השרשה של משדרי Radiotelemetry מניבים נתוני אק"ג, קצב הלב, טמפרטורת הגוף Core ו פעילות חינם נעים עכברי מעבדה

Medicine
 

ERRATUM NOTICE

Summary

טכניקה כירורגית להשתלה של משדרי טלמטריה זמינים מסחרית המשמש למדידה רציפה של biopotential (חד להוביל ECG), קצב הלב, טמפרטורת הגוף הליבה בפעילות של תנועה בעכברים נע בחופשיות מוצג. המלצות פרוטוקולים לטיפול שלאחר הניתוח לבין הקלה על כאב, שיפור התאוששות, הרווחה שיעור ההישרדות מוצגים גם.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Cesarovic, N., Jirkof, P., Rettich, A., Arras, M. Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice. J. Vis. Exp. (57), e3260, doi:10.3791/3260 (2011).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

עכבר מעבדה הוא מיני בעלי חיים של בחירה עבור מחקר ביו ביותר, הן בתחום האקדמי לבין תעשיית התרופות. עכברים הם בגודל לניהול קל יחסית בבית. גורמים אלה, יחד עם הזמינות של שפע של מוטציות ספונטניות המושרה בניסוי, לעשות עכברי מעבדה אידיאלי למגוון רחב של תחומי מחקר.

במחקר לב וכלי דם, תרופתי ו toxicological, מדידה מדויקת של פרמטרים הנוגעים מערכת הדם של חיות מעבדה נדרש לעתים קרובות. קביעת קצב הלב, קצב השתנות הלב, ומשך PQ ומרווחי QT מבוססים על (אק"ג) הקלטות רל. עם זאת, קבלת אמין עקומות א.ק.ג., כמו גם נתונים פיזיולוגיים כגון טמפרטורת הגוף בעכברים יכול להיות קשה תוך שימוש בטכניקות מדידה קונבנציונאלי, הדורשות חיבור חיישנים וחוטים להוביל מאופקת, קשור, או אפילוaesthetized בעלי חיים. נתונים המתקבלים באופן זה יש לפרש בזהירות, שכן ידוע כי מניעה וחומרי הרדמה השפעה רבה על artifactual פיזיולוגיים 1, 2.

Radiotelemetry מאפשר לקבל נתונים שנאספו חיות בהכרה ומשוחררת. המדידות ניתן לבצע גם נע בחופשיות בעלי חיים, ללא צורך החוקר להיות בקרבתו של החיה. לפיכך, המקורות הידועים של חפצים נמנעים, מדידות מדויקות ואמינות מובטחים. מתודולוגיה זו גם מפחיתה את השתנות interanimal, ובכך להקטין את מספר בעלי החיים המשמשים, טיוח טכנולוגיה זו השיטה ההומנית ביותר של ניטור פרמטרים פיסיולוגיים בחיות מעבדה 3, 4. התקדמות מתמדת בטכנולוגיות רכישת נתונים המזעור השתל אומר כי ניתן כיום לרשום פרמטרים פיזיולוגיים פעילות של תנועה רציפה בזמן אמת על p עודeriods כגון שעות, ימים או אפילו שבועות 3, 5.

כאן, אנו מתארים טכניקה כירורגית להשתלה של משדר טלמטריה זמינים מסחרית המשמש למדידות רציפה של טמפרטורת הליבה הגוף, פעילות של תנועה ו biopotential (כלומר onelead ECG), שממנה קצב הלב, קצב השתנות הלב, PQ ו מרווחי QT ניתן הוקמה בשנת, עכברים freeroaming ומשוחררת. אנו מציגים גם טרום ניתוחית נהלים ופרוטוקולים לטיפול שלאחר הניתוח נמרץ וטיפול בכאב המשפרים התאוששות, רווחה שיעורי ההישרדות של עכברים מושתלים 5, 6.

Protocol

הניסוי בבעלי חיים אושרה על ידי משרד וטרינרית הקנטון (ציריך, שוויץ). השיכון הפרוצדורות היו בהתאם לחוק הגנת בעלי חיים השוויצרי ומתאימים הדירקטיבה האירופית להגנה על בעלי חיים למטרות מדעיות (2010/63/EU הנחיה של הפרלמנט האירופי ושל המועצה של 22 ספטמבר 2010).

1. טרום ניתוחית שיקולים

1.1 עכברים: דרישות דיור, מצב כללי ניטור בריאות

מומלץ עכברים נמסר מיצרנים או להעביר ממושבות מכרסם חיצוני צריכים להגיע במתקן דיור לפחות שבועיים לפני הניתוח. תקופה זו אמורה לאפשר החיות להסתגל לסביבה החדשה ספציפי המתקן תנאי דיור. עכברים, כמו בעלי חיים חברתיים, יש שיכנו בקבוצות תואם בתקופה זו הסתגלות. עבור ניטור ברמה של הפרטמזון צריכת המים, כל עכבר שוכן לחוד עד 10 ימים לאחר ההשתלה משדר כירורגית מ 3 ימים לפני הניתוח. קו הזמן להקמת telemetric-משדר נושאות עכברים מוצג באיור 1. זה חיוני כי החיות לבוא ניתוח בבריאות במצב טוב. לכן, לפני ניתוח, בעלי חיים צריכים להיות במעקב פעם במשך 2-3 ימים לגבי מצבו הכללי ליום (, הופעה יציבה, התנהגות ספונטנית) כמו גם משקל הגוף, מזון צריכת המים. נתונים אלה מתועדים על שיא רפואי (תנאי כללי ניטור בריאות גיליון נתונים, טבלה 1) לקבוע רמות הבסיס היחיד של המצב הכללי והבריאות רווחתם הכללית. חיות כל מראה תסמינים של מחלה או מצב כללי לקוי לפני הניתוח צריך להיות מחוץ הניסוי.

