Kryokonservierung von Maus Embryonen durch Ethylen-Glykol-Based Vitrification

Biology
 

Summary

Eine Ethylenglykol-Basis Verglasung Methode zur Maus-Embryonen beschrieben. Es ist vorteilhaft, andere Methoden in ihrer Einfachheit und niedrigen embryonalen Toxizität, und kann daher weitgehend auf viele Stämme von Mäusen, einschließlich Inzucht-und Gen-veränderten Mäusen.

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Mochida, K., Hasegawa, A., Taguma, K., Yoshiki, A., Ogura, A. Cryopreservation of Mouse Embryos by Ethylene Glycol-Based Vitrification. J. Vis. Exp. (57), e3155, doi:10.3791/3155 (2011).

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Abstract

Kryokonservierung von Maus-Embryonen ist eine technologische Basis, die biomedizinischen Wissenschaften unterstützt, da viele Stämme von Mäusen durch genetische Modifikationen hergestellt worden sind und die Zahl ist konstant steigt von Jahr zu Jahr. Seine technische Entwicklung begann mit langsamen Einfrieren Methoden in den 1970er Jahren 1, dann durch Verglasung Methoden in den späten 1980er Jahren 2 entwickelt gefolgt. Im Allgemeinen ist die letztere Technik den Vorteil, ihre Schnelligkeit, Einfachheit und hohe Überlebensfähigkeit der Embryonen gewonnen. Allerdings sind die Frostschutzmitteln enthaltene hochgiftige und können nachfolgende Entwicklung des Embryos beeinflussen. Daher wurde die Technik nicht für bestimmte Stämme von Mäusen, auch wenn die Lösungen bis 4 ° C abgekühlt, um die toxische Wirkung beim Embryo Handling zu mildern. Am RIKEN BioResource Center, sind mehr als 5000 Mausstämme mit unterschiedlichen genetischen Hintergründen und Phänotypen 3 gehalten, und deshalb haben wir eine Verglasung te optimiertchnique, mit denen wir Embryonen aus vielen verschiedenen Stämmen von Mäusen Kryokonservierung, mit den Vorteilen der hohen Embryo Überleben nach Verglasung und Auftauen (oder Verflüssigung, genauer gesagt) bei Umgebungstemperatur Temperatur 4.

Hier präsentieren wir eine Verglasung Methode zur Maus-Embryonen, die erfolgreich an unserem Zentrum eingesetzt. Die Kryokonservierung Lösung enthält Ethylenglykol anstelle von DMSO, um die Toxizität von Embryonen 5 zu minimieren. Es enthält auch Ficoll und Saccharose für die Prävention von Entglasung und osmotische Anpassung, bzw.. Embryonen können bei Raumtemperatur behandelt und übertragen in flüssigen Stickstoff innerhalb von 5 min. Da die ursprüngliche Methode für Kunststoff-Strohhalme als Container optimiert wurde, haben wir etwas das Protokoll für Kryoröhrchen, die leichter zugänglich in den Laboratorien und widerstandsfähiger gegen körperliche Schäden sind modifiziert. Wir beschreiben auch die Verfahren nach dem Auftauen verglaste Embryonen im Detail, weil es eine kritische ste istp für eine effiziente Rückgewinnung von lebenden Mäusen. Diese Methoden wäre es hilfreich, Forscher und Techniker, die Erhaltung der Mausstämme für den späteren Gebrauch müssen in einem sicheren und kostengünstige Weise.

Protocol

Die allgemeine Systematik des Experiments ist in Abb. dargestellt. 1.

