Scheiding van enkelstrengs DNA, dubbelstrengs DNA en RNA van een milieu-Viral Gemeenschap met behulp van Hydroxyapatite Chromatografie

Immunology and Infection

Your institution must subscribe to JoVE's Immunology and Infection section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Beschrijven we een efficiënte methode om enkelstrengs DNA, double-stranded DNA-en RNA-moleculen te scheiden van het milieu virale gemeenschappen. Nucleïnezuren worden gefractioneerd met behulp van hydroxyapatiet chromatografie met toenemende concentraties van fosfaat-bevattende buffers. Deze methode laat de isolatie van alle virale nucleïnezuur types van het milieu monsters.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Fadrosh, D. W., Andrews-Pfannkoch, C., Williamson, S. J. Separation of Single-stranded DNA, Double-stranded DNA and RNA from an Environmental Viral Community Using Hydroxyapatite Chromatography. J. Vis. Exp. (55), e3146, doi:10.3791/3146 (2011).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Virussen, in het bijzonder bacteriofagen (fagen) zijn de meest talrijke biologische entiteiten op Aarde 1,2. Virussen moduleren gastheercel overvloed en diversiteit een bijdrage leveren aan de recycling van voedingsstoffen, veranderen gastheercel fenotype, en beïnvloedt de ontwikkeling van zowel de gastheercel en virale gemeenschappen via de laterale overdracht van genen 3. Talrijke studies hebben gewezen op de onthutsend genetische diversiteit van virussen en hun functionele mogelijkheden in een verscheidenheid van natuurlijke omgevingen.

Metagenomic technieken zijn gebruikt om de taxonomische diversiteit en functionele mogelijkheden van complexe virale assemblages, waarvan de leden bevatten enkelstrengs DNA (ssDNA), dubbelstrengs DNA (dsDNA) en RNA genotypen 4-9 te bestuderen. Huidige bibliotheek bouw-protocollen gebruikt om de milieu-DNA bevatten of RNA-bevattende virussen studie vereisen een eerste nuclease behandeling om te verwijderen nontargeted sjablonen 10. Echter, een beter begrip van het collectieve gen complement van het virus gemeenschap en virus diversiteit vraagt ​​om kennis van alle leden, ongeacht genoom samenstelling. Fractionering van gezuiverd nucleïnezuur subtypes biedt een effectief mechanisme om virale assemblages bestuderen zonder in te boeten een subset van de genetische van de gemeenschap handtekening.

Hydroxyapatiet, een kristallijne vorm van calciumfosfaat, is werkzaam in de scheiding van nucleïnezuren, evenals eiwitten en microben, sinds de jaren 1960 11. Door gebruik te maken van de lading interactie tussen de positief geladen Ca 2 + ionen van het hydroxyapatiet en de negatief geladen fosfaat ruggengraat van het nucleïnezuur subtypen, is het mogelijk om bij voorkeur elueren elk nucleïnezuur subtype onafhankelijk van de anderen. We hebben onlangs in dienst van deze strategie om zelfstandig te fractioneren van de genomen van ssDNA, dsDNA-en RNA-bevattende virussen ter voorbereiding van de DNA-sequencing 12. Hier presenteren we een methode voor de fractionering en herstel van de ssDNA, dsDNA-en RNA-virale nucleïnezuren uit gemengde virale assemblages met behulp van hydroxyapatiet chromotografie.

Protocol

1. Voorbereiding van de Solutions

Voor het uitvoeren van hydroxyapatiet chromatografie, moet fosfaat buffers worden voorbereid en het hydroxyapatiet moeten goed gehydrateerd.