1.2 גזירת שיער בבית יום אחד לפני הניתוח

יום לפני ההשתלה, כדי לגלח את עניםals לניתוח, עכברים הם בקצרה הרדים בתוך תא קטן פרספקס (8x8x8cm) באמצעות sevoflurane (8%) או isoflurane (5%) ב חמצן טהור (600 mL / min). אחרי ההפסד של רפלקס ליישר, העכבר הוא נלקח מתוך החדר ואת השיער הקדמי צוואר בטן נחתך עם החיה שוכב recumbence הגבי; הרדמה נשמרת למשך כ 5 דקות עם מסיכת אף עם 3-4% sevoflurane או isoflurane 1.5-3% חמצן טהור בקצב זרימה של 600 mL / min. לאחר גזירת השיער, בעלי חיים רשאים להתעורר מובאים ואז בחזרה לכלוב ביתם.

2. השרשה

2.1 סביבת הפעלה, הכנת המשדר telemetric

ביום ההשתלה, כל הנהלים בדבר הכנת משדר וניתוחים מבוצעים על ספסל לעבוד עם ברדס זרימה למינרית מצויד מיקרוסקופ כירורגי. התנאים אספטי מובטח על ידי שימוש instrum autoclavedלהורים וחומרי חיטוי ועל ידי חיטוי הספסל עבודה 7. לפני ההשתלה, משדרי telemetric (ETA-F10, נתונים מדעי בינלאומי, סנט פול, מינסוטה, ארה"ב) מוכנים הראשון. לאחר הסרת מהחבילה סטרילי שלהם, מוביל של המשדר הם קיצרו את אורך מתאים לגודל של העכבר כדי להיות מושתל. ברוב של עכברים outbred או מולדת למבוגרים, האלקטרודה אדום עשוי להתקצר כ 42 מ"מ ו - האלקטרודה לבן / צבע באורך של כ 55 מ"מ. בידוד צינורות יוסר החלק (חושית) הדיסטלי של מוביל: כ -20 מ"מ של צינורות יוסר האלקטרודה אדום, כ -10 מ"מ של צינורות יוסר האלקטרודה לבן / צבע. החלק הדיסטלי של כל אלקטרודה (שהיא עכשיו ללא צינורות) נוצר ללולאה על ידי תיקון בסוף עם התפרים משי דקים (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, גרמניה). לאחר הכנת את האלקטרודות, המשדר ממוקם waתמיסת מלח סטרילית rm מוכן להיות מושתל כאשר החיה הוא מורדם ומוכן בניתוח.

2.2 הרדמה

ב 5-10 דקות לפני אינדוקציה של הרדמה משאיפת, תערובת של midazolam (4 מ"ג / ק"ג) ו - פנטניל (0.04 מ"ג / ק"ג) מנוהלים תת עורי כמו premedication, ובכך לספק הרגעה ו מנע כאבים. הרדמה כללית היא שאיפה המושרה על ידי הצבת חיה בחדר אינדוקציה מציגה את סוכן הרדמה נדיפים (% sevoflurane או 8% isoflurane 5 דקות בתוך טהור 600 מ"ל חמצן /). כאשר החיה מציגה הפסד של רפלקס ליישר זה מועבר הספסל לעבוד מתחת למכסה המנוע זרימה למינרית, והושמו recumbence הגב על צלחת מתכת שתוכנן במיוחד מצויד מסכת האף ואת צינורות מן המנגנון הרדמה. הרדמה מתוחזק על ידי נשימה ספונטנית (3-4% sevoflurane או isoflurane 1.5-3% חמצן טהור בקצב זרימה של 600 mL / min). במהלך הרדמה עין, של החיהזה מוגנים עם משחה (ויטמין A, Baush & Lomb, Steinhausen, שוויץ). בשכיבה על צלחת מתכת החי הוא חימם את פני השטח על ידי מים באמבטיה מחוממת (39 ° C + / -1) של הספסל עבודה.

2.3 ניתוח

העור באזור הצוואר הבטן הקדמי הוא לחטא עם אתנול 70%. 1 - חתך עד 1.5 ס"מ באורך בעור עשוי החזה התחתון לאורך קו האמצע אל הבטן. להוביל שלילי (לבן / צבע) הוא המחילות מתחת לעור מבית החזה עד הצוואר, שם חתך קטן (≤ 0.5 ס"מ) הוא עשוי בכיוון האורך. העור ורקמות הבסיסית מוכנים לפנות מקום קיבעון של לולאת תיל של האלקטרודה. לולאת תיל קבוע בין שרירי הממוקם בצד ימין של קנה הנשימה, באמצעות שני תפרים משי דקים (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, גרמניה). הפצע בצוואר סגור אז עם התפרים נספגים (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, גרמניה) בשכבות. דופן הבטן היא פתחה אז את linea alba והגוף של משדר telemetric מושם לתוך חלל הבטן של העכבר. לולאת תיל של האלקטרודה (אדום) חיובית sutured לתהליך xiphoid עם התפרים משי באופן כזה שהוא נמצא בין הכבד לבין הסרעפת באזור הבטן השמאלית העליונה (איור 2). לאחר מכן, שכבות השריר באזור הבטן סגורים עם התפרים נספגים (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, גרמניה). לפני סוף סגירת דופן הבטן, תערובת של Sulfadoxin ו וטרימטופרים [(30 מ"ג / ק"ג ו - 6 מ"ג / ק"ג, בהתאמה; מומס 1 מ"ל של תמיסת מלח (0.9%) ו - כ בטמפרטורת הגוף (38-39 מעלות צלזיוס)] מוזרק לתוך חלל הבטן לצורך טיפול מונע אנטי זיהומיות ולתמוך הומאוסטזיס נוזל. לבסוף, העור באזור הבטן משוחזר עם סיכות (Precise, 3 Care M הבריאות, סנט פול, מינסוטה, ארה"ב).

