Determinazione del comportamento della discriminazione Coppia stimolo acustico stimoli uditivi e elettrica utilizzando un condizionamento classico e alla frequenza cardiaca approccio

Neuroscience
 

Summary

L'applicazione di un paradigma classico condizionamento timore comportamentale per uditivo protesica ricerca nei ratti viene descritto. Questo paradigma fornisce un meccanismo per identificare sia il rilevamento e la discriminazione tra, acustico distinto e stimoli elettrici con frequenza cardiaca come misura di esito.

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Morgan, S. J., Paolini, A. G. Behavioral Determination of Stimulus Pair Discrimination of Auditory Acoustic and Electrical Stimuli Using a Classical Conditioning and Heart-rate Approach. J. Vis. Exp. (64), e3598, doi:10.3791/3598 (2012).

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Abstract

Preparazioni di tossicità acuta sono stati utilizzati nel campo della ricerca in prospettiva indagando i disegni e le tecniche di elettrodi di stimolazione per l'integrazione in protesi uditive neurali, come ad esempio impianti uditivi del tronco encefalico 1-3 e protesi uditive 4,5 mesencefalo. Mentre esperimenti acuti possono fornire un'idea iniziale all'efficacia dell'impianto, testando i animali cronicamente impiantati sveglio e fornisce il vantaggio di esaminare le proprietà delle sensazioni psico indotta utilizzando dispositivi impiantati 6,7.

Diverse tecniche come ricompensa a base di condizionamento operante 6-8, evitamento condizionato 9-11, o condizionamento alla paura classica 12 sono stati utilizzati per fornire la conferma del comportamento di rilevamento di un attributo di stimolo rilevante. Selezione di una tecnica si tratta degli aspetti di bilanciamento, comprese l'efficienza temporale (spesso povero di ricompensa a base di approcci), la possibilità di testare una pluralità distimolo attribuisce contemporaneamente (limitata nel evitamento), l'affidabilità e la misura di stimoli ripetuti (una limitazione potenziale quando le misure fisiologiche sono impiegati).

Qui, un classico metodo di condizionamento paura comportamentale viene presentato che può essere usato per testare simultaneamente sia il rilevamento di uno stimolo, e discriminazione tra due stimoli. Frequenza cardiaca viene utilizzata come una misura della risposta di paura, che riduce o elimina la necessità di tempo di codifica video per il comportamento di congelamento o di altre misure analoghe (anche se tali misure potrebbero essere inclusi per fornire elementi di prova convergenti). Gli animali sono stati condizionati con queste tecniche in tre sessioni di due ore di condizionamento, da ognuna delle 48 prove di stimolo. Successivi 48 sessioni di test di prova sono stati poi utilizzati per testare per la rilevazione di ogni stimolo a coppie presentati, e la discriminazione di prova fra gli stimoli membri di ciascuna coppia.

Questo metodo comportamentale è presentata nellail contesto della sua utilizzazione nel campo della ricerca uditiva protesica. L'impianto di dispositivi di telemetria elettrocardiogramma viene mostrato. Successivamente l'impianto di elettrodi nel cervello nucleo cocleare, guidato dal monitoraggio delle risposte neurali agli stimoli acustici, e la fissazione del elettrodo in posizione per un uso cronico si rivela, altresì.

