Modèle murin d'endométriose chirurgicalement induite par Auto-transplantation de tissu utérin

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Summary

Une description de l'induction chirurgicale de l'endométriose chez les souris et les rats par auto-transplantation de tissu utérin à la cascade de l'artère mésentère intestinal.

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Pelch, K. E., Sharpe-Timms, K. L., Nagel, S. C. Mouse Model of Surgically-induced Endometriosis by Auto-transplantation of Uterine Tissue. J. Vis. Exp. (59), e3396, doi:10.3791/3396 (2012).

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Abstract

L'endométriose est une maladie chronique, douloureuse dont l'étiologie reste inconnue. Par ailleurs, le traitement de l'endométriose peuvent exiger l'enlèvement laparoscopique des lésions, et / ou chronique gestion pharmaceutique de la douleur et des symptômes d'infertilité. Le coût associé à l'endométriose a été estimé à 22 milliards de dollars par an dans le 1 États-Unis. Pour approfondir notre compréhension des mécanismes sous-jacents de cette maladie énigmatique, des modèles animaux ont été employées. Les primates se développent spontanément l'endométriose et des modèles de primates conséquent ressemblent le plus à la maladie chez les femmes. Des modèles de rongeurs, cependant, sont plus rentables et facilement disponibles 2. Le modèle que nous décrivons ici implique un transfert autologue de tissu utérin au mésentère intestinal (Figure 1) et a été d'abord développé chez le rat 3 et transféré plus tard à la souris 4. Le but du modèle de rongeur autologue de l'endométriose chirurgicalement induite est d'imiterla maladie chez les femmes. Nous et d'autres ont déjà montré que le modèle gène modifié expression observée dans les lésions d'endométriose chez les souris ou les rats qui miroirs observés chez les femmes avec la maladie 5,6. Un avantage de réaliser l'intervention chez la souris est que l'abondance des souches de souris transgéniques disponibles peuvent aider les chercheurs à déterminer le rôle des composants spécifiques important dans la création et la croissance de l'endométriose. Un modèle alternatif dans lequel des fragments humains excisés endomètre sont introduits dans le péritoine de souris immunodéprimées est aussi largement utilisée, mais est limitée par l'absence d'un système immunitaire normal qui est pensé pour être important dans l'endométriose 2,7. Surtout, le modèle de souris de l'endométriose chirurgicalement induite est un modèle polyvalent qui a été utilisée pour étudier comment le système immunitaire 8, 9,10 hormones et des facteurs environnementaux affectent 11,12 endométriose ainsi que les effets de l'endométriose sur Fertilité 13 et de la douleur 14.

Protocol

1. La planification de la chirurgie d'animaux vivants

  1. Assurez-vous que l'approbation appropriée n'a été reçue à travailler avec les animaux de laboratoire.
  2. Ordre des souris et permettre au moins une semaine d'acclimatation à leur nouvel environnement.
  3. Des souris femelles logées en l'absence d'exposition à des phéromones mâles peut arrêter le vélo, un phénomène appelé l'effet Whitten 15,16. Pour garder le vélo souris transfert trempé d'urine literie mâle à la cage femme tous les cinq jours. Alternativement, si toit ouvert les cages sont utilisées, placez la cage femelle entre deux cages d'hommes pour garder les femelles du vélo régulièrement.
  4. Assurez-vous que les souris sont le vélo, en analysant la cytologie vaginale quotidienne pendant au moins une semaine avant la chirurgie (tableau 1) 17.
    1. Utilisez un crayon de cire pour créer des huit partitions sur une lame de verre afin que les frottis vaginaux chez des souris multiples peuvent être recueillis.
    2. Rincer le vagin avec une solution saline normale de 0,2 à 0,25 ml d'eau distillée ou de l'aide d'une pipette. Soyez sUre de placer la pipette juste à l'orifice vaginal, comme la stimulation cervicale avec la pipette pourrait causer pseudogestation. Placez le lavage vaginal sur la lame de verre pour l'analyse des types de cellules. Les diapositives peuvent être lus frais (humide) ou bien fixé par un certain nombre de méthodes et examinés à l'aide d'un microscope optique standard de 17.
  5. Rassembler, nettoyer et stériliser tout le matériel nécessaire chirurgicale pour une chirurgie réussie aseptique (voir la section Matériel) 18.
  6. Préparer la solution la buprénorphine pour l'analgésie en PBS en utilisant une technique stérile pour fournir 0,2 mg / kg la dose finale. La concentration de la solution de la buprénorphine devrait être 0,0333 mg / ml en supposant que l'adulte moyen C57BL / 6 souris pèse environ 0,025 kg et un volume d'injection sous-cutanée de 0,15 ml par souris. La buprénorphine peut être préparée à l'avance et stockés comme des aliquotes. Notez que la buprénorphine est une substance annexe III contrôlée nécessitant une licence de DEA et le journal inventaire détaillé.
  7. Préparer PBS stérile avec de la pénicilline (100 U / ml) et streptomycine (100 ug / ml).
  8. Synchroniser oestrus en transférant trempé d'urine literie mâle à la femelle cages 72 heures avant l'induction 15.