1. Vorbereitung der Reagenzien

  1. Machen Sie den Basis-Medium (hier als PB1 bekannt) in einem 100 ml-Glasflasche nach der folgenden Tabelle unten:
    MW mM mg/100ml
    NaCl 58,4 136,98 800,0
    KCl 74,6 2,68 20,0
    KH 2 PO 4 136,1 1,47 20,0
    Na 2 HPO 4 · 12 H 2 O 358,14 8,04 288,1
    MgCl 2, 6H 2 O 203,3 0,49 10,0
    180,2 5,56 100,0
    Na-Pyruvat 110 0,33 3,6
    CaCl 2 · 2H 2 O 147 0,9 13,2
    Penicillin G 6,0 (ca.)
  2. Machen Sie das Ficoll-Saccharose (FS)-Lösung:
    1. Fügen Sie den folgenden Chemikalien zu 14 ml PB1 Lösung in einer 50 ml Tube.
      Ficoll 70 6,0 g
      Sucrose 3,424 g
      BSA 42.0 mg
    2. Mix Ficoll 70 und Saccharose in PB1-Lösung und gut schütteln, bis sie vollständig gelöst ist.
    3. Nach Prüfung der vollständigen Auflösung vor, fügen BSA auf der Oberfläche der Lösung und hält sie4 ° C bis BSA vollständig gelöst ist (> 4 Stunden oder über Nacht).
  3. Machen Sie den Gleichgewichts-Lösung (EFS20) und die Verglasung Lösung (EFS40) in einem 50 ml-Tube:
    • EFS20: 20% (v / v) Ethylenglykol, 24% (w / v) Ficoll und 0,4 mol / L Saccharose in PB1 mit BSA
    • EFS40: 40% (v / v) Ethylenglykol, 18% (w / v) Ficoll und 0,3 mol / L * Saccharose in PB1 mit BSA
      * Bei Embryonen aus der BALB / c oder ICR-Stamm, erhöhen die Konzentration von Saccharose zu 0,9 mol / L Saccharose, weil sie empfindlicher auf 6 cryodamage sind.
    EFS20 Lösung EFS40 Lösung
    Ethylenglykol 1 ml 2 ml
    FS-Lösung 4 ml 3 ml
  4. Sterilisation der Lösung durch Filtration mit einem 0,45 um filter. Machen Aliquots in 5 ml Polystyrol-Röhrchen und lagern bei 4 ° C. Sie können für ca. 6 Monate verwendet werden.
  5. Vorbereitung der Embryo Auftauen Lösung mit 0,75 M Saccharose (TS1)
    1. Lösen Sie 7,7 g Saccharose in PB1 (hergestellt in Schritt 1,1) und bringen das Gesamtvolumen auf 30 ml. Mix durch leichtes Schütteln, bis Saccharose vollständig gelöst ist.
    2. Add 90 mg BSA auf die Oberfläche der Lösung und lassen Sie es stehen bis zur vollständigen Auflösung.
    3. Sterilisation der Lösung durch Filtration.
    4. Aliquotieren und lagern bei 4 ° C. Sie können für etwa 1 Monat verwendet werden.

    Hinweis: TS1 kann auch aus kommerziell erhältlichen M2 vorbereitet werden.
    1. Lösen Sie 7,7 g Saccharose in M2 und bringen das Gesamtvolumen auf 30 ml.
    2. Mix durch leichtes Schütteln, bis Saccharose vollständig gelöst ist.
    3. Sterilisation der Lösung durch Filtration.
    4. Aliquotieren und lagern bei 4 ° C. Sie können für etwa 1 Monat verwendet werden.
  6. TS2 (Auftauen Lösungmit 0,25 M Saccharose):
    1. 10 ml TS1 mit 20 ml Volumen von PB1 oder M2, als angemessen.
    2. Aliquotieren und lagern bei 4 ° C. Sie können für etwa 1 Monat verwendet werden.

2. Verglasung von 2-Zellen muriner Embryonen

  1. Bereiten Sie 2-Zellen-Maus-Embryonen durch natürliche Paarung oder konventionelle In-vitro-Fertilisation.
  2. Aliquot 50 pl EFS40 in ein Kryoröhrchen. Jenseits, führen den Rest der Verglasung Verfahren bei der Raumtemperatur.
  3. Aliquot 50 ul EFS20 auf dem Boden einer 35 mm oder 60 mm Kunststoff-Petrischale.
  4. Übertragen Sie bis zu 30 Embryonen EFS20 mit einer Glaskapillare mit nur den Mindestbetrag des Kulturmediums. Starten Sie einen Timer für 2 min.
    Hinweis: Legen Embryonen auf der Unterseite des Tropfens. Dies macht eine effiziente Entwässerung von Embryonen. Überprüfen Sie die Morphologie der Embryonen, die durch ein Stereomikroskop. Dehydrated Embryonen zeigen eine geschrumpfte Morphologie, wie in Abb. gezeigt. 2A.Wenn sie nicht dehydriert genug sind, für mehr 1 oder 2 min warten.
  5. Bei ca. 1,5 min, nehmen Sie den Embryonen aus dem EFS20 Tropfen nur mit der minimalen Menge der Lösung. Übertragen Sie sie auf EFS40 in der Kryoröhrchen in Schritt 2.1 vorbereitet. Hinweis: Für die besten Ergebnisse erzielen Sie, den Zeitpunkt der Abholung Embryonen, so dass alle Embryonen können in EFS40 bei rund 2 min übertragen werden.
  6. Warten Sie 1 min.
  7. Legen Sie die Kryoröhrchen direkt in flüssigen Stickstoff (LN 2).