  1. 1M-fosfaat-oplossing, pH 6.8: In een 1 liter fles 119.98g van natrium monobasisch oplossen in 1L steriele, DEPC behandeld H 2 O. Bereid een 1M dibasisch oplossing in een 1L fles door het oplossen van 141.96g van dibasisch in 1L van steriele, DEPC behandeld H 2 O. Combineer de mono-en di-oplossingen bij een verhouding van 1:1. Plaats kolf op een bord roer en meng met behulp van een magnetische roerstaaf. Pas de pH op 6,8 door toevoeging van natriumhydroxide (om de pH te verhogen) of fosforzuur (voor pH-daling).
  2. 0.12M fosfaatbuffer: In een 500 ml kolf, een combinatie van 30ml 1M fosfaat-oplossing, pH 6,8, 2,5 ml van 10% natriumdodecylsulfaat (SDS), en 5 ml van 0,5 M EDTA. Voeg steriele, DEPC behandeld H2O tot een volume van 225 ml. Pas de pH op 6,8. Voeg steriele, DEPC behandeld H2O tot 250ml. Autoclaaf.
  3. 0.18M fosfaatbuffer: In een 500 ml kolf, een combinatie van 45 ml 1M fosfaat-oplossing, pH 6,8, 2,5 ml van 10% natriumdodecylsulfaat (SDS), en 5 ml van 0,5 M EDTA. Voeg steriele, DEPC behandeld H 2 O tot een volume van 225 ml. Pas de pH op 6,8. Voeg steriele, DEPC behandeld H 2 O tot 250 ml. Autoclaaf.
  4. 0,20 m fosfaatbuffer: In een 500 ml kolf, een combinatie van 50 ml 1M fosfaat-oplossing, pH 6,8, 2,5 ml van 10% natriumdodecylsulfaat (SDS), en 5 ml van 0,5 M EDTA. Voeg steriele, DEPC behandeld H 2 O tot een volume van 225 ml. Pas de pH op 6,8. Voeg steriele, DEPC behandeld H 2 O tot 250 ml. Autoclaaf.
  5. 0,40 M fosfaatbuffer: in een 500ml fles, combineer 100 ml 1M fosfaat-oplossing, pH 6,8, 2,5 ml van 10% natriumdodecylsulfaat (SDS), en 5 ml van 0,5 M EDTA. Voeg steriele, DEPC behandeld H 2 O tot een volume van 225 ml. Pas de pH op 6,8. Voeg steriele, DEPC behandeld H 2 O tot 250 ml. Autoclaaf.
  6. "1,00 m Fosfaat Buffer" (feitelijke concentratie van fosfaat in deze oplossing is 0,91 M): In een 500 ml kolf, een combinatie van 30ml 1M fosfaat Solution, pH6.8, 2,5 ml van 10% natriumdodecylsulfaat (SDS), en 5 ml 0,5 M EDTA. Voeg steriele, DEPC behandeld H2O tot een volume van 225 ml. Pas de pH op 6,8. Voeg steriele, DEPC behandeld H 2 O tot 250 ml. Autoclaaf.
  7. Hydroxyapatiet hydratatie: Gewicht van 1g van hydroxyapatiet en toe te voegen aan een 50 ml buis. Voeg 6 ml van 0.12M fosfaatbuffer aan de hydroxyapatiet en omkeren om te mengen. Voorafgaand aan het gebruik brengen temperatuur tot 60 ° C en meng. Winkel voor langere tijd bij 4 ° C.
  8. Voorafgaand aan het gebruik, evenwicht alle fosfaat buffers en gehydrateerd hydroxyapatiet bij 60 ° C.

2. Voorbereiding van de Econo-Column

  1. Sluit kraan. Spoel column meerdere keren met gedemineraliseerd H 2 O door herhaaldelijk om te keren de kolom en decanteren.
  2. Haal de kraan van de Econo-kolom en de kolom autoclaaf te steriliseren.
  3. Vervangen en sluit kraan. Voeg 1 ml van Sigmacote aan de steriele Econo-kolom en vacht alle glazen oppervlakken. Open de kraan en decanteren.
  4. Bevestig kolom om een ​​circulerend waterbad en de ingestelde temperatuur tot 60 ° C. Om einsure de minste hoeveelheid warmteverlies over de kolom verpakking de kolom in een isolerend middel, zoals aluminiumfolie of schuim isolatie van de leidingen is aan te bevelen.
  5. Twee keer Spoel de Econo-kolom met steriele, RNase-vrij H 2 O vervolgens twee keer met een steriele, RNase-vrij 0.12M fosfaatbuffer.