Protocol

1. Elettrocardiogramma telemetria impianto del dispositivo

  1. Un'ora prima dell'inizio dell'impianto chirurgia, amministrare Carprofen (4 mg / kg sc) per fornire analgesia post-operatoria.
  2. Iniettare ketamina / Xylazina (Ke: 70 mg / kg, Xy: 10 mg / kg, ip) per l'anestesia per consentire la preparazione iniziale degli animali, con barba e le barre di auricolari inserimento prima di passare alla isoflurano che è più stabile durante l'intervento chirurgico che consente una migliore regolamentazione di profondità e accorcia il recupero post-operatorio dall'anestesia.
  3. All'esordio anestesia, applicare il lubrificante occhio agli occhi dell'animale e poi radere il torace addome e la gola. Pulire la pelle esposta con scrub chirurgico, seguita da preparazione della cute alcolica, seguita dalla soluzione antisettica. Posizionare la gabbia di casa su una coperta di calore per riscaldare.
  4. Posizionare l'animale in posizione supina su un piatto omeotermi. Inserire ovatta sotto il collo di elevare ed esporre la gola.
  5. Mettere il naso co-NE (consegna 1-3% vol / vol isoflurano in ossigeno, 2 L per minuto) sul naso dell'animale e fissare il cono in posizione.
  6. Fissare le parti anteriori arti in un semi-extended grado di generare la tensione della pelle sopra il torace e alla gola, e per impedire lo scivolamento libera il naso del naso-cone.
  7. Inserire la sonda della coperta omeotermi nel retto dell'animale.
  8. Effettuare una incisione mediana nella pelle che si estende dal processo xifoide 20 millimetri caudalmente per esporre lo strato muscolare. Eseguire un'incisione corrispondente lungo la linea alba, e quindi la cavità peritoneale.
  9. Inserire il dispositivo di telemetria ECG nella cavità peritoneale con i conduttori che si estende dall'estremità rostrale della apertura, e suturare la caudale 15 mm di apertura nel peritoneo.
  10. Eseguire un'incisione mediana in gola sovrastante la trachea, esponendo il muscolo sterno.
  11. Inserire una pinza a coccodrillo orecchio nello spazio sottocutaneo dell'incisione rostrale rivolto caudalmente, e usarli per formare un subcuttunnel aneous dal rostrale di incisione caudale. Afferrare il positivo (rosso) piombo nelle pinze e ritirare il cavo attraverso il tunnel.
  12. Sollevare il muscolo sterno-l'uso di pinze e inserire la punta del cavo positivo dorsalmente verso il mediastino anteriore destra, lasciando circa un loop 1 mm di cavo rostrale all'inserimento. Suturare il cavo in cui si estende dalla cavità toracica e all'inizio del ciclo al muscolo sottostante.
  13. Esporre la parete dorsale del xifoide, e suturare la punta del cavo negativo la superficie esposta.
  14. Controllare il segnale dispositivo impiantato per garantire un'adeguata ECG può essere ottenuta.
  15. Passare il cavo in eccesso nella cavità peritoneale. Sutura chiusa la parete peritoneale, linea alba, e la pelle dell'addome.
  16. Sutura chiuso la pelle della gola.
  17. Cessare le consegne di isoflurano, e continuare a fornire ossigeno fino al movimento spontaneo si osserva.
  18. Quando il movimento si osserva, rilasciare il arti anteriori unod rispedire l'animale verso la sua gabbia a casa. Spostare la gabbia di casa in modo che circa la metà della gabbia è sulla rampa di calore. Ciò consentirà l'animale, quando mobile, per spostarsi tra le aree più calde e più fresco della gabbia. Monitorare l'animale fino ambulatoriale, e lasciare la gabbia a casa sulla coperta termica per 24 ore.
  19. Somministrare Carprofen (4 mg / kg sc) ogni 24 ore per 3-5 giorni.