3. Auftauen Vitrified 2-Zellen muriner Embryonen

  1. Vor dem Auftauen ein Gericht zubereiten, mit 10 ul Tropfen Embryo Nährboden für aufgefundenen Embryonen (siehe Schritt 3,13). Decken Sie die Schüssel mit Öl und in eine CO 2-Inkubator bis zur Verwendung. Hinweis: Obwohl alle Medien für die Routine Embryokultur in diesem Experiment verwendet werden können, empfehlen wir Medien mit höherer Osmolarität wie M16 Medium.
  2. Warm TS1 bis 37 ° C.
  3. Setzen Sie auf eine Gesichtsmaske und Kryo. Öffnen Sie die LN 2 tank und Abrufen einer Kryoröhrchen mit Embryonen.
  4. Schnelles Öffnen der Spitze der Tube und entsorgen LN 2. Warten Sie 30 Sek. TS1 vor dem Einfrieren zu verhindern um den nächsten Schritt.
  5. Verwenden Sie ein 1000ul Pipette auf 850 ul von TS1 (37 ° C) in die Röhre hinzu und mischen Sie die Lösung durch vorsichtiges Pipettieren (etwa zehnmal in 25 Sekunden), bis die Lösung gleichmäßig gelöst ist.
  6. Übertragen Sie die gesamte Volumen der Röhre zu einem Kunststoff 60 mm Petrischale (oder einem Uhrglas) (Abb. 3A). Hinweis: Die Embryonen sollte bei Raumtemperatur (22-25 ° C) behandelt werden, bis sie in einem CO 2-Inkubator bei Step 3,14 platziert werden.
  7. Starten Sie einen Timer für 3 min.
  8. Mit rund 2 min in TS1, schütteln die Schale, bis das Medium mit Embryonen über die Oberfläche der Schale (Abb. 3B) verteilt ist. Hinweis: Dies wird dazu beitragen die Embryonen nach unten gehen, weil sie nahe an der Oberfläche schwimmen, wenn sie TS1 übertragen.
  9. Legen Sie drei 50 ul Tropfen TS2 auf the-Spiegel (Abb. 3C).
  10. Nach 3 min in TS1, überprüfen Sie die Morphologie der Embryonen, die durch ein Stereomikroskop, sie sollten leicht geschrumpft sein. Siehe die Morphologie der Embryonen in den früheren (Abb. 2B) und später (Abb. 2C) in TS1. Hinweis: Wenn die Embryonen noch geschwollen, halten sie in TS1 mehr 1 bis 3 min.
  11. Nehmen Sie den Embryonen und übertragen Sie sie auf den ersten Tropfen TS2 (Abb. 3D). Starten Sie einen Timer für 3 min
  12. Nach 3 min-Embryonen in die zweite und dann die dritte Tropfen (Abb. 3E).
  13. Übertragen Sie die Embryonen in das Kulturmedium in Schritt 3.1 vorbereitet. Die Embryonen werden in die Form der Abb.. 2D.
  14. Legen Gericht in einem CO 2-Inkubator. Etwa 10 min später-Embryonen in die nächste Tropfen Kulturmedium zu waschen Saccharose, übernommen wurde von TS2 durchgeführt.
  15. Weiter Kultur in einem CO2-Inkubator bis Embryotransfer.
    Hinweis: Transfer Embryos zu den Eileitern des Empfängers Weibchen am Tag nach dem Auftauen. Lange Kultur in vitro zu einem Rückgang der Lebensfähigkeit der Embryonen in einigen Stämmen von Mäusen.

4. Repräsentative Ergebnisse:

In vitro - und In-vivo-Entwicklung von Embryonen nach dem Auftauen ist in den Tabellen 1 und 2 dargestellt. Die Vorteile dieses Protokolls sind die hohe Überlebensfähigkeit der Embryonen nach dem Auftauen und der breiten Anwendbarkeit auf verschiedene Stämme von Mäusen.

Belastung Gesamtzahl der Röhren Anzahl der Embryonen verglaste Recovered (Nr. (%)) Morphologisch normalen (Nr. (%)) Entwicklung zu Blastozysten (Nr. (%))
C57BL/6J 20 400 397 (99) 394 (99) 342 (87)
BALB / cA 15 300 296 (99) 282 (95) 238 (84)
ICR 24 480 474 (99) 443 (93) 398 (90)

Tabelle 1. In vitro-Entwicklung von keramisch aufgetauten Embryonen in gemeinsamen Mausstämme

Zustand von Embryonen Anzahl der Empfänger Weibchen Anzahl der transferierten Embryonen Nidationsstellen (Nr. (%)) Live-Nachkommen (Nr. (%))
Frisch 12 180 141 (78.3) 110 (61.1)
Verglaste 16 242 202 (83.5) 125 (51.7)

Tabelle 2. In vivo-Entwicklung von keramisch aufgetauten Embryonen in C57BL/6J-Mäuse.

Abbildung 1
Abbildung 1. Die allgemeine Systematik des Versuchs einschließlich der Äquilibrierung Verglasung und Auftauen von Embryonen.

Abbildung 2
Abbildung 2. Die Morphologie der Embryonen bei jedem Schritt nach dem Auftauen.

Abbildung 3
Abbildung 3. Auftauen von Embryonen. Alle Vorgänge werden bei Raumtemperatur durchgeführt. (A), hinzufügen 850 ul von TS1 (37 ° C) in eine Kryoröhrchen und Transfer das gesamte Volumen der Lösung in die Kryoröhrchen auf einer Plastikschale. Zu diesem Zeitpunkt sehen die Embryonen geschwollen wie in Abb. gezeigt. 2B. (B), Spread der Lösung über die Oberfläche der Schale durch leichtes Schütteln. (C), Place drei 50 ul Tropfen TS2 auf der Plastikschale. (D), Transfer der Embryonen in den ersten Tropfen TS2. Nach 3 min, sehen die Embryonen shurunken wie in Abb. gezeigt. 2C. (E), Transfer ihnen seriellely in den verbleibenden TS2 Tropfen und dann in das Kulturmedium.

Discussion

Seit dem ersten Bericht des Maus-Embryo Verglasung von Rall und Fahy in 1985 2 wurden mehrere technische Verbesserungen vorgenommen, um die Überlebensfähigkeit der Embryonen nach dem Auftauen zu erhöhen. Einer der erfolgreichsten Modifikationen wurde durch Verwendung von Ethylenglykol als Frostschutzmittel wegen ihrer geringen Toxizität und hohe Membran-Permeabilität erreicht. Solche Vorteile ermöglichen es uns, das Einfrieren von Embryonen bei Raumtemperatur 4 Griff, andere Verglasung Methoden erfordern Embryo Übergabe bei kühleren Temperaturen und sind nicht immer für einige Stämme von Mäusen mit BALB / c 6. Die erste Ethylenglykol-Basis Verglasung wurde von Kasai et al. im Jahr 1990 5,7. Da die ursprüngliche Methode für Kunststoff-Strohhalme als Container optimiert wurde, haben wir etwas das Protokoll für Kryoröhrchen, die leichter zugänglich in den Laboratorien und widerstandsfähiger gegen körperliche Schäden sind modifiziert. Daher kann die Verglasung hier beschriebene Methode applicable zu vielen Labors mit Mäusen als wissenschaftlicher Modelle. Die gleiche Methode kann auch für Maus-Embryonen im Morula und Blastozyste Stufen 8 und Rattenembryonen 9 verwendet werden. Allerdings haben wir vor kurzem festgestellt, dass die Qualität der Kryoröhrchen kann die Überlebensrate von Embryonen nach dem Einfrieren und Auftauen zu beeinflussen. Daher ist es wichtig, die Innenseite der Kryoröhrchen für seine Glätte vor Verglasen Embryonen (z. B., siehe Tabelle auf der spezifischen Reagenzien und Geräte) zu untersuchen.

Vitrification Methoden haben viele Vorteile gegenüber herkömmlichen langsamen Einfrieren Methoden, aber sie inhärent haben einen Nachteil in Bezug auf Transport-Zweck. Als verglaste Embryonen bei unter -120 gehalten werden sollten ° C, um ihre Lebensfähigkeit zu erhalten, sind trocken Verlader in der Regel für ihre sicheren Transport verwendet. Dry Verlader sind schwer und sperrig, und ihre Hin-und Rückfahrt ist teuer, vor allem für internationale Transporte. Wir sind jetzt entwickelt derzeit eine neue Verglasung Methodedie verglaste Embryonen können auf Trockeneis gelagert werden (ca. -80 ° C) für mindestens 7 Tage 10. Diese Methode sollte die Verglasung der nächsten Generation werden.

Disclosures

Wir haben nichts zu offenbaren.

Acknowledgements

Diese Studie wurde in Zusammenarbeit mit dem National BioResource Projekt durchgeführt, das Ministerium für Bildung, Kultur, Sport, Wissenschaft und Technologie, Japan.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Bovine serum albumin Merck & Co., Inc. 12657
Ethylene glycol Wako Pure Chemical Industries, Ltd. 058-00986
Ficoll 70 GE Healthcare 17-0310-10
Glucose Wako Pure Chemical Industries, Ltd. 041-00595
NaCl Wako Pure Chemical Industries, Ltd. 191-01665
KCl Wako Pure Chemical Industries, Ltd. 163-03545
KH2PO4 Wako Pure Chemical Industries, Ltd. 169-04245
Na2HPO4·12H2O Wako Pure Chemical Industries, Ltd. 500-04195
MgCl2 ·6H2O Wako Pure Chemical Industries, Ltd. 135-00165
CaCl2 ·2H2O Wako Pure Chemical Industries, Ltd. 031-00435
Penicillin G Sigma-Aldrich P-4687
Sodium pyruvate Sigma-Aldrich P-8574
Sucrose Wako Pure Chemical Industries, Ltd. 196-00015
M16 medium Sigma-Aldrich M7292
M2 medium Sigma-Aldrich M7167
Cryotube Sumitomo Bakelite Co., Ltd. MS-4501 “Cryogenic Vial”

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References

  1. Whittingham, D. G., Leibo, S. P., Mazur, P. Survival of mouse embryos frozen to -196° and -269°C. Science. 187, 411-414 (1972).
  2. Rall, W. F., Fahy, G. M. Ice-free cryopreservation of mouse embryos at -196°C by vitrification. Nature. 313, 573-575 (1985).
  3. Yoshiki, A. The mouse resources at the RIKEN BioResource center. Exp. Anim. 58, 85-96 (2009).
  4. Mochida, K., Ogura, A. Cryopreservation of embryos in laboratory species. J. Mamm. Ova. Res. 27, 87-92 (2010).
  5. Kasai, M. A simple method for mouse embryos cryopreservation in a low toxicity vitrification solution, without appreciable loss of viability. J. Reprod. Fert. 89, 91-97 (1990).
  6. Dinnyes, A., Wallace, G. A., Rall, W. F. Effect of genotype on the efficiency of mouse embryo cryopreservation by vitrification or slow freezing methods. Mol. Reprod. Dev. 40, 429-435 (1995).
  7. Kasai, M., Mukaida, T. Cryopreservation of animal and human embryos by vitrification. Reprod. Biomed. Online. 9, 164-170 (2004).
  8. Miyake, T. Vitrification of mouse oocytes and embryos at various stages of development in an ethylene glycol-based solution by a simple method. Theriogenology. 40, 121-134 (1993).
  9. Han, M. S., Niwa, K., Kasai, M. Vitrification of rat embryos at various developmental stages. Theriogenology. 59, 1851-1863 (2003).
  10. Jin, B. Equilibrium vitrification of mouse embryos. Biol. Reprod. 82, 444-450 (2010).

Comments

14 Comments

  1. Please, one question about the medium EFS²0 and EFS40:
    Are they prepared simply using the proportions described in the table EG/FS 1:4 and EGFS ²:5 (table), or is it the another formula described in the text (EFS²0: ²0% (v/v) etthylene glycol, ²4% (w/v) Ficoll and 0.4mol/L sucrose in PB1 with BSA. Thanks in advance .Cleide from Brazil.

    Reply
    Posted by: Cleide S.
    May 17, 2012 - 2:23 PM
  2. Thank you for your interesting.
    The first, we prepare FS solution consist of 30% (w/v) Ficoll and 0.5 mol/L sucrose in PB1 with BSA. And mix with ethylene glycol 1:4 or ²:3 for preparation of EFS²0 and EFS40, respectively. Finally, EFS²0 consists with ²0% (v/v) ethylene glycol, ²4% (w/v) Ficoll and 0.4mol/L sucrose in PB1 with BSA.
    Keiji from Japan

    Reply
    Posted by: Keiji M.
    May 18, 2012 - 12:44 AM
  3. Thanks Keiji for your response.
    I have another question: what embryo culture medium did you use until cryopreservation?
    You have very good results.
    congratulations
    Cleide

    Reply
    Posted by: Cleide S.
    May 18, 2012 - 3:28 PM
  4. I have always used CZB medium (Chatot CL, et al. 1989, J. Reprod. Fertil. 86:679-688) containing 5.6 mM glucose, 0.1 mg/ml PVA, and 3.0 mg/ml bovine serum albumin after IVF for around ²0 hrs and after cryopreservation until embryo transfer.
    The data in table 1 were obtained with CZB medium.
    I also recommend you to use KSOM medium instead of CZB medium.

    Keiji

    Reply
    Posted by: Keiji M.
    May 20, 2012 - 9:53 PM
  5. Ok Keiji.
    Thank you very much.
    best regards
    Cleide

    Reply
    Posted by: Cleide S.
    May 21, 2012 - 9:56 AM
  6. Keiji,
    I'm very interested in your protocol. I've just a question about the preparation of the PB1 solution. Do you just dissolve all the components in the order of your list in 100mL distilled H²0 or do you readjust the pH?
    Thanks in advance.
    Maryline from Belgium

    Reply
    Posted by: Maryline K.
    July 6, 2012 - 4:49 AM
  7. Thank you for your interesting.

    About PB1 preparation , you can also find the protocol in the book, "Manipulating the Mouse Embryo" as modified D-PBS.
    We can prepare this solution to dissolve all components in the order of our list.

    However, usually we prepare PBS (-) solution first, which consists of NaCl, KCl, Na²HPO4 and KH²PO4.
    Then, after preparation of x100 concentrated MgCl² and CaCl² solutions, respectively, each 0.1 ml solution are slowly added in 98 ml of PBS(-) solution with gently mixing.
    Because this PBS(+) solution can be stored in refrigerator for several months.
    Before using, we dissolve other reagents, glucose, Na pyruvate and penicillin G.
    This PB1 solution can be used for at least a few weeks by storing in refrigerator.
    In the other hand, we can buy the powder or tablet of PBS(-) from some companies.

    And we do not adjust the pH.

    I hope this coment will be a help for you.

    Reply
    Posted by: Keiji M.
    July 8, 2012 - 11:05 PM
  8. Thank you very much! Your coment is really helpful.
    Maryline

    Reply
    Posted by: Maryline K.
    July 9, 2012 - 2:36 AM
  9. Hello,
    I wanted to try this method using 8-cell embryo. I noticed that the freezing media the PB1 is with BSA. How much BSA do you add?

    Thanks,
    Agnes
    Thanks,

    Reply
    Posted by: Anonymous
    April 5, 2016 - 5:30 PM
  10. Thank you for your interesting.

    PB1 contains 3 mg/ml of BSA. Finally, vitrification solution (EFS40) contains 1.26 mg/ml of BSA.

    And this method is effective for the embryos at each stage from 1-cell to early blastocyst include 8-cell stage.

    Reply
    Posted by: Keiji M.
    April 6, 2016 - 8:30 PM
  11. Hello,
    I tried the procedure but I found out that it is very hard to see the embryos after transferring them in EFS20. They floated and changed shape. I lost half the number of the embryos that I collected. Is there any practical tip that you can tell me to avoid this problem?
    Also, could I harvest the embryos in M2 and freeze them using you freezing media?

    Thanks again.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    April 8, 2016 - 1:22 PM
  12. Thank you for your interesting.

    If you can release embryos with small volume of medium near the bottom of EFS20 solution, you can find all embryos in small area. And we also recommend that it becomes easy to discover embryos at the surface of EFS20 solution by control of the light with the adjustment lever.

    The developmental ability of embryos will decrease at outside of incubator. However, the embryos must be left outside of incubator more than 10 min., the medium contains HEPES (ex. M2, HEPES-KSOM) or PB1 solution should be used.

    Keiji

    Reply
    Posted by: Keiji M.
    May 2, 2016 - 1:13 AM
  13. Hi,

    I think there is a mistake in the step 1.2.1: Add the following chemicals to 14 ml of PB1 solution in a 50 ml tube.
    Shouldn't it be 20ml?

    Thanks,
    Tony

    Reply
    Posted by: Tony N.
    April 28, 2016 - 4:16 AM
  14. Hi, Tony

    You are right.
    Total volume will be 20 ml.
    The conical tube of 50 ml is useful for preparation of this solution.

    Thank you.

    Keiji

    Reply
    Posted by: Keiji M.
    May 2, 2016 - 1:20 AM

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