3. Hydroxypaptite chromotografie

  1. Ervoor zorgen dat de kraan gesloten is, langzaam 2 ml van de pre-en-klaar, geresuspendeerd hydroxyapatiet toe te voegen aan de onderkant van de Econo-kolom met behulp van een steriele 2ml serologische pipet.
  2. Laat de hydroxyapatiet onder de kracht van de zwaartekracht te regelen voor 30 minuten.
  3. Afvoer buffer uit kolom en sluit kraan. Combineer nucleïnezuren met 0.12M fosfaat buffer in een eindvolume van 500 pi en incuberen bij 60 ° C gedurende 10 minuten in een warmte-blok of waterbad.
  4. Snel toe te passen nucleïnezuren bereid in 0.12M fosfaat buffer om het hydroxyapatiet met behulp van een 2ml serologische pipet en zorg ervoor dat u de kolom te verstoren.
  5. Laat de nucleïnezuren te binden aan de hydroxyapatiet gedurende 30 minuten.
  6. Plaats een 15 ml buis onder de kolom, opent de kraan en het verzamelen van de oorspronkelijke steekproef met ssDNA. Sluit kraan.
  7. Voeg 6 ml van 0.12M fosfaatbuffer om het hydroxyapatiet en zorg ervoor dat u de kolom te verstoren, opent de kraan, en single-stranded DNA in de 15 ml buis van de vorige stap te verzamelen. Sluit kraan.
  8. Voeg een volume van een fenol: chloroform: isoamylalcohol (25:25:1 v / v / v) oplossing voor de buis, krachtig mix en centrifugeer bij 3500 xg gedurende 15 minuten. Overdracht supernatant met ssDNA om een ​​nieuw 15 ml buis.
  9. Herhalen 3,76 en 3,87 met behulp van 6 ml van 0.20m fosfaatbuffer om eluit en te zuiveren RNA uit de kolom en zorg ervoor dat een nieuwe tube van 15 ml te gebruiken voor verzameling.
  10. Herhalen 3,76 en 3,87 met behulp van 6 ml van 0,40 m fosfaatbuffer te elueren en het dsDNA zuiveren van de kolom en zorg ervoor dat een nieuwe tube van 15 ml te gebruiken voor verzameling.
  11. Herhalen 3,76 en 3,87 met behulp van 6 ml van 1.00m fosfaat buffer op de kolom van de eventuele resterende dsDNA zorg ervoor dat u een nieuw 15ml tube te gebruiken ter incasso strip.

4. Ontzouten nucleïnezuurmonsters

  1. Transfer 4-5 ml van het monster tot een Amicon Ultra-4 centrifugaal filter apparaat uitgerust met een 30.000 moleculair gewicht afgesneden Ultracel membraan.
  2. Concentreer monster <500μl door het draaien bij 6000 xg, 30 ° C, 5 minuten (of tot geconcentreerde volume is bereikt) in een vaste hoek rotor. Gooi doorstromen.
  3. Voeg de rest van het monster (s) om de Amicon Ultra-4 centrifugaal filter apparaat en breng het volume tot 4-5 ml met RNase vrij 1X TE-buffer.
  4. Concentreer monster <500μl door het draaien bij 6000 xg, 30 ° C, 5 minuten (of tot geconcentreerde volume is bereikt) in een vaste hoek rotor. Gooi doorstromen.
  5. Voeg 4-5 ml RNase vrij 1X TE-buffer om de Amicon Ultra-4 centrifugaal filter apparaat. Concentreer monster <500μl door centrifugeren bij 6000 xg, 30 ° C, 5 minuten (of tot geconcentreerde volume is bereikt) in een vaste hoek rotor. Gooi doorstromen.
  6. Herhaal stap 4.5 een extra 5 keer volledig te ontzouten nucleïnezuurmonster (s).
  7. Transfer resterende monster (s) op een steriele 1.7ml eppendorfbuisje. Voeg 1/10e volume 3M natriumacetaat, pH 7,0, twee volumes van 100% ethanol, en 1μl van Glycoblue. Meng goed door vortexen.
  8. Centrifugeer op 28000 xg, 4 ° C, 60 minuten. Decanteren en zorg ervoor dat u de pellet te verstoren. Voeg 300μl van 70% ethanol. Draaien op 28.000 xg, kamertemperatuur gedurende 10 minuten. Decanteren, droog en resuspendeer elke fractie in een geschikt volume van de RNAse-vrij TE-buffer.