2. Préparer la zone chirurgicale pour la chirurgie des animaux vivants

  1. Préparer la zone chirurgicale, comme décrit précédemment 18.
  2. Préparer la zone de préparation en énonçant des tondeuses électriques, pommade ophtalmique, et gommages chirurgicale.
  3. Préparer la zone chirurgicale en plaçant un coussin de recirculation chauffage à eau chaude sur la zone chirurgicale pour maintenir la température du corps à travers la chirurgie. Placez une compresse stérile étanche sur le tampon de recirculation d'eau chaude de chauffage. Disposer les instruments chirurgicaux, de suture, stérile en verre boîte de Petri, biopsie, gaze stérile, des clips de la plaie et l'applicateur clip de blessure sur le champ opératoire stérile.
  4. Préparer zone de récupération en plaçant recirculation d'eau chaude coussin chauffant mi-chemin under une cage vide pour permettre aux souris de se déplacer loin de la chaleur si désiré.

3. Anesthetize et préparer la souris pour la chirurgie

  1. Noter le poids de la souris et déterminer le stade de l'oestrus en évaluant la cytologie vaginale.
  2. Pour l'induction de l'anesthésie, placer la souris dans une chambre d'anesthésie vide (cage vide avec couvercle solide contenant portail pour l'isoflurane). Allumez l'isoflurane non réinhalation système d'anesthésie et de mettre le vaporisateur à 4% d'isoflurane (avec un débit d'oxygène de 0,5 à 1 L / min).
  3. Lorsque la souris est sous anesthésie passer le flux d'isoflurane à un cône (30-60 gaine de seringues ml) et le nez de la souris lieu et la bouche dans le cône sur la table de préparation. Anesthésie adéquate peut être maintenue avec une concentration plus faible de l'isoflurane pendant le reste de la chirurgie (~ 2,5-3,5% isoflurane). La profondeur d'anesthésie adéquate devrait être déterminée par une réponse négative à un stimulus pincement de l'orteil.
  4. Appliquer une pommade ophtalmique to éviter le dessèchement des yeux pendant la chirurgie.
  5. L'utilisation de petites tondeuses électriques, raser le site de la chirurgie.
  6. Désinfecter et préparer le site de la chirurgie avec trois coups en alternance de maquis et de la chlorhexidine 70% d'éthanol.
  7. Drapé animal avec un champ stérile.

4. Ligature utérin

  1. Faire un petit (~ 1 cm) incision médiane en utilisant soit de petits ciseaux ou un scalpel fin de 0,5 à 1,0 cm rostrale à l'ouverture du vagin.
  2. Insérer ciseaux fermés dans l'ouverture de telle sorte que les lames sont entre la paroi du corps et la paroi abdominale. Doucement émoussé disséquer la zone autour de l'incision en ouvrant et fermant lentement les ciseaux de telle sorte que la paroi abdominale est suffisamment détachés de la peau. Restant adhérences visible entre la paroi abdominale et la peau autour du site d'incision peut être soigneusement ciselée. Le défaut de suffisamment émoussée disséquer le site de l'incision fera la fermeture de la paroi abdominale plus difficile.
  3. Utilisation de F petitesorceps, doucement localiser la corne gauche utérine. L'utérus est dorsale à l'intestin, qui est ce que vous verrez lors de votre premier accès au site de l'incision. Dans certains cas, il est plus facile d'abord de localiser l'ovaire et le tampon de l'ovaire associé graisse. Tirer doucement sur la corne utérine et faites glisser une pince ouverte en dessous de servir un écarteur. Si désiré, noter l'aspect des ovaires et l'utérus à ce moment pour des informations supplémentaires concernant le stade de l'oestrus à l'induction (tableau 1).
  4. Doucement glisser deux morceaux 6-8 cm de 5-0 suture de soie noire tressée (sans aiguille) sous la corne utérine étiré.
  5. Solidement ligaturer la corne à la jonction utéro-tubual (juste caudale à la trompe de Fallope) et à la jonction utéro-cervicale (juste rostrale au col de l'utérus) en utilisant un noeud carré à chaque endroit. Laissez les extrémités de la suture, pour l'instant.
  6. Découpez la section de la corne utérine entre les deux ligatures et placer le tissu dans un verre de Petri stériles conta-vaisselleMINIER ~ 100 pi de PBS contenant de la pénicilline (100 U / ml) et streptomycine (100 ug / ml). Couper les extrémités de la suture de soie dernière. Si la suture est lâche ou il ya des saignements, de trouver la souche et la cravate un autre noeud.