2. Cervello elettrodi Implant

  1. Un'ora prima dell'inizio dell'impianto, amministrare Carprofen (4 mg / kg sc) per analgesia post-operatoria.
  2. Iniettare ketamina / xilazina (Ke: 70 mg / kg, Xy: 10 mg / kg, ip) per l'anestesia.
  3. All'esordio anestesia, applicare una pomata oculare per proteggere gli occhi, poi radere la testa dell'animale. Pulire la pelle esposta con betadine scrub, seguito da alcol, seguita da Betadine.
  4. Mettete l'animale in posizione prona su un piatto omeotermi.
  5. Posizionare un bar orecchio cava in circa la posizione finale atteso,e sollevare e posizionare l'animale in modo che la barra si trova in orecchio meato acustico esterno.
  6. Far scorrere la seconda barra cava orecchio controlaterale nel meato acustico esterno.
  7. Utilizzando denti di topo pinza, aprire la mascella dell'animale e agganciare gli incisivi superiori sopra il supporto del dente.
  8. Far scorrere il naso a cono sopra il naso, ed iniziare la consegna di isoflurano (1-3% vol / vol di ossigeno). Gli animali vengono ora mantenuta durante un intervento chirurgico con questo anestetico.
  9. Effettuare una incisione nella pelle della testa, circa 1 mm a sinistra della linea mediana e si estende da 3-4 mm rostrale a 2-3 mm caudale di lambda.
  10. Ritrarre la pelle ei muscoli lateralmente dall'incisione, esponendo l'osso parietale e l'osso interparietale. Scrub la superficie dell'osso esposto utilizzare il 20% soluzione di perossido di idrogeno e un tampone di garza.
  11. Praticare un piccolo foro nelle ossa parietali destro e sinistro, e avvitare una vite in acciaio chirurgico in ogni foro lasciando un piccolo (0,5 mm) spazio tra il HEAd di ciascuna vite e l'abilità. Collegare queste viti a terra e punti di elettrodo di riferimento di alta impedenza headstage.
  12. Praticare un foro di circa 2 mm quadrati in laterale più a misura dell'osso interpariental. Lavare il foro con soluzione salina sterile per rimuovere la polvere ossa o frammenti ossei che potrebbero danneggiare l'elettrodo.
  13. Collegare l'altoparlante di accoppiamento alla barra orecchio sinistro vuota.
  14. Utilizzando la punta di un ago, fare una incisione nella dura sul piano sagittale.
  15. Portare il manipolatore elettrodo in posizione sopra l'apertura, con un angolo di 10 ° caudorostral. Inserire l'elettrodo manualmente circa 2 mm nella superficie del cervello. Assicurarsi che l'amplificatore è acceso, poi sigillare la camera di registrazione.
  16. Iniziare la consegna ciclica di bassa (2-8 kHz), mid-range (16-24 kHz) e alta (32 kHz-44kHz) frequenza passa-banda rumore filtrato. La velocità massima alla quale scoppia dovrà essere consegnata è uno scoppio ogni 200 ms. Monitorare l'attività neurale unot ciascun canale per rilevare risposte alla presentazione rumore.
  17. Continuare inserimento dell'elettrodo fino a quando la distanza totale inserita si avvicina 8 mm. Se il limite degli 8 mm raggiunto senza risposte neurali essere scoperto, prelevare e riposizionare l'elettrodo per un altro inserimento. Se il nucleo cocleare (CN) è stato raggiunto, siti sulla punta dell'elettrodo dovrebbe essere mostra risposte soprattutto ad alta frequenza stimoli. Se gli elettrodi si trovano nel nucleo ventrale cocleare (VCN), risposte al stimolo acustico dovrebbe avere una forte componente insorgenza (1-5 ms), seguita da una rapida diminuzione in attività.
  18. Continuare ad inserire l'elettrodo fino le punte dell'elettrodo rilevare risposte a bassa frequenza, o stimoli uditivi basata attività cessa di accadere (in tal caso, l'elettrodo può essere passata interamente attraverso la CN e può essere necessario rivedere l'elettrodo di collocamento).
  19. Costruire una frequenza di ampiezza mappa risposta dei neuroni alla elettrodi sITES. Ciò è ottenuto dal suono presentato tutta la gamma di frequenza desiderata (tipicamente 1-44 kHz o 1-80 kHz) ad ampiezze 1-70 dB, con 10 ripetizioni di ogni stimolo. Uno stimolo può essere consegnato tutti i 300 ms per la mappatura della NC. Se la mappa è insufficiente, l'opportunità di rivedere il posizionamento dell'elettrodo.
  20. Applicare un sottile strato di elastomero silicio leggermente al di sopra dei gambi elettrodi esposti, in modo tale che l'elastomero fluirà lungo i gambi e rivestire entrambi i gambi e la superficie esposta del cervello.
  21. Applicare un primo strato di protesi cemento polimerico attorno all'elettrodo. Il cemento dovrebbe essere minimamente viscoso, per ridurre il rischio dell'elettrodo spostati in fase di applicazione. Assicurarsi che il polimero non copre le viti nelle ossa parietali oi cavi collegati. Attendere che l'acrilico ad indurirsi, che in genere dura 5-10 minuti.
  22. Staccare la terra e fili di riferimento del headstage dalle viti nelle ossa parietali. Utilizzando pinze, gdipendentemente avvolgere il cavo di terra dell'elettrodo attorno alla vite nell'osso parietale sinistra.
  23. Applicare un secondo strato di cemento polimerico protesi. Questo secondo strato dovrebbe incapsulare sia viti, e il flusso nello spazio tra la testa della vite e il cranio. In tal modo, le viti terrà il acrilico e elettrodo al cranio. Attendere che la resina di indurire.
  24. Rimuovere il headstage dal connettore dell'elettrodo.
  25. Utilizzando pinze dente di topo, sollevare la pelle laterale al polimero sopra il polimero, e utilizzare una borsa di sutura per chiudere la pelle intorno al connettore dell'elettrodo esposto.
  26. Rimuovere le barre di auricolari, liberando la testa.
  27. Consegna Fine isoflurano, e continuano a trasportare l'ossigeno attraverso il cono fino al movimento spontaneo si osserva.
  28. Rispedire l'animale verso la gabbia a casa. Spostare la gabbia di casa in modo che circa la metà della gabbia è sulla rampa di calore. Ciò consentirà l'animale, quando mobile, per spostarsi tra le aree più calde e più fresche dellagabbia.
  29. Monitorare l'animale fino ambulatoriale. Lasciare la gabbia casa sul cuscino termico per 24 ore.
  30. Somministrare Carprofen (4 mg / kg sc) ogni 24 ore per 3-5 giorni.