5. Representatieve resultaten:

Figuur 1 geeft een overzicht van de methoden gepresenteerd voor het gebruik van hydroxyapatiet chromatografie te fractioneren ssDNA, dsDNA en RNA nucleïnezuren uit een gemengd virale assemblage. Deze methode maakt gebruik van de lading interactie tussen de negatief geladen fosfaat ruggengraat van de nucleïnezuren en de positief geladen Ca 2 + ionen in het hydroxyapatiet en zorgt voor de efficiënte fractionering van nucleïnezuur subtypes (ssDNA, dsDNA en RNA) met toenemende concentraties fosfaat buffer 12.

De hydroxyapatiet fractionering van een in vitro "community" van bekende ssDNA (M13mp18), dsDNA (lambda) en RNA (MS2 en phi6) virale genomen wordt geïllustreerd in Figuur 2. De nucleïnezuren werden gecombineerd in gelijke concentraties, toegepast op het hydroxyapatiet kolom en werden geëlueerd met behulp van een toenemende concentratie van fosfaat buffer. Elk nucleïnezuur subtype elueert onafhankelijk van de anderen met minder dan 9% van de ene fractie over te hevelen naar de volgende.

De toepassing van deze techniek om nucleïnezuren geïsoleerd van een virale gemeenschap verzameld uit de Chesapeake Bay is weergegeven in figuur 3. De totale opbrengst nucleïnezuur geïsoleerd uit gezuiverde virussen werd toegepast op de hydroxyapatiet kolom. Genomisch materiaal dat bestaat uit ssDNA, RNA en dsDNA werd onafhankelijk geëlueerd met 0.12M, 0.20m en 0.40M/1.00M concentraties van fosfaat buffer respectievelijk. Dubbelstrengs DNA wordt geëlueerd bij fosfaat concentraties van 0,40 m en 1,00 m en in dit geval, domineert deze virale gemeenschap ten opzichte van ssDNA en RNA genotypen. Deze waarneming is in overeenstemming met de verwachte virale gemeenschap samenstelling van de mariene en estuariene omgevingen waar de meerderheid van de realiseerbare nucleïnezuren zijn dsDNA 13.

Figuur 1
Figuur 1. Stroomdiagram van het hydroxyapatiet chromatografie methode voor de fractionering van nucleïnezuren. Een mengsel van ssDNA, dsDNA en RNA bereid in 0.12M fosfaatbuffer wordt verwarmd tot 60 ° C en toegepast op een hydroxyapatiet kolom op een constante 60 ° C met behulp van een circulerend waterbad. Nucleïnezuren (ssDNA, RNA en dsDNA) zijn geëlueerd van het hydroxyapatiet met toenemende concentraties van een fosfaat-bevattende buffer. Dit cijfer is overgenomen met toestemming van de American Society of Microbiology en was oorspronkelijk te zien in Andrews-Pfannkoch et al.. 2010 12.