3. הטיפול שלאחר הניתוח

לאחר השלמת הניתוח, ההרדמה, 0.1 מ"ג / ק"ג של עצירות (Temgesic, Essex Chemie AG, לוצרן, שוויץ) ו - 5 מ"ג / ק"ג של meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, באזל, שוויץ) מנוהל תת עורי לטיפול בכאב, ו החיות נשארות על חם (39 ° C + / -1) פני הספסל עבודה להתאושש כ 2h. יחד עם הקלה על כאב (פעמיים ביום: עצירות, 0.1 מ"ג / ק"ג ו meloxicam 5 מ"ג / ק"ג), טיפול תומך המורכב גלוקוז 300 μL (5%) ו - 300 μL מלוחים (0.9%) חימם את טמפרטורת הגוף, מוחל תת עורי פעמיים ביום למשך 4 ימים. לקבלת תמיכה התאוששות נוספת, כדאי לספק את החיות עם בקבוק שתייה נוסף המכיל פתרון גלוקוז 15%. במהלך תקופת ההתאוששות של 40-10 ימים, מומלץ כי בעלי החיים נשמרים חמים. לכן, במקרה שלנו, העכברים הם שוכנו בארון ההתחממות (30 ° C + / - 1). מעקב אחר המצב הכללי ומשקל הגוף, כמוגם צריכת מזון ומים, מתבצע פעם אחת ביום על פי מצבו הכללי ניטור בריאות גיליון נתונים (טבלה 1) במשך 10 ימים שלאחר הניתוח. נקודות הקצה ההומאנית, כלומר הקרבת בהמה, כדי למנוע סבל וכאב מיותרים, ואם התקדמות ההחלמה אינו משביע רצון, הם הבינו תחת התנאים הבאים:

  1. אם מצבו הכללי עניים, כלומר החיה הוא אדיש באופן משמעותי (אין תנועה לאחר נגע / דחף) משטח הגוף שלה מרגיש קר למרות ההתחממות, בעל החיים צריך להיות euthanatized מיד.
  2. אם, ביום 4 לאחר ההשתלה משדר, החיה מראה סימנים ברורים של אדישות, הוא מאוד אגרסיבי או לא מראה שום צריכת המזון, היא צריכה להיות euthanatized מיד.
  3. ביום 8 לאחר ההשתלה משדר, בעל החיים צריך להציג עלייה ברורה במשקל הגוף בהשוואה שלאחר הניתוח בימים שקדמו. יתר על כן, יש לצרוך בכל lמזרח 80% מצריכת טרום ניתוחית המזון היומית. אם אחד מהתנאים הללו לא מתקיים, בעל החיים צריך להיות euthanatized מיד.

ב 10 ימים לאחר ההשתלה, החיה מועברת לחדר חיה בתנאים דיור סטנדרטית. העכברים צריכים להיות שוכנו קבוצות תואם כדי לאפשר אינטראקציה חברתית כדי למנוע את ההשפעות השליליות של דיור לטווח ארוך בודדים, אשר יכולה להיות השפעה משמעותית על קריאה מתוך הניסויים הבאים 8, 9. עכברים צריך תקופת החלמה לפחות 4 שבועות לאחר ההשתלה משדר לפני הניסוי הראשון נערך ורכישת נתונים מתחיל.

4. נתונים רכישה

איסוף הנתונים הוא שיזם נגיעה חיה עם מגנט, ואז את המשדר מופעל. Dataquest לאמנות תוכנה (Data מדעי בינלאומי, סנט פול, מינסוטה, ארה"ב) הקואורדינטות, זיהוי איסוף, ניתוח גר 'מצגת aphical (בצורה של צורות הגל) של אותות אחד או יותר בעלי חיים. תוכנית רכישת אוספת אותות הנתונים הנשלחים אל המחשב מן הממירים ומקלטי באמצעות חילופי נתונים מטריקס (Data מדעי בינלאומי). תוכנית זו יכולה לאסוף נתונים לאורך זמן מסוימת במרווחי זמן קבועים או מדגם ברציפות לשמור את הנתונים על הכונן הקשיח של המחשב. כאשר טווח ואיכות האות הנפלט תלוי בחום על הרכב החומר של הכלוב וציוד שמסביב (למשל לעומת פלסטיק מתכת), הוא הציע את הצלחת מקלט ממוקם קרוב החיה ככל האפשר, למשל תחת בעלי חיים בכלוב או מעל ספסל ניסיוני, אזור במעבדה למשל או הליכון. מומלץ כי התצורה הנכונות של מערכת הקלטת נתונים השידור להיבדק על ידי ביצוע בדיקה קצרה של מדידות בזמן אמת במצב דגימה רציפה. לאחר הנתונים נאספו ואוחסנו, הם יכולים להיות עלילהטד, המפורטים ונותחו עבור מגוון רחב של פרמטרים שונים באמצעות תוכנית ניתוח. פרטים על תצורת מערכת הקלטה (למשל הגדרת הדגימה מודוס), וכן תוכנת ניתוח (למשל עבור קצב לב בפרמטרים השתנות, PQ מרווח ואת מרווח QT הוקמה מתוך biopotential / א.ק.ג. עקומות) ניתן למצוא מדריכים של היצרן. רמזים יקרי ערך לתכנון ביומטריים שיטות סטטיסטיות שימושי עבור רכישת נתונים לפרשנות telemetric ו מתפרסמים במקום אחר 3.