3. Condizionata

  1. Posizionare l'animale nella camera di prova.
  2. Attivare il dispositivo di telemetria ECG.
  3. Permettere agli animali di acclimatarsi alla camera di prova per cinque minuti prima di iniziare il condizionamento. Questo permetterà la frequenza cardiaca per tornare a una linea di base, come la manipolazione porta all'elevazione della frequenza cardiaca.
  4. Eseguire la procedura di condizionamento:
    1. Fornire uno a caso membro selezionato della coppia stimolo acustico più volte in 250 ms burst separati da 250 ms di silenzio per 80-170 s. Ogni presentazione dello stimolo deve avere un aumento e il tempo di caduta di 10 ms per evitare un 'click' essere percepito, percettivamente che copre una gamma di frequenze sonore.
    2. Iniziare alternando il secondo membro della coppia stimolo acustico con il primo, presentando eatono ch per 250 ms seguita da una 250 ms di silenzio.
    3. Dopo 9.5 s del 10 s periodo di alternanza presentazione tono, amministrare un 0,5 ms piede-shock (0,7 mA).
    4. Cessate le presentazioni tono per 30 s per consentire la frequenza cardiaca si stabilizzi.
    5. Ricominciare coppia di consegna tono (da 3.4.1). Coppie Tone ottimale dovrebbe essere presentati in sequenza casuale, ed almeno 12 coppie di toni deve essere utilizzato per garantire che condizionamento generalizza a tutte le coppie di frequenza e non è specifico per le frequenze di tono utilizzati. Continuare questo processo fino a 48 cicli della procedura (studi) sono state completate.
  5. Disattivare il dispositivo ECG, e rispedire l'animale verso la gabbia a casa.