5. Préparer les implants d'endométriose de l'utérus excisées

  1. Alors que l'utérus excisée est manipulé, couvrir l'abdomen avec une gaze stérile et maintenir l'hydratation avec la pénicilline PBS contenant stérile et streptomycine, au besoin.
  2. Bande de la corne utérine excisés de graisse.
  3. Si désiré, peser la corne utérine excisée.
  4. Ouvrez la corne utérine en insérant une lame de ciseaux de petite taille (14 mm Longueur de lame) dans la lumière et glissant doucement les ciseaux bas de la corne utérine tout en tenant la corne avec une pince.
  5. Dans le plat en verre de Pétri, l'utilisation de 2 mm biopsie de couper trois groupes égaux implants de grande taille.

6. La suture des implants d'endométriose dans la cavité péritonéale

  1. Placez sterilgaze e juste au-dessus du site d'incision et de mouiller soigneusement avec de la pénicilline PBS contenant stérile et streptomycine.
  2. Avec les petits, une pince lisse doucement à trouver le caecum et se déplacer le long rostralement l'intestin grêle. Sortez un petit (4-5 cm) section de l'intestin qui est au moins deux artères loin du caecum et l'organiser comme un ventilateur sur la gaze pré-mouillé afin que la cascade de l'artère mésentère intestinal est clairement visible. Soyez sûr de garder l'humidité du côlon, en tout temps avec une solution saline stérile. Remarque: ne pas utiliser une pince à dents de rat pendant la manipulation de l'intestin.
  3. Utilisez 6-0 suture Ethilon noir avec un P-1, 11 mm, 3 / 8 cercle, aiguille tranchante inverser doucement un implant de suture d'une artère d'environ 0,5 cm de l'intestin.
  4. Remarque: Le mésentère intestinal est couverte par une fine couche de péritoine. Soyez prudent de faire une passe propre à travers cette couche durant la suture autour de l'artère. Tirez suture à travers lentement et avec précaution pour ne pas déchirer le péritoine ou de la rupturel'artère.
  5. Remplir deux noeuds d'un lancer chacun, en faisant attention à ne pas serrer la suture très dur, car cela pourrait entraîner la perte de flux sanguin et la nécrose ultérieure de l'intestin et la mort. Garniture de la suture de 2 mm de l'implant. L'intestin Wet nouveau pour continuer à maintenir l'hydratation avant de passer à côté d'implants.
  6. Se déplacer dans une direction rostrale, tirez le cm 3-4 prochaines de l'intestin et doucement remplacer la section qui contient déjà un implant. Passer une ou deux artères à partir du site d'implantation antérieure et la suture de l'implant suivant. Répétez l'opération pour l'implant tiers.
  7. Remplacer l'ensemble de l'intestin dans la cavité abdominale.

7. Chirurgies Sham

  1. Sham chirurgies sont effectuées en utilisant les mêmes étapes que les chirurgies d'endométriose, sauf que pas de tissu est suturé au mésentère intestinal.
  2. Accise la corne gauche utérine comme dans l'étape 4.
  3. Implants endométriosiques (étape 5) ne sont pas préparés dans la chirurgie imposture. L'excisées corne utérine peut être mis au rebut ou utilisés à d'autres fins, si désiré.
  4. Les sutures, mais pas les tissus, sont placées autour de trois artères de la cascade de l'artère mésentérique intestinale comme dans l'étape 6.

8. Fermeture de la plaie chirurgicale

  1. S'assurer que tous les organes sont à peu près à leur position anatomique.
  2. Utilisez 5-0 revêtement vicryl dans un point de non-verrouillage continue de fermer la paroi abdominale.
  3. Utilisez 9 clips plaies mm pour fermer la peau.