5. נציג תוצאות:

התוכנית הכוללת של ההליך המתואר מוצג באיור 1. המיקום של המשדר מושתל, כולל המיקום של האלקטרודות לקבלת biopotentials מהלב (חד להוביל ECG) מוצג באיור 2. דוגמאות של נתונים גולמיים עקומות biopotential קצר טווח (אחד להוביל ECG), לטווח ארוך קצב הלב, טמפרטורת הגוף הליבה בפעילות של תנועה הקלטות של הפרטעכברים ניתנים איור 3 ואיור 4, בהתאמה. איור 5 נותן דוגמה של נתונים שפורסמו מתוך לטווח ארוך מדידות קבוצות של עכברים לאחר ניסוי. מספר פרמטרים אחרים ניתן לקבוע מן עקומות biopotentials. דוגמאות להצגה של השתנות קצב הלב פרמטרים 5, מרווח QT ו PQ מרווח 10, 11 מתפרסמים במקום אחר.

טבלה 1. מצב כללי ניטור בריאות גליון נתונים. לחץ כאן כדי להוריד את הסדין. תבנית זו מקלה על ניטור של מצב כללי העכבר של הפרט ועל בריאות. בדיקה Baseline ההופעה של חיה, יציבה, התנהגות ספונטנית, כמו גם קביעת משקל הגוף, צריכת מזון ומים יש להקים לפני ניתוח ההשתלה פעם למשך 3 ימים ליום. השוואה של קביעות המחקר עם אלו המתקבלותביום למשך 10 ימים לאחר הניתוח לשמש כדי להעריך את התקדמות ההחלמה שלאחר הניתוח. בנוסף, לאחר הניתוח וטיפול בכאב מתועדים היטב בצורה של רשומה רפואית. הוראות על הקצה אנושי ניתנות על מנת להקל על החלטות אם העכבר צריך להקריב כדי למנוע כאב וסבל מיותרים, אם החיה אינה עומדת בקריטריונים של התאוששות מהירה לאחר ההשתלה.

איור 1
באיור 1. לו"ז להקמת telemetric-משדר נושאות עכברים. לפי הסדר הכרונולוגי של נהלים הנוגעים ההשתלה של משדר מראה את נקודות הזמן בהן עכבר יכול לשמש ניסויים רכישת נתונים.

איור 2
2. איור תצלום רנטגן / סקיצה של מיקום המראה telemet מושתלר"י משדר. גופתו של המשדר ממוקם בחלל הבטן. להוביל חיובי נוצר לתוך לולאת תיל קבוע לתהליך xiphoid עם תפרים. להוביל שלילי מנהרה תת עורית של בית החזה עד הצוואר קבוע כמו לולאה חוט בין השרירים הבא ישירות לקנה הנשימה. תצלום רנטגן נלקח הפרסום הקודם של המחברים בחיות מעבדה 9.

איור 3
באיור 3. עקומות biopotential. תדפיס גלם של אחד להוביל עקומות א.ק.ג. מכל עכבר המודע של החיה אותו תחת הרדמה משאיפת עם sevoflurane. קצב לב מחושב באופן אוטומטי על ידי מערכת טלמטריה. רצף 3 שניות נרשם תחת הרדמה מצביע על קצב לב של 440 פעימות לדקה. עקומת נרשם עכבר המודע מראה קצב לב של 660 פעימות לדקה, אשר נופל בטווח צפוי קצב הלב במהלך מצבפעילויות גופניות כגון קצב הטיפוח או אכילה. מ biopotential / חד להוביל עקומות א.ק.ג., קצב הלב פרמטרים השתנות, מרווח interbeat ו PQ ומרווחי QT ניתן להקים עם השימוש בתוכנה של היצרן.

איור 4
איור 4. נתונים גולמיים לטווח ארוך מדידות אצל עכברים בריאים וחולים. קצב לב (BPM), טמפרטורת הגוף הליבה (° C) לבין פעילות של תנועה (ספירות) נמדדים בזמן עכברים הם שוכנו בנפרד ללא הפרעה כלשהי מהנהלים גבר או ניסיוני בכלוב ביתם. קצב הלב נרשם למשך 30 שניות כל 5 דקות (תדר הדגימה 1000 הרץ). טמפרטורת הגוף Core הוא דגימה של 10 שניות כל 5 דקות. פעילות של תנועה מתועדת ברציפות המאוחסן ב 5 דקות intervals. חמש דקות נקודות נתונים הם איתר עבור 6.5 ימים. המדידות telemetric מתועדים שלושה עכברים עם שונותמצבים גופניים. העכבר מראה בריא מקצב צירקדי ברור עם עליות נורמלי בערכים פיזיולוגיים והתנהגות פעילות של תנועה במהלך שלב (לילה) כהה. לעומת זאת, לאחר ניתוח גדול, קצב לב מוגבר, במיוחד בשלב היום, ופעילות של תנועה הוא מדוכא. עכבר third סבלה כרוני בקצב הגידול שלה מחלות היממה של קצב הלב ואת טמפרטורת הגוף הליבה נראה שטוח, ופעילות של תנועה היא פחתה. נציג נתונים של מדידות קצב הלב (ערכים נורמליים לאחר ניתוח גדול) לקוחים מתוך הפרסום הקודם של המחברים ב Altex 12.