4. Testing

  1. Anestetizzare l'animale con isofluorano (1-3% vol / vol in ossigeno).
  2. Collegare il cavo di stimolazione neurale al connettore elettrodo esposto.
  3. Posizionare l'animale nella camera di prova.
  4. Attivare il dispositivo di telemetria ECG. </ Li>
  5. Permettere agli animali di recuperare dal Isoflurano anestesia e abituarsi alla camera di prova per dieci minuti prima di iniziare il test. Questo permetterà la frequenza cardiaca per tornare a una linea di base e il recupero dagli effetti breve anestetico.
  6. Eseguire la procedura di test.
    1. Fornire uno a caso membro selezionato di una coppia di stimolo acustico più volte in 250 ms burst separati da 250 ms di silenzio per 80-170S. Ogni presentazione dello stimolo deve avere un aumento e il tempo di caduta di 10 ms per evitare un 'click' essere percepito, percettivamente che copre una gamma di frequenze sonore.
    2. Iniziare alternando il secondo membro della coppia stimolo acustico con il primo, presentando ciascuno tono per 250 ms seguita da 250 ms di silenzio.
    3. Dopo 9.5 s del 10 s periodo di alternanza presentazione tono, amministrare un 0,5 ms piede-shock.
    4. Cessate le presentazioni tono per 30 s per consentire la frequenza cardiaca si stabilizzi.
    5. Iniziare la consegna di un caso Selected membro di una coppia di stimolazione elettrica del cervello più volte, usando 250 ms periodi di stimolazione separati da 250 ms di non stimolazione per 80-170 s.
    6. Iniziare alternando il secondo membro della coppia stimolo con il primo, presentando ciascuno stimolo per 250 ms seguita da una ms 250 non-stimolazione periodo. Continuate alternando stimolazione per 10 s.
    7. Cessate le presentazioni di stimolo per 30 s per consentire la frequenza cardiaca si stabilizzi.
    8. Ricominciare coppia di consegna stimolo (da 4.6.5 o 4.6.1). Coppie di stimolo dovrebbero essere presentati in una sequenza casuale, e almeno 20 studi di ogni coppia stimolo deve essere consegnato per garantire sufficienti battito cardiaco dati vengono raccolti per fornire un risultato chiaro media e minimizzare la variabilità. Distribuzione studi che utilizzano stimoli acustici per tutta la sessione di test riduce la probabilità che l'estinzione si verifica durante la procedura.
  7. Staccare il cavo di stimolazione dall'animale.
  8. Disattivare la devi ECGce.
  9. Rispedire l'animale verso la gabbia a casa.

5. Risultati rappresentativi

Una registrazione campione ECG effettuate utilizzando il dispositivo di telemetria impiantato una settimana dopo l'impianto è mostrato in Figura 1. Tale registrazione può tipicamente essere ottenuta dai dispositivi impiantati, ed i dispositivi continuano a funzionare adeguatamente per registrare per oltre sei mesi, anche se sutura solubile viene utilizzata per cavi apporre al muscolo. La registrazione ECG mostrato in Figura 2 è stato ottenuto da un animale più di otto mesi post-impianto.

Figure 3 mostra la posizione di un impianto di successo. Il posizionamento degli elettrodi ha molti siti di elettrodi nel nucleo cocleare posteroventral (PVCN), fornendo stimoli e la registrazione l'accesso a gran parte l'aspetto dorsoventrale. Le risposte di frequenza di ciascun sito di elettrodo per questo impianto sono presentati in Figura 4. L'area lungo del PVCN in cui sono distribuiti elettrodi porta a popolazioni cellulari accessibili per la registrazione e la stimolazione 'sintonizzato' ad una vasta gamma di frequenze. Inoltre, le stesse popolazioni sono strettamente sintonizzati - rispondono solo a una ristretta banda di frequenze sonore (vedi Figura 5).

Al contrario, un posizionamento povera è mostrato in Figura 6. In questo caso, l'elettrodo è stato collocato troppo medialmente, e non inserito sufficientemente profonda per penetrare la PVCN. Di conseguenza, solo siti elettrodo vicino risposte mostra la punta al suono come mostrato in Figura 7. Inoltre, la gamma di frequenze a cui sono sintonizzati le popolazioni cellulari accessibili è molto limitato. La regolazione delle popolazioni si è stretta (vedi Figura 8), ma la distribuzione cluster delle frequenze centrali dei popolazioni cellulari rende stimolare regioni di frequenza distinte impossibile.