9. Récupérer des animaux

  1. Administrer 0,33 mg / ml à 0,15 ml/25 buprénorphine souris g injection sous-cutanée d'une dose de 0,2 mg / kg. La buprénorphine est administrée en post-opératoire pour prévenir d'autres une dépression cardiovasculaire / respiratoire qui peut allonger le processus de récupération.
  2. Séchez délicatement la souris avec Kimwipes ou serviettes de papier si elle a été mouillés pendant la chirurgie.
  3. Placez ventrale côté animal dans la cage partially au sommet d'un pad de recirculation d'eau chaude jusqu'à ce que l'animal est récupéré et a retrouvé décubitus sternal (dans les cinq minutes que l'anesthésie par inhalation s'use rapidement éteint).

10. Soins post-opératoires

  1. Les souris doivent être observées toutes les 15 minutes jusqu'à ce qu'ils soient en mesure de maintenir décubitus sternal, puis toutes les heures jusqu'à ce qu'ils retrouvent leur comportement normal après une chirurgie.
  2. Souris normale devrait apparaître dans les 24 heures de chirurgie. Souris doit être surveillée quotidiennement pendant sept à dix jours pour des signes de reprise et une bonne santé.
    1. Les indications que l'animal est en mauvaise santé, de la douleur ou de détresse comprennent diminution de l'activité, l'auto-mutilation, aspect mal soigné, ou une posture voûtée.
    2. Si un animal ne semble pas être en bonne santé dans les 24 heures de chirurgie, soit d'administrer la buprénorphine (0,2 mg / kg) ou euthanasier l'animal. Si l'animal ne s'améliore pas dans les 8 heures supplémentaires l'administration de la buprénorphine shoul animauxd être euthanasiés nécrose intestinale est probable.
  3. Retirez les clips plaies 7-10 jours post-induction.
  4. Continuer à surveiller cyclicité oestrus par l'examen de la cytologie vaginale pour la durée de l'expérience. Synchroniser oestrus 72 heures avant la collecte par le transfert de la literie trempé d'urine masculine vers les cages des femmes tel que décrit dans l'étape 1.3.

11. Autopsie et l'excision des tissus

  1. Le moment de l'autopsie est dépendante de la question de recherche particulière et est encore discutée dans les résultats de représentant et de discussion.
  2. Euthanasier la souris par asphyxie de dioxyde de carbone.
  3. Prélever le sang par ponction cardiaque à l'aide d'une aiguille de calibre 23 sur une seringue 1cc (si désiré).
  4. Recueillir un frottis cytologique vaginale comme décrit ci-dessus pour déterminer le stade oestrus au moment de la collecte de 17 ans.
  5. Couper corne utérine reste à la jonction utéro-tubaire et au col, enlever la graisse, peser, et le processus dedésiré (voir 11.14 et 11.15).
  6. Repérez les sutures noires autour des lésions d'endométriose. Photographie intactes lésions endométriosiques, si désiré.
  7. Soigneusement disséquer les adhérences entourant les lésions d'endométriose avec un petits ciseaux et des pinces, en faisant attention de ne pas crever l'lésions. Travaillez rapidement et avec précaution pour éviter la dégradation de l'ARN.
  8. Mesurer et noter la longueur et la largeur de la lésions endométriosiques utilisant des étriers.
  9. D'accise, les lésions d'endométriose et les placer sur une serviette en papier humidifié avec du PBS. Retirez tout tissu non endométriosique des lésions. Un stand de verre loupe binoculaire grossissant ou peut être utilisé pour aider à la dissection.
  10. Peser les trois remplie de fluide des lésions d'endométriose avant de retirer la suture.
  11. Retirer délicatement la suture des lésions d'endométriose.
  12. Pour l'histologie, fixer le formol un fluide remplis lésion endométriosique de deux heures suivie par trente-trois lavages PBS minute et le stockage final in 70% d'éthanol. Déshydrater et la paraffine embed.
  13. Lance deux des lésions. Pesez ces nouveau. Depuis cycliques changements hormonaux peuvent modifier la quantité de liquide kyste, ce qui donne une mesure du tissu humide de poids en plus à la masse du kyste, plus le liquide mesuré en 11,10.
  14. Pour l'isolation de l'ARN et les études d'expression génique, immédiatement homogénéiser l'un des lésions d'endométriose crevé (ou ~ 20 mg de tissu utérin) dans une solution de lyse contraignante et stocker à -80 ° C pour l'avenir d'isolement d'ARN avec le kit RNAqueous (Ambion) ou une autre méthode que souhaités.
  15. Pour isoler l'avenir de l'ARN, d'ADN ou de protéines, immédiatement enfichable geler la seconde lésion endométriosique crevé (ou ~ 20 mg de tissu utérin) dans l'azote liquide et stocker à -80 ° C.

Les résultats représentatifs

Lésions endométriosiques dans le modèle murin de l'endométriose induite chirurgicalement morphologiquement et histologiquement semblables à ceux observés dansles femmes. L'analyse histologique de l'endométriose chez les femmes et le modèle de souris indique que lésions endométriosiques contiennent des glandes endométriales et le stroma (figure 2A). Lésions endométriosiques chez la souris contiennent également des macrophages chargés d'hémosidérine-, qui sont une caractéristique commune de l'endométriose chez les femmes (figure 2B) 19.

Lésions endométriosiques retiré de souris trois jours après l'induction apparaissent enflammée et hémorragique (figure 3A). Après deux à quatre semaines de lésions endométriosiques de croissance dans le modèle de la souris sont un kyste semblable, remplie de fluide et entourée par des adhérences péritonéales (figures 3B et 3C). Comparé au poids de la lésion à l'induction, le fluide des lésions ont été remplis 306% et 862% plus grande à un et deux mois après l'induction des lésions crevé étaient de 51% et 172% plus grand, respectivement (figures 4A et 4B). Nous avons obtenu fluides compatibles rempli et crevé poids lésion endométriosique moins un mois après l'induction sur cinq expériences différentes (figure 5). À un mois après enfluides de production remplis (7,44 ± 3,75 mg) et crevé (2,92 ± 1,23 mg) Poids lésion endométriosique étaient significativement corrélées (coefficient de corrélation de Pearson = 0,669, p <0,001).

Âge de la souris n'a pas d'incidence sur la taille des lésions chez la souris entre trois et dix mois d'âge. Ni l'remplie de liquide ou de lésion endométriosique crevé le poids d'un mois après l'induction a été significativement corrélée à l'âge de l'animal (r = -0,136, p = 0,380 et r = -0,063, p = 0,698, respectivement).

L'utérus de souris subit des changements dans la taille, la rétention d'eau, la prolifération cellulaire et l'apparence due à l'influence des hormones stéroïdes au cours du cycle œstral. Nous avons comparé le poids des lésions d'endométriose au poids de la corne utérine reste intacte à partir d'animaux à différents stades de l'oestrus. Nous n'avons pas trouvé une corrélation significative entre le poids de l'utérus et remplie de fluide ou crevé l endométriosePoids esion moins un mois après l'induction (r = -0,046, p = 0,765 et r = 0,232, p = 0,155, respectivement).

Le profil d'expression génique observée dans les lésions d'endométriose de souris reflète fidèlement celle rapportée chez les femmes avec la maladie 5. Par trois jours après l'induction des gènes de régulation de remodelage de la matrice extracellulaire, l'adhésion cellulaire et l'angiogenèse sont hautement régulés à la hausse et beaucoup de ces gènes surexprimés restent dans un mois de croissance.

Figures et tableaux

Figure 1
Figure 1. Induction chirurgicale de l'endométriose par transfert de tissu autologue utérine chez la souris. La corne utérine gauche est ligaturé, excisées, et ouvert longitudinalement pour exposer l'endomètre. Trois 2 mm 2 biopsies sont préparés et chacun est suturée à une artère dans la cascade de l'artère mesente intestinalery. En un mois après l'induction des lésions d'endométriose sont remplie de fluide et entourée par des adhérences.

Figure 2
La figure 2 la section hématoxyline et l'éosine teinté d'une lésion endométriale à partir du modèle de souris de l'endométriose moins un mois après l'induction montrant (A) la présence de glandes endométriales et de stroma;. Barre d'échelle = 50 um et (B) macrophages chargés d'hémosidérine, dont certaines sont indiquées par des flèches; barre d'échelle = 20 um.

Figure 3
Figure 3. Lésions endométriosiques dans le modèle de souris suivantes euthanasie, soit trois jours après l'induction (A) ou un mois après l'induction (B et C).

Figure 4
Figure 4. Lésions endométriosiques de souris induite par la chirurgie pour avoir frdometriosis ont été excisées et pesées à un ou deux mois après l'induction. Les données sont la moyenne ± SEM. Les données ont été transformées en log et des lettres différentes indiquent une signification au sein de chaque panneau par un ANOVA suivi par au moins un côté de Fisher significatif comparaisons Mulitple Différence. (A) Kyste comme, remplie de fluide des lésions d'endométriose (N = 10, 7 ou 5 pour l'induction, un mois ou deux mois après l'induction, respectivement). (B) crevé lésions endométriosiques (N = 10, 8 ou 7 pour l'induction, un mois ou deux mois après l'induction, respectivement).

Figure 5
Figure 5. Endométriosiques poids lésion humide avec fluide et crevé un mois après l'induction à partir de cinq expériences distinctes. Les données sont la moyenne ± SEM. Souris N = 10, 6, 8, 7 et 7 pour les fluides lésions remplies et 0, 7, 10, 8, et 8 pour les lésions crevé dans l'expérience 1, 2, 3, 4 et 5, respectivement.

Tableau 1 Tableau 1. Observation de l'étape oestrus par la cytologie vaginale et l'aspect visuel des ovaires et l'utérus et induction.
Apparence de l'ovaire et l'utérus sera dépendant du temps. Les éléments suivants sont basés sur le sacrifice vers 8h00 le matin de chaque jour du cycle. En outre, les observations sont subjectives et comparant l'ovaire et cornes utérines sera une meilleure estimation que cornes utérines seulement. Ces observations sont destinées à compléter les informations obtenues à partir des lectures quotidiennes cytologie vaginale.

Tableau 2
Tableau 2. Comparaison de la chirurgie chez la souris et le rat.

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Discussion

Il ya plusieurs paramètres critiques qui doivent être notés dans l'exercice de l'induction chirurgicale de l'endométriose chez la souris. Premièrement, l'endométriose est une maladie oestrogènes dépendantes et en tant que telle cette chirurgie doit être réalisée chez les animaux intacts ou bien chez les animaux ayant subi une ovariectomie complétées avec des oestrogènes 20. Deuxièmement, la suture des biopsies endométriales à la cascade artérielle doit être effectuée avec un soin extrême. Nous avons trouvé que l'utilisation de seulement deux nœuds relativement lâche avec un lancer chacun garde la biopsie en place tout en empêchant la ligature de l'approvisionnement en sang à l'intestin et une nécrose tissulaire et la mort subséquente des animaux. Nous recommandons fortement pratiquer sur plusieurs souris avant l'expérience réelle de s'assurer que les sutures sont bien placés assez que le tissu n'est pas perdu, mais pas trop serré pour provoquer une nécrose intestinale. Troisièmement, il est très important de garder le tissu intestinal hydratée avec la pénicilline PBS contenant stérile et streptomycine pendant la surgery. Quatrièmement, des efforts devraient être prises pour s'assurer que la taille d'implants d'endométriose est cohérent. A cet effet, nous utilisons un mm 2 biopsie afin de créer constamment de taille des implants d'endométriose du tissu utérin excisées.

Il ya plusieurs modifications qui peuvent être faites à ce protocole pour répondre aux besoins individuels et des questions scientifiques du chercheur. Un porte modification potentielle du profil hormonal de l'animal. Système de gène et l'expression de protéines dans les lésions d'endométriose, restant intacte la corne utérine et le système immunitaire peut être directement influencée par le calendrier de collecte par rapport à l'étape du cycle de l'oestrus. Il existe plusieurs approches pour contrôler l'étape de l'oestrus au moment de la collecte, chacun avec ses avantages et ses inconvénients. Par exemple, les animaux intacts du vélo, peut être synchronisé en transférant trempé d'urine literie mâle dans la cage des femmes, trois jours avant l'induction ou la collecte de telle sorte que les animaux sont chirurgicalement INDUDEC et recueillies au cours de la même étape oestrus 15. Si les animaux sont utilisés vélo intacte, cyclicité œstrus doit être surveillée quotidiennement par examen cytologique du vagin 17. Ceci a l'avantage d'être plus physiologiquement pertinents, mais synchronicité cycle de réalisation n'est pas à 100% de réussite. Alternativement, les animaux intacts peut être synchronisée par l'administration exogène de gonadotrophine 21,22. Bien qu'un peu plus précise, cette méthode crée des niveaux d'oestrogène plus élevés que la normale. Une autre approche a consisté à ovariectomize animaux et de redonner un niveau constant d'hormones exogènes, soit par une capsule de silastic, mini-osmotique de la pompe ou des injections quotidiennes de 4,8. Cette méthode a l'avantage d'obtenir un profil hormonal uniforme à travers de nombreux animaux, mais est désavantageux car les animaux ne sont pas le vélo.