איור 5
איור 5. דוגמה של הצגת תוצאות לטווח ארוך מדידות טלמטריה לאחר ניסוי. הנתון נלקח הפרסום הקודם של המחברים בחיות מעבדה 1. כניסוי למופת, isofl 50 דקותהרדמה urane או sevoflurane בוצעה. ההשפעה ארוכת הטווח של חומרי הרדמה על קצב הלב, טמפרטורת הגוף הליבה בפעילות של תנועה אחרי החיות היו ערים הושווה. באמצעות משדר 16-מושתל עכברים, נתונים telemetric נרשמו שמונה עכברים לכל הרדמה בעוד החיות היו חד שוכנו ואיפשר לשוטט בחופשיות בכלובים בביתם. לצורך ניתוח של ההשפעות ארוכות הטווח postanesthetic, לקחנו בחשבון כי הערכים משתנים מאוד במהלך מחזור של 24 שעות מאז עכברים פעילים בעיקר בלילה. לכן, פירושו של ערכי telemetric עבור כל חיה חושבו בנפרד עבור הלילה (12 שעות חושך) יום (12 שעות אור) שלבים. ערכים נורמליים של הפרט הוקמו על ידי חישוב פירושו של שלושה ימים לפני הרדמה. במשך כל יום אחרי הרדמה, כלומר שלב האור והחושך היה בהשוואה לערכים נורמליים של הפרט, וכתוצאה מכך ערכי הדלתא. לכן, הערכים מייצגים דלתא סטייה ערכים תקינים (שהוקמו לפניכדי הרדמה) ב 12 שעות ביום המקביל זמן לילה. עמודות מייצגים את ממוצע משמונה עכברים, ברים מצביעים סטיית התקן. כוכביות מצביעים על משמעות P ≤ 0.05 (אחד דרך ניתוח שונות להשוואה אמצעי קבוצה בכל אחד ארבעה ימים לאחר הרדמה עם ערכים נורמלי).

Discussion

Radiotelemetry היא אלטרנטיבה רבת עוצמה לשיטות קונבנציונליות של מדידה של פרמטרים פיזיולוגיים במחקר ביו. באיכות גבוהה של מערכות טלמטריה בהיקף של מושתלת משדרים, מקלטים ורכישת נתונים ניתוח חומרה ותוכנה זמינים כעת מסחרית, גם לבעלי חיים קטנים כמו עכברים. טלמטריה מייצג את הטכניקה היחידה העומדת כיום על איסוף נתונים מתוך מעצורים, נע בחופשיות עכברים. באמצעות שיטה זו, ניתן כיום לאסוף נתונים באופן רציף ו / או עבור תקופות זמן ארוכות יותר מבעלי חיים המתגוררים בסביבה המוכרת שלהם, ובכך לצמצם את הלחץ על בעלי חיים עקב ממצאים ניסיוניים. הצורה ואת המיקום של מוביל את עבר אופטימיזציה כדי לקבל אותות גם במהלך תנועות מהירות (לדוגמה, נאבקים, ריצה, לחימה), או בתנוחה זקופה 9. לכן, מדידות מדויקות ניתן לקבל במהלך הניסויים, למשל במצבי לחץ הרדמה, בduction, תוך כדי ריצה על הליכון, במהלך ניסויים התנהגותיים, במהלך הניסויים זיהום, ורבים אחרים במצבים ניסיוני.

עם זאת, על מנת לקבל נתונים אמינים, לשעתקו חפץ נטול, חשוב לשלול השפעות סביבתיות, ואנחנו למשוך תשומת לב מיוחדת לחשיבות של תנאים סטנדרטיים. מומלץ לחדר מבודד מרעש אלקטרונית ואקוסטית, כולל צליל קולי, אשר עכברים רגישים במיוחד. בנוסף, אין הפרעות, כגון מבקרים או הפרוצדורות שאינן קשורות, יש לאפשר בעת ביצוע המדידות. כדי למנוע הפרעה משפיעה (במיוחד במקרה של מדידות כלוב בבית), את כל ההליכים הדרושים בעלי אמור להסתיים בחדר לפני תחילת כל מדידה. בנוסף, הדיור של עכברים זכרים, במיוחד אם נמצאים בשימוש, בקבוצות או באופן פרטני יכול להשפיע על המדידות והוא חייב להילקח בחשבון כאשר PLAניסויים nning 9. כמו כן, העכברים חייב להיות בריא חופשי של פתוגנים Murine, שכן דלקות סמויה או גלויה, כמו גם מחלות או ליקויים בריאותיים אחרים, יכולה להיות השפעה ניכרת על פרמטרים פיזיולוגיים והתנהגות פעילות. לפיכך, עכברים צריך להתאושש באופן מלא לאחר ההשתלה להינתן מספיק זמן להסתגל הנושאת את המשדר לפני תחילת כל הניסויים.

איסוף הנתונים על ידי radiotelemetry בעכברים דורש השתלה כירורגית ראשונית של משדר טלמטריה. זה צריך להתבצע רק על ידי צוות מיומן עם כישורים כירורגית על מנת למזער טראומה רקמות כאב ומצוקה עתידיים. עבור הנסיינים מחזיק מיומנויות כירורגיות בסיסיות או מתקדמות אפילו (מיקרו), מומלץ לבצע את הניסויים הראשונים גופות עכבר טריים באמצעות שתלים הכשרה (כלומר, בובות, שסופקו על ידי היצרן) כדי לקבוע את הנהלים להכיר את הפרטים של זה סוגהניתוח. אחרי אימון כזה, רוב הנסיינים יהיה מסוגל להשתיל זה סוג של משדרי עם ההצלחה יגיעו מיומנות מועילה לאחר implantations מעטים.

התנאים אספטי יש לשמור במהלך הניתוח כדי לשמור את הנטל מיקרוביולוגית ואת הסיכון לזיהומים נמוך. עם זאת, סטריליות מוחלטת לא ניתן לספק בגלל כמה תנאים ספציפיים בעכברים עקרות סותרות (למשל, אפקט הקירור של גזירת שיער חיטוי מקיף, המעשיות של תחבושות כדי להגן על הפצעים). לפיכך, טיפול מונע אנטי זיהומיות מנוהל במהלך ההשתלה. ובכן המותאמים לטיפול משכך כאבים ותוכנית ניטור ברורים, כמו גם טיפול הולם שלאחר הניתוח לשחק תפקיד מכריע בתוצאות משביעות רצון הניסוי.

בסך הכל, ניתוחי ההשתלה של משדר telemetric בעכברים יהיה מלחיץ עבור החיה. בפרט, אם שינוי גנטי ב specקווי עכבר ific משפיע על הפנוטיפ ופוגע בגוף של החיות בתנאי, סיבוכים בתוך מסגרת פרי הניתוח את הזמן ואת שיעור מקרי המוות עלה לאחר ההשתלה עשוי להיות סיכון. כדי למנוע סבל מיותר, אנשים המציגים התאוששות משביעת רצון או הבראה ממושך צריך להשתחרר הניסוי והקריב לפני שהגיע לשלב הגוססת. לענין זה, גיליון נתונים (טבלה 1: מצב כללי ניטור בריאות גיליון נתונים) להקל על ניטור שיטתי של סימפטומים קריטי במתן ייעוץ על הקצה אנושי כבר נקבעה. לפיכך, שחזור מתועד בסגנון של רשומה רפואית או יומן מעבדה, מה שהופך את ניהול של מתודולוגיה זו (כלומר, הליך ההשתלה שלאחר הניתוח החלמה) שקוף הרשויות הרלוונטיות ואת רווחתם של בעלי חיים גופים האחראים ניסויים בבעלי חיים (למשל, IACUC).

Disclosures

אין ניגודי אינטרסים הכריז.

Acknowledgements

המחברים מבקשים להודות צ'ארלס ריבר גרמניה למתן CD-1 בעכברים. אנו מודים גם רובין שניידר וצוות המעבדה הביולוגית מרכזי תמיכה בעכברים דיור. אנו מבקשים להודות ניקולס פלורה לקבלת סיוע טכני מעולה פרופסור קורט Burki עבור בנדיבות מתן מתקני מחקר ומשאבים.

References

  1. Cesarovic, N. Isoflurane and sevoflurane provide equally effective anesthesia in laboratory mice. Lab. Anim. 44, 329-336 (2010).
  2. Gross, V., Luft, F. C. Exercising restraint in measuring blood pressure in conscious mice. Hypertension. 41, 879-881 (2003).
  3. Kramer, K., Kinter, L. B. Evaluation and applications of radiotelemetry in small laboratory animals. Physiol. Genomics. 13, 197-205 (2003).
  4. Kramer, K. Use of telemetry to record electrocardiogram and heart rate in freely moving mice. J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 30, 209-215 (1993).
  5. Arras, M., Rettich, A., Cinelli, P., Kasermann, H. P., Burki, K. Assessment of post-laparotomy pain in laboratory mice by telemetric recording of heart rate and heart rate variability. BMC. Vet. Res. 3, 16-16 (2007).
  6. Schuler, B., Rettich, A., Vogel, J., Gassmann,, Arras, M. Optimized surgical techniques and postoperative care improve survival rates and permit accurate telemetric recording in exercising mice. BMC. Vet. Res. 5, 28-28 (2009).
  7. Pritchett-Corning, K. R., Mulder, G. B., Luo, Y., White, W. J. Principles of Rodent Surgery for the New Surgeon. J. Vis. Exp. (47), e2586-e2586 (2011).
  8. Rettich, A., Kasermann, H. P., Pelczar, P., Burki, K., Arras, M. The physiological and behavioral impact of sensory contact among unfamiliar adult mice in the laboratory. J. Appl. Anim. Welf. Sci. 9, 277-288 (2006).
  9. Spani, D., Arras, M., Konig, B., Rulicke, T. Higher heart rate of laboratory mice housed individually vs in pairs. Lab. Anim. 37, 54-62 (2003).
  10. Zeller, A., Arras, M., Jurd, R., Rudolph, U. Mapping the contribution of beta3-containing GABAA receptors to volatile and intravenous general anesthetic actions. BMC. Pharmacol. 7, 2-2 (2007).
  11. Zeller, A., Arras, M., Jurd, R., Rudolph, U. Identification of a molecular target mediating the general anesthetic actions of pentobarbital. Mol. Pharmacol. 71, 852-859 (2007).
  12. Arras, M. Improvement of pain therapy in laboratory mice. Altex. 24, 6-8 (2007).