Figuur 2
Figuur 2. Scheiding van bekende virale nucleïnezuren met behulp van hydroxyapatiet chromatografie. Gelijke concentraties van M13mp18 ssDNA, MS2 ssRNA, phi6 dsRNA en lambda dsDNA (lanen 2-5, respectievelijk) werden gecombineerd (baan 6) en toegepast op een hydroxyapatiet kolom. Single-stranded DNA (M13mp18), RNA (MS2/phi6) en dsDNA (lambda) werden onafhankelijk geëlueerd van het hydroxyapatiet kolom met behulp van 0.12M (laan 8), 0.18M (laan 9) en 0.40M/1.00M (baan 10) . Een 1kb ladder (lanen 1, 7) werd gebruikt om genoom maten te bevestigen. Dit cijfer is overgenomen met toestemming van de American Society of Microbiology en was oorspronkelijk te zien in Andrews-Pfannkoch et al.. 2010 12.

Figuur 3
Figuur 3. Scheiding van virale nucleïnezuren geïsoleerd uit een gemeenschap binnen de Chesapeake Bay. Nucleïnezuren werden geïsoleerd en toegepast op een hydroxyapatiet kolom. ssDNA (laan 0.12M), RNA (laan 0.20m) en dsDNA (lanen 0.40M/1.0M) werden onafhankelijk van elkaar geëlueerd met behulp van fosfaat-buffer concentraties van 0.12M, 0.20m en 0.40M/1.00M, respectievelijk. Hi Mass DNA Ladder (laan L1) en 1kb Ladder (laan L2) werden gebruikt om visueel te bevestigen benaderde moleculaire gewicht en de massa van nucleïnezuren. Dit cijfer is overgenomen met toestemming van de American Society of Microbiology en was oorspronkelijk te zien in Andrews-Pfannkoch et al.. 2010 12.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

De hydroxyapatiet chromatografie methodiek hier wordt gepresenteerd is een zeer efficiënte en robuuste hulpmiddel voor de fractionering van nucleïnezuren uit gemengde virale assemblages, wanneer het doel is het bestuderen van de totale nucleïnezuur samenstelling van de gemeenschap. In het algemeen zal ssDNA, RNA en dsDNA elueren uit de kolom pho fosfaatbuffer concentraties hoger dan ongeveer ~ 0en 0,40 m respectievelijk. Echter, elke bereiding van hydroxyapatiet hebben een iets andere samenstelling en elutieprofiel dus is het belangrijk om te testen elke bereiding met behulp van bekende nucleïnezuren (bijv. van een gecultiveerde virus voorbereiding). Hierdoor kan de gebruiker de specifieke concentraties van fosfaat-bevattende buffers nodig om de gewenste nucleïnezuren elueren vast te stellen.

Een beperkende factor van deze techniek is de hoeveelheid beschikbare Ca 2 + ionen in het hydroxyapatiet dat het fosfaat ruggengraat van de nucleïnezuren kan binden. De capacityamount van het hydroxyapatiet in de kolom kan worden opgeschaald omhoog of omlaag om kolom (bepaald door de grootte van de watermantel kolom en de hoeveelheid van de gebruikte hydroxyapatiet) en het volume van de buffers gebruikt voor elutie kan worden opgeschaald naar boven of beneden om tegemoet zeer kleine of zeer grote hoeveelheden van de input nucleïnezuren, maar wordt uiteindelijk beperkt door de grootte van het water-mantel kolom.

Bovendien, een partij techniek waarbij de nucleïnezuren, hydroxyapatiet, en fosfaat-bevattende buffers worden gecombineerd in een buis, gemengd en gecentrifugeerd bij lage snelheid is een alternatieve manier van isoleren gerichte nucleïnezuren. Deze strategie kan gunstig zijn in sommige gevallen, maar is niet zo betrouwbaar als de chromatografische methoden die zijn nauwkeuriger en betere fractionering van nucleïnezuren.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Geen belangenconflicten verklaard.