Sham chirurgies peuvent être effectuées pour évaluer les effets qui sont le résultat de subir la chirurgie comparativement effets attributabLE pour l'endométriose. Dans les cabinets simulacre de la corne utérine gauche est enlevée et les sutures sont placées autour des artères dans la cascade de l'artère mésentère intestinal, mais pas les implants d'endométriose sont suturés 5,8,23. Alternativement, la graisse retirée de la corne utérine excisée peut être suturée à l'intestin mésentère 3,14. Nous avons récemment rapporté qu'il ya relativement peu de différences dans l'expression génique telle que mesurée par cDNA microarray entre l'utérus et le simulacre de la corne intacte restante utérine à partir d'animaux chirurgicalement induite d'avoir une endométriose 5. Par ailleurs, l'utilisation quantitative PCR en temps réel pendant sept gènes liés à l'endométriose, nous avons constaté que l'expression d'haptoglobine seule est significativement différent dans l'utérus de souris imposture et l'endométriose. Lee et al. Cependant, a rapporté l'expression différentielle de cinq gènes dans l'utérus de souris induit d'avoir l'endométriose par rapport aux contrôles imposture 23. Cela suggère que la présence de l'endométriose Lesions peuvent provoquer l'expression du gène altéré dans l'utérus eutopique.

Le calendrier de collecte des souris chirurgicalement induite d'avoir l'endométriose devrait être déterminé par la question de recherche particulière. Collection de souris trois jours après l'induction permet d'évaluer le caractère critique, d'événements au début de la création de l'endométriose, y compris l'infiltration de neutrophiles initiale et machrophage et la production de cytokines comme l'a rapporté précédemment 8. Nous avons montré que les lésions d'endométriose recueillies trois jours après l'induction sont de petite taille, hémorragiques, et ont considérablement modifié l'expression des gènes par rapport à la corne utérine reste 4. Après deux semaines après l'induction des lésions d'endométriose sont bien établis et ont souvent constitué un kyste structures semblables. Chez la souris, des lésions d'endométriose continuer à augmenter en taille, tel qu'évalué par le poids du fluide rempli et crevé les lésions (figure 4) ainsi que par volume de la lésion déterminée par la longueur, la largeur et la HEIGht mesures au travers de deux mois après l'induction 9.

Comme mentionné précédemment, le modèle chirurgical de l'endométriose a été d'abord développé chez le rat et est encore largement utilisé 3. Lorsque vous effectuez cette opération chez le rat, nous apporter les modifications suivantes au protocole, telles que résumées dans le Tableau 2. Chez le rat, l'ensemble des points de suture utilisés sont de taille 4-0 et peut et doit être lié plus étroitement. En outre, nous suture six 5 mm 2 implants d'endométriose dans le mésentère intestinal de la cavité péritonéale.

Dans ce protocole, nous décrivons l'utilisation d'un anesthésique par inhalation, l'isoflurane. Alternativement, combinée anesthésique injectable composé de kétamine et de Domitor (chlorhydrate de médétomidine) ou un autre agoniste alpha-2 peut être utilisé, bien que le temps de récupération est un peu plus long. La kétamine, administré à 75 mg / kg par injection intraperiotneal, est un agent anesthésique dissociatif avec une douleur aiguë minimale soulager les propriétés d'une est un médicament annexe III nécessitant une licence de DEA et de l'inventaire des médicaments détaillé. Domitor, administré à 1 mg / kg, est un agoniste alpha-2 adrénergiques et est facilement inversée avec Antisedan (chlorhydrate d'atipamézole) d'administration. Domitor est un sédatif qui procure une relaxation musculaire et soulagement de la douleur. Domitor et la kétamine peut être préparée à l'avance en combinaison dans le PBS en utilisant une technique stérile. Antisedan, l'agent d'inversion pour Domitor, peuvent être préparés en PBS en combinaison avec la buprénorphine et doit être administré à 1 mg / kg en post-opératoire. La buprénorphine est aussi une annexe III de drogue et options incluent la non-stéroïdiens anti-inflammatoires Banamine (flunixine méglumine) et le kétoprofène.

Comme avec tous les modèles, il ya certaines limitations associées à l'induction chirurgicale de l'endométriose chez les rongeurs. Le plus important est que les rongeurs n'ont pas un cycle menstruel et donc ne se développent spontanément endométriose. Dans un effort pour rendre le mod rongeursphysiologiquement plus semblable à la condition chez les humains certains chercheurs ont opté pour injecter autologues ou homologues des fragments de tissus utérins des animaux syngéniques dans la cavité péritonéale directement sans suture 24,25 el. Chez la souris, le tissu injecté des formes ressemblant à un kyste lésions endométriosiques, cependant, la méthode d'injection de l'induction ne semble pas fonctionner chez les rats que le tissu ne se fixe pas et envahissent dans la cavité péritonéale 3.

Le modèle de rongeur a été largement utilisée pour étudier l'étiologie, la pathologie et des facteurs de risque d'endométriose 2,8,26-29 ainsi que d'explorer de nouvelles thérapies 14,30-34. Le modèle de rongeur de l'endométriose induite chirurgicalement démontre de nombreuses similitudes avec la maladie chez les humains, y compris réduction de la fertilité et de fécondité et de gènes modifiés et 5,6,35,36 expression des protéines. Pris ensemble, avec leurs coûts relativement bas et disponibilité, le modèle rongeur de chirurgicalement INDUendométriose CED est un excellent modèle pour l'endométriose chez les femmes.

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Disclosures

Pas de conflits d'intérêt déclarés.

Acknowledgments

Un merci spécial à Chris et Audrey Kassotis Bailey pour un examen critique de ce manuscrit et au Dr Scott Korte, Joseph Beeman, Alison Curfman, Paul Kimball, Bridget Neibreggue, Jacob Redel, Amy Schroder, Maija Steinberg, et Stacey Winkeler pour leur aide dans l'optimisation de ce modèle dans notre laboratoire. Le financement a été fourni par la clinique Grant Biodetectives Formation (NIH T90) (KEP), Université du Missouri Life Sciences Research Programme de premier cycle des chances, MU Conseil de recherches, MU subventions pour la recherche et de conseil NIH R21HD056441 (SCN).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Wax pencil Fisher Scientific NC9954135
Glass slide Fisher Scientific 12-550-433
Eyedropper Fisher Scientific S79383
Standard light microscope for evaluating vaginal cytology smears
Buprenorphine HCL c3 (CARJET) 10X1ml Butler Animal Health Supply 022891
Sterile phosphate buffered saline (PBS) GIBCO, by Life Technologies 14040-117
10,000U/ml Penicillin, 10,000μg/ml Streptomycin in 0.85% NaCl Hyclone SV30010
Isoflurane Abbott Laboratories 05260-05
Isoflurane non-rebreathing anesthetic system
Recirculating hot water heating pad
30 ml syringe sheath Fisher Scientific 14-823-16G
Powder free sterile gloves Fisher Scientific 19020558
Ophthalmic ointment Major Pharmaceuticals 10033691
Small electrical clippers Wahl Clipper Corp. 9861-600
Chlorhexidine scrub Fisher Scientific NC9863042
70% Ethanol
Polylined sterile field Busse Hospital Disposables 696
Size 3 scalpel Fisher Scientific 22-079-657
Number 10 scalpel blades Fisher Scientific 22-079-681
Small surgical scissors Roboz Surgical Instruments Co. RS-5850
Small serrated semi-curved forceps Roboz Surgical Instruments Co. RS-5135
5-0 black braided silk suture Ethicon Inc. K870H
Sterilized pyrex glass Petri dishes Corning 70160-101
2 mm biopsy punch Miltex Inc. 33-31
Sterile gauze Kendall 1806
6-0 black monofilament ethilon nylon suture Ethicon Inc. 697G
Needle drivers (optional) World Precision Instruments, Inc. 500023
5-0 undyed braided coated vicryl suture Ethicon Inc. J490G
9mm Autoclip wound clips BD Biosciences 427631
Autoclip applier & remover BD Biosciences 427630
23G needle BD Biosciences 305193
1cc syringe BD Biosciences 301025
5X magnifying glass stand (optional) Fisher Scientific 14-648-23
10% Buffered formalin Fisher Scientific SF100-4
Calipers Roboz Surgical Instruments Co. RS-6466
Processing/embedding cassettes Fisher Scientific 15-197-700A
Biopsy foam pads Fisher Scientific 22-038-222
RNAqueous RNA isolation kit Ambion AM1912
Liquid nitrogen
Snap cap microcentrifuge flat top tube Fisher Scientific 02-681-240
Ketamine (optional) Sigma-Aldrich K4138
Domitor (medetomidine hydrochloride) (optional) Tocris Bioscience 2023
Antisedan (atipamezole) (optional) Sigma-Aldrich A9611

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