Erratum

Formal Correction: Erratum: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice
Posted by JoVE Editors on 10/09/2016. Citeable Link.

Corrections in the Protocol and Discussion sections have been made to: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

Step 1.2 in the Protocol has been updated from:

1.2 Hair clipping at one day prior to surgery

The day prior to implantation, in order to shave the animals for surgery, mice are anesthetized briefly in a small (8x8x8cm) Perspex chamber using sevoflurane (8%) or isoflurane (5%) in pure oxygen (600 mL/min). After loss of the righting reflex, the mouse is taken out of the chamber and the anterior neck and abdominal hair is clipped with the animal lying in dorsal recumbence; anesthesia is maintained for approximately 5 minutes with a nose mask with sevoflurane 3-4% or isoflurane 1.5-3% in pure oxygen at a flow rate of 600 mL/min. After clipping the hair, the animals are allowed to awaken and are then brought back to their home cage.

to:

After the last health check or directly prior surgery, in order to shave the animals for surgery, mice are anesthetized briefly in a small (8x8x8cm) Perspex chamber using sevoflurane (8%) or isoflurane (5%) in pure oxygen (600 mL/min). Shaving the animals one day before surgery prevents hair stubbles in the operating field. After loss of the righting reflex, the mouse is taken out of the chamber and the anterior neck and abdominal hair is clipped with the animal lying in dorsal recumbence; anesthesia is maintained for approximately 5 minutes with a nose mask with sevoflurane 3-4% or isoflurane 1.5-3% in pure oxygen at a flow rate of 600 mL/min. After clipping the hair, the animals are allowed to awaken and are then brought back to their home cage.

Step 2.3 in the Protocol has been updated from:

2.3 Surgery

The skin of the anterior neck and abdominal region is disinfected with 70% ethanol. A 1- to 1.5-cm-long incision in the skin is made from the lower thorax along the midline to the abdomen. The negative (white/colourless) lead is tunnelled subcutaneously from the thorax to the neck, where a small incision (≤0.5 cm) is made in the longitudinal direction. The skin and underlying tissues are prepared to make space for the fixation of the wire loop of the electrode. The wire loop is fixed between the muscles located to the right of the trachea, using two thin silk sutures (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). The wound in the neck is then closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany) in layers. The abdominal wall is then opened at the linea alba and the body of the telemetric transmitter is placed into the abdominal cavity of the mouse. The wire loop of the positive (red) electrode is sutured to the xiphoid process with silk sutures in such a way that it lies between the liver and the diaphragm in the left upper abdominal region (Figure 2). Then, the muscle layers of the abdominal region are closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). Before finally closing the abdominal wall, a mixture of Sulfadoxin and Trimethoprim [(30 mg/kg and 6 mg/kg, respectively; dissolved in 1 mL of saline (0.9%) and at approximately body temperature (38-39°C)] is injected into the abdominal cavity for the purposes of anti-infective prophylaxis and to support fluid homeostasis. Finally, the skin of the abdominal region is restored with staples (Precise, 3 M Health Care, St. Paul, MN, USA).

to:

2.3 Surgery

The skin of the anterior neck and abdominal region is disinfected for 5 minutes with 70% ethanol, chlorhexidine or iodine using a soaked cotton swap. A 1- to 1.5-cm-long incision in the skin is made from the lower thorax along the midline to the abdomen. The negative (white/colourless) lead is tunnelled subcutaneously from the thorax to the neck, where a small incision (≤0.5 cm) is made in the longitudinal direction. The skin and underlying tissues are prepared to make space for the fixation of the wire loop of the electrode. The wire loop is fixed between the muscles located to the right of the trachea, using two thin silk sutures (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). The wound in the neck is then closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany) in layers. The abdominal wall is then opened at the linea alba and the body of the telemetric transmitter is placed into the abdominal cavity of the mouse. The wire loop of the positive (red) electrode is sutured to the xiphoid process with silk sutures in such a way that it lies between the liver and the diaphragm in the left upper abdominal region (Figure 2). Then, the muscle layers of the abdominal
region are closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). Before finally closing the abdominal wall, a mixture of Sulfadoxin and Trimethoprim [(30 mg/kg and 6 mg/kg, respectively; dissolved in 1 mL of saline (0.9%) and at approximately body temperature (38-39°C)] is injected into the abdominal cavity for the purposes of anti-infective prophylaxis and to support fluid homeostasis. Finally, the skin of the abdominal region is restored with staples (Precise, 3 M Health Care, St. Paul, MN, USA) or intracutaneous, running, absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany).

Step 3 in the Protocol has been updated from:

3. Post-operative care

After completion of surgery and anesthesia, 0.1 mg/kg of buprenorphine (Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland) and 5 mg/kg of meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland) is administered subcutaneously for pain treatment, and the animals are left on the warm (39°C +/-1) surface of the work bench to recover for approximately 2h. Together with pain relief (twice daily: buprenorphine, 0.1 mg/kg and meloxicam 5 mg/kg), supportive therapy consisting of 300 μL glucose (5%) and 300 μL saline (0.9%) warmed to body temperature, is applied subcutaneously twice daily for 4 days. For further recovery support, it is worthwhile providing the animals with an additional drinking bottle containing 15% glucose solution During the recovery period of 4-10 days, it is recommended that the animals are kept warm. Therefore, in our case, the mice are housed in a warming cabinet (30°C +/- 1). Monitoring of general condition and body weight, as well as food and water consumption, is performed once daily according to the general condition and health monitoring data sheet (Table 1) for 10 days post-operatively. Humane endpoints, i.e. the sacrifice of an animal to avoid unnecessary suffering and pain if progression of recovery is unsatisfactory, are realised under the following conditions:

i. If in poor general condition, i.e. the animal is substantially apathetic (no movement after being touched/pushed) and its body surface feels cold despite warming, the animal should be euthanatized immediately

ii. If, on day 4 after transmitter implantation, the animal shows clear signs of apathy, is extremely aggressive or does not show any food intake, it should be euthanatized immediately.

iii. On day 8 after transmitter implantation, the animal has to display a clear increase in body weight in comparison to the preceding post-operative days. Moreover, it has to consume at least 80% of the pre-operative daily food intake. If one of these conditions is not met, the animal should be euthanatized immediately.

At 10 days after implantation, the animal is transferred back to the animal room under standard housing conditions. Mice should be housed in compatible groups to allow social interaction and to prevent the adverse effects of long-term individual housing, which can have substantial impacts on the read-out of subsequent experiments8, 9. Mice should have a period of at least 4 weeks convalescence after transmitter implantation before the first experiment is conducted and data acquisition begins.

to:

After completion of surgery and anesthesia, 0.1 mg/kg of buprenorphine (Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland) and 5 mg/kg of meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland) is administered subcutaneously for pain treatment, and the animals are left on the warm (39°C +/-1) surface of the work bench to recover for approximately 2h. Together with pain relief (twice daily: buprenorphine, 0.1 mg/kg and meloxicam 5 mg/kg), supportive therapy consisting of 300 μL glucose (5%) and 300 μL saline (0.9%) warmed to body temperature, is injected subcutaneously twice daily for 4 days. For further recovery support, it is worthwhile providing the animals with an additional drinking bottle containing 15% glucose solution During the recovery period of 4-10 days, it is recommended that the animals are kept warm. Therefore, in our case, the mice are housed in a warming cabinet (30°C +/- 1). Monitoring of general condition and body weight, as well as food and water consumption, is performed once daily according to the general condition and health monitoring data sheet (Table 1) for 10 days post-operatively. Humane endpoints, i.e. the sacrifice of an animal to avoid unnecessary suffering and pain if progression of recovery is unsatisfactory, are realised under the following conditions:

i. If in poor general condition, i.e. the animal is substantially apathetic (no movement after being touched/pushed) and its body surface feels cold despite warming, the animal should be euthanatized immediately

ii. If, on day 4 after transmitter implantation, the animal shows clear signs of apathy, is extremely aggressive or does not show any food intake, it should be euthanatized immediately.

iii. On day 8 after transmitter implantation, the animal has to display a clear increase in body weight in comparison to the preceding post-operative days. Moreover, it has to consume at least 80% of the pre-operative daily food intake. If one of these conditions is not met, the animal should be euthanatized immediately.

At 10 days after implantation, the animal is transferred back to the animal room under standard housing conditions. In case staples have been used, these should be removed 7-10 days after surgery; absorbable sutures have not to be removed. Mice should be housed in compatible groups to allow social interaction and to prevent the adverse effects of long-term individual housing, which can have substantial impacts on the read-out of subsequent experiments8, 9. Mice should have a period of at least 4 weeks convalescence after transmitter implantation before the first experiment is conducted and data acquisition begins.

The 4th paragraph in the Discussion has been updated from:

Aseptic conditions should be maintained during surgery to keep the microbiological burden and the risk of infections low. However, complete sterility cannot be provided because of some specific, sterility conflicting conditions in mice (e.g., cooling effect of extensive hair clipping and disinfection, impracticality of bandages to protect the wounds). Thus, anti-infective prophylaxis is administered during the implantation. Well tailored analgesic treatment and a clearly defined monitoring plan as well as adequate post-operative care play a crucial role in the satisfactory outcome of the experiment.

to:

Aseptic conditions should be maintained during surgery to keep the microbiological burden and the risk of infections low. However, if there are doubts that asepsis was breached because of some specific, sterility conflicting conditions in mice (e.g., cooling effect of extensive hair clipping and disinfection, impracticality of bandages to protect the wounds). Anti-infective prophylaxis should be administered during the implantation. Well-tailored analgesic treatment and a clearly defined monitoring plan as well as adequate post-operative care play a crucial role in the satisfactory outcome of the experiment.

Comments

1 Comment

  1. With the help of radio telemetry systems we are in the state of gathering the data about various animals. By the application of radio telemetry we can measure ECG, heart rate etc.

    http://www.stiengineering.com.au/industries/industrial-automation-and-scada-systems.aspx

    Reply
    Posted by: Alann P.
    August 5, 2013 - 2:57 AM

Post a Question / Comment / Request

You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

Usage Statistics