Acknowledgments

Dit onderzoek werd ondersteund door de Office of Science (BER), US Department of Energy, samenwerkingsovereenkomst nee. De-FC02-02ER63453, Microbiële het genoom van de National Science Foundation Sequencing Program (award nummers 0626826 en 0731916). Wij danken John Glass voor zijn technische expertise en advies en K. Eric Wommack voor zijn hulp bij het milieu monstername.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Econo-Column Bio-Rad 737-0717 0.7cm ID package/2
Hydroxyapatite Bio-Rad 130-0520 DNA Grade Bio-Gel HTP Gel, 100g/td>
Sodium Phosphate, Monobasic VWR international VW1497-01 Monohydrate, Crystal 500g
Sodium Phosphate, Dibasic VWR international VW1496-01 Anhydrous, Powder 500g
DEPC-treated Water Invitrogen AM9922 1L
10% SDS Solution Invitrogen 24730-020 UltraPure, 1L
0.5M EDTA Invitrogen AM9262 pH 8.0, 1L
Sigmacote Sigma-Aldrich SL2-25ML
2ml serological pippette VWR international 89130-884 Polystyrene, Sterile
BD Falcon Centrifuge Tubes VWR international 21008-936 15ml, Sterile
Phenol:Chloroform:Isoamyl Alcohol (25:24:1 v/v/v) Invitrogen 15593-031 UltraPure, 100ml
Amicon Ultra-4 Centrifugal Device EMD Millipore UFC803024 Ultracel-30 membrane
20X TE Buffer, Rnase free Invitrogen T11493 100ml
Glycoblue Invitrogen AM9516 15mg/ml

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Whitman, W. B., Coleman, D. C., Wiebe, W. J. Prokaryotes: The Unseen Majority. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 95, 6578-65 (1998).
  2. Hendrix, R. W. Bacteriophages: evolution of the majority. Theor Popul Biol. 61, 471-471 (2002).
  3. Weinbauer, M. G. Bacteriophages: Evolution of the Majority. FEMS Microbiol Rev. 28, 127-127 (2004).
  4. Dinsdale, E. A., Edwards, R. A., Hall, D. Functional Metabolic Profiling of Nine Biomes. Nature. 455, 830-830 (2008).
  5. McDaniel, L., Breitbart, M., Mobberley, J. Metagenomic Analysis of Lysogeny in Tampa Bay: Implications for Prophage Gene Expression. PLoS ONE. 3, e3263-e3263 (2008).
  6. Williamson, S. J., Rusch, D. B., Yooseph, S. The Sorcerer II Global Ocean Sampling Expedition: Metagenomic Characterization of Viruses within Aquatic Microbial Samples. PLoS ONE. 3, e1456-e1456 (2008).
  7. Lang, A. S., Rise, M. L., Culley, A. I. RNA Viruses in the Sea. FEMS Microbiol Rev. 33, 295-295 (2009).
  8. Ng, T. F., Manire, C., Borrowman, K. Discovery of a Novel Single-Stranded DNA Virus from a Sea Turtle Fibropapilloma by using Viral Metagenomics. J. Virol. 83, 2500-2500 (2009).
  9. Rosario, K., Duffy, S., Breitbart, M. Diverse Circovirus-like Genome Architectures Revealed by Environmental Metagenomics. J Gen Virol. 90, 2418-2418 (2009).
  10. Culley, A. I., Lang, A. S., Suttle, C. A. Metagenomic Analysis of Coastal RNA Virus Communities. Science. 312, 1795-1795 (2006).
  11. Bernardi, G. Chromotography of Nucleic Acids on Hydroxyapatite. Nature. 209, 779-779 (1965).
  12. Andrews-Pfannkoch, C., Fadrosh, D. W., Thorpe, J. Hydroxyapatite-Mediated Separation of Double-Stranded DNA, Single-Stranded DNA and RNA Genomes from Natural Viral Assemblages. Applied and environmental microbiology. 76, 5039-5039 (2010).
  13. Wommack, K. E., Colwell, R. R. Virioplankton: Viruses in Aquatic Ecosystems. Microbiol Mol Biol Rev. 64, 69-69 (2000).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics