ours from the Research Instrumentation Shop, University of Pennsylvania.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    January 30, 2012 - 8:17 AM
  7. Hi, thank you very much for the quick response;
    However, when I read Research Instrumentation Shop, I tried to google it, but I see that they are a very specific shop for your university.
    I am trying to perform some craniotomies in my mice using a dental drill, however it seems that your way is more efficient and less risky. Is there another way to obtain such trephine? It's a very delicate instrument that is very difficult to find. Do you have perhaps other alternatives?

    Thank you very much and sorry for the trouble

    Reply
    Posted by: Anonymous
    January 30, 2012 - 8:31 AM
  8. I am sorry, but i know of now other source than U of P. They are custom made and are made to order. I have found then to make a very clean window without any danger of heat-induced damage. I have also used trephines attached to microdrills with much less success. I am have also made window using these trephines for ²-photon imaging of live mice.



    Reply
    Posted by: David C.
    January 30, 2012 - 9:31 AM
  9. I used to get mine from U. of Penn also, but I was told they no longer wanted to make them. I switched to using a pin vise from a hardware store, coupled with a trephine from FST, item # 18004-²7. I feel this works better than the ones from U. Penn, the pin vise is slightly larger so I have more to hold on to and therefore more control. Pin vises are inexpensive but you will need to replace them frequently because they eventually rust; they are not made to be autoclaved. Alternately, you could get one or two of them plated in nickel, which would eliminate the need to replace them. We have a shop here that dŒs that kind of work, I discussed this with them when I was switching from the U.Penn trephine to the Fine Science Tools type.
    Custom Design & Fabrication South, LLC
    ²²90 Spain Drive
    Petersburg, VA ²3805-8403
    (804) ²01-5471
    Hope this is helpful to you.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    January 30, 2012 - 9:32 AM
  10. Thank you very much for the info and the concern

    Reply
    Posted by: Anonymous
    January 30, 2012 - 9:43 AM
  11. Terry,

    That is a very useful idea--I have a FST trephine that I have not used yet. I will give it a try.

    Reply
    Posted by: David C.
    January 30, 2012 - 9:45 AM
  12. Very nice demo! Just a minor comment about anesthesia. Mouse respiration rate should be around 60 times/minute even under 100% O² during the surgery in order to minimize artifact on animals. This video showed that the mouse receiving surgery exhibited a very slow respiration, 5 to 6 seconds a time, namely about 1² times/minute, which indicated that anesthesia in this demo was too deep. If the conc of isoflurane is maintained between 1.1 to 1.4%, during the surgery, you should not have that problem.

    Reply
    Posted by: YeQing P.
    February 17, 2013 - 10:11 AM

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