_content "> Linea di base dati della frequenza cardiaca varia tra presentazioni condizionata stimolo acustico. Per conto di questa variabilità, della frequenza cardiaca prime (HR) i dati sono stati normalizzati in proporzione HR osservata quando l'alternanza stimolo inizio (tempo 0). Figura 9 mostra i dati in vari forme raccolte durante la sessione di condizionamento prima. Un esempio dei risultati ottenuti HR in un altro animale durante l'ultima parte delle sessioni di condizionamento iniziali è presentato in Figura 10. Il processo di condizionamento di stimoli acustici è rapida, e forti cambiamenti HR può osservare con pochi studi,. 7 nel caso di figure 9 e 10 La variazione in HR osservato immediatamente dopo l'inizio di alternanza stimolo (vedere 3.4.1 e 3.4.2) dimostra che l'animale è in grado di discriminare tra il ripetuta iniziale stimolo e lo stimolo seconda aggiunto successivamente.

Dopo sessioni di test che iniziano, nel quale elettriCal stimoli neurali, piuttosto che stimoli acustici vengono normalmente forniti, l'inclusione di presentazioni stimolo acustico permette di confermare che gli effetti di condizionamento sono ancora presenti. Un cambiamento generale HR in risposta all'avvio di presentazione dello stimolo acustico conferma che un effetto condizionato a stimoli acustici rimane presente, come mostrato nella Figura 11. Allo stesso modo, la Figura 12 presenta la variazione media HR proporzionale intorno l'inizio di alternanza tono acustico nella prima sessione di test. Come con la Figura 9 e 10, la HR relativamente stabile prima dell'introduzione del secondo stimolo in contrasto con il rapido cambiamento HR dopo l'introduzione del secondo stimolo dimostra che la discriminazione tra i due toni è verificato.

Al contrario, l'assenza di rilevazione può essere visto in Figura 13 in cui la stimolazione elettrica sta iniziando. La media proporzionale HR chan ge 10 attraverso prove mostra alcuna indicazione della goccia coerente rapida osservata quando il rilevamento avviene, come in Figura 11. Analogamente, l'assenza di un cambiamento coerente e rapida della frequenza cardiaca in Figura 14 indica che i due stimoli elettrici in consegna non sono sufficientemente differente per discriminazione verificarsi. Sia prima dell'inizio del periodo alternata (prima del tempo 0) e dopo alternanza inizio, la variazione media proporzionale in HR rimane vicino alla linea di nessun cambiamento.

Un modello più caratteristico di discriminazione tra i due membri di una coppia stimolo neurale è illustrato nella figura 15. Una diminuzione della frequenza cardiaca si verifica rapidamente dopo l'inizio di alternanza stimolo, seguito da un sostanziale aumento della frequenza cardiaca. La strategia particolare stimolazione usato in questo caso è riuscito a produrre una risposta comportamentale rilevante.

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Figura 1. Una registrazione ECG ottiene usando il dispositivo di telemetria impiantato uno settimana post-impianto. Il segnale visto in questa registrazione è in gran parte tipica delle registrazioni ottenuti con questi dispositivi.

Figura 2
Figura 2. Una registrazione ECG ottenute utilizzando il dispositivo di telemetria impiantato sei mesi dopo l'impianto. Vi è trascurabile degradazione del segnale registrato durante tale periodo di tempo, e questo segnale è certamente adeguata per il calcolo della frequenza cardiaca animale.

Figura 3
Figura 3. Una ricostruzione 3D di un posizionamento degli elettrodi di successo, combinato con X-tomografia computerizzata a raggi e le sezioni istologiche. Entrambi i gambi degli elettrodi nel nucleo cocleare con elettrodi posteroventral orientamentoTed ad affrontare la struttura.

Figura 4
Figura 4. La mappa delle risposte elettrofisiologiche registrati con il posizionamento degli elettrodi di figura 3. Ogni istogramma mostra i dati per l'attività in un sito elettrodo in risposta alla presentazione di una frequenza acustica; ciascuna colonna rappresenta un tempo di 25 ms periodo. Su entrambi i gambi della schiera di elettrodi, le risposte sono rilevate in ciascun sito singolo elettrodo solo in risposta ad una banda molto stretta di frequenze, ma queste bande strette sono distribuiti in una vasta gamma di frequenze. Tale distribuzione è ideale, come molti distinte frequenze associate regioni del cervello può essere stimolata in modo indipendente.

Figura 5
Figura 5. La risposta elettrofisiologica a canale 10 dall'impianto presentato nelle figure 3 e amp; 4. Idealmente, posizionamento degli elettrodi dovrebbe portare a risposte neurali alle stimolo acustico viene rilevato su più canali con ampiezza sonori ridotti a 10 dB, come appare in questo esempio.

Figura 6
Figura 6. Una ricostruzione 3D di un posizionamento degli elettrodi poveri. Mentre l'angolo caudorostral dell'elettrodo era corretta, era troppo mediale. Inoltre, l'elettrodo non è stato inserito sufficientemente profonda, la risultante in siti più vicino alla punta dell'elettrodo essendo situato all'interno del nucleo dorsale cocleare.

Figura 7
Figura 7. La mappa delle risposte elettrofisiologiche registrati con il posizionamento degli elettrodi, come mostrato nella Figura 6. Attività sta avvenendo alle punte di ogni gambo della matrice di elettrodi, ma c'è una piccola variazione nella frequenza dello stimolo acusticofrequenza che suscita l'attività in ogni sito elettrodo. Tale impianto non permette la stimolazione di frequenza strato distinto per test di discriminazione.

Figura 8
Figura 8. La risposta elettrofisiologica a canale 28 del posizionamento degli elettrodi illustrato nelle figure 6 e 7. Stimolo acustico producono forti raffiche di attività simili in frequenza spike a quello visto nel impianto molto successo (Figura 3). Soglia è anche piuttosto basso, con risposte viene rilevato in risposta ai toni a 20 dB. Se ci fosse maggiore variazione delle frequenze per cui le forti risposte verificati attraverso altri canali della matrice di questo canale sarebbe certamente sufficiente per la stimolazione.

Figura 9
Figura 9. Confronto della frequenza cardiaca prima (A) verses media proporzionale (B) i dati raccolti durante la sessione di condizionamento prima in un animale. Risposte da 7 presentazioni vengono visualizzati. A causa della variazione della frequenza cardiaca in partenza prima dell'inizio della modifica tono, tasso medio grezzo cardiaca (± intervallo di confidenza al 95%) non adeguatamente mostrano il grado di cambiamento di un calo iniziale della frequenza cardiaca seguita da aumento come indicato in prima persona tracce (A, in basso). Media variazione proporzionale di dati della frequenza cardiaca in cui è suddivisa la frequenza cardiaca della frequenza cardiaca al momento della presentazione condizionata stimolo acustico per ogni traccia è presentato in (B). Questo mostra un calo statisticamente significativo a seguito della presentazione dello stimolo condizionato con un aumento significativo ritardo riflessa con intervalli di confidenza al 95%. Individuali proporzionali tracce della frequenza cardiaca sono mostrati (B, in basso).

Figura 10
Figura 10. Media proporzionale cuore r mangiava passaggio da 8 s prima dell'8 s dopo l'inizio di alternare la presentazione dello stimolo acustico, combinando i dati delle sessioni di condizionamento secondo e terzo. I dati presentati comprende sette prove presentate nel corso dei due sessioni di condizionamento, quattro nella prima sessione di condizionamento e tre nel secondo. In risposta alla presentazione stimolo alternata, una grande goccia iniziale della frequenza cardiaca verificato seguita da un aumento del ritardo della frequenza cardiaca.

Figura 11
Figura 11. Media proporzionale variazione della frequenza cardiaca da 10 s prima a 10 s dopo l'inizio della presentazione dello stimolo acustico, dopo un periodo di 30 s silenzio. Dati degli studi è stata presa dalla sessione di test prima e comprende sei presentazioni di stimolo acustico. Un calo evidente all'inizio della frequenza cardiaca fornisce la prova della discriminazione tra gli stimoli acustici presentati.

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Figura 12. Media proporzionale variazione della frequenza cardiaca da 8 s prima di 8 s dopo l'inizio di alternare la presentazione dello stimolo acustico, tratto dalla sessione di test prima e di cui cinque presentazioni stimolo acustico. Un calo evidente all'inizio della frequenza cardiaca fornisce la prova della discriminazione tra gli stimoli acustici presentati.

Figura 13
Figura 13. Media proporzionale variazione della frequenza cardiaca da 10 s prima del 10 s dopo l'inizio della stimolazione elettrica del cervello dopo un periodo di 30 s silenzio. Dati degli studi è stata presa dalle sessioni di test prima e la seconda e comprende 18 presentazioni di stimolazione elettrica, utilizzando tutte le impostazioni di stimolazione stesse. L'assenza di qualsiasi diminuzione particolare frequenza cardiaca, in particolare prossimale a 0 momento in cui inizia la stimolazione, suggerisce che l'animale non è in grado di rilevare la Stimuldi noi.

Figura 14
Figura 14. Media proporzionale variazione della frequenza cardiaca da 8 s prima di 8 s dopo l'inizio di alternare la presentazione dello stimolo elettrico (vedi 4.6.5 e 4.6.6), tratto dalla sessione di test prima e di cui 33 presentazioni stimolo elettrico. Nessun modello coerente di variazione della frequenza cardiaca si verifica il tempo vicino a 0, il che suggerisce che gli stimoli si alternano sono sufficientemente diversi per la discriminazione che si verifichi.

Figura 15
Figura 15. Gli esempi rappresentativi di singole tracce (A) e la media proporzionale i dati della frequenza cardiaca (B, C) ​​da 8 s prima di 8 s dopo l'inizio di alternare presentazione dello stimolo elettrico, tratto dalla settima sessione di test di un secondo animale, e tra cui 12 presentazioni stimolo elettrico. Una diminuzione significativa HR avviene rapidamente dopo l'introduzione del secondo stimolo neurale seguito da un aumento significativo della frequenza cardiaca riflessa suggerendo la differenza tra la prima e la seconda stimolo è stato rilevato dal animale. Il grado di errore e varianza della risposta può essere visto nel proporzionale media ± errore standard (SE) grafico mostrato in (B). Il significato dei dip e l'aumento a seguito della presentazione secondo stimolo può essere verificato utilizzando intervalli di confidenza al 95% applicato ai dati riportati in (C). La risposta visto in (C) è simile alla risposta vedere in figura 9 B.

Discussion

Le tecniche descritte qui forniscono un mezzo per testare una serie di compiti di discriminazione rapidamente, con tempi di formazione di breve durata e consentendo per l'automazione sostanziale, riducendo così al minimo ricercatore a tempo richiesto per l'elaborazione dei dati. Utilizzando i dati ottenuti dal impiantato ECG, il calcolo della frequenza cardiaca (HR) il cambiamento nei momenti di presentazione dello stimolo può essere automatizzato. Errori nel trattamento ECG (come ad esempio manca un solo battito cardiaco) possono essere facilmente identificati in quanto producono grandi variazioni falsamente in apparente della frequenza cardiaca per un periodo molto breve, e tale rilevazione degli errori semplice riduce al minimo la necessità di tempo ad alta intensità di revisione manuale dei dati .

La tecnica descritta per l'impianto del dispositivo di telemetria ECG produce costantemente registrazioni con poca o nessuna interferenza (vedi figure 1 e 2). Tuttavia, le variazioni relativamente piccole nel posizionamento del piombo nella regione mediastino può comportare interferenze da muscolo vicinas e particolare respirazione associata rumore. Verifica del corretto posizionamento dei cavi durante il processo di impianto, in particolare dopo la sutura cavi in ​​vigore, permette regolazioni di precisione di posizionamento di piombo per minimizzare le interferenze.

Il processo di impianto cervello nel nucleo cocleare è difficile. Utilizzando presentazioni seriali di passa-banda di rumore filtrato delle gamme di frequenza diversi, piuttosto che il rumore a banda larga, come è già stato utilizzato 3, le risposte di popolazioni cellulari in siti di elettrodi possono essere rapidamente recensione in termini di risposta in frequenza piuttosto che l'meno specifico rumore risposta. La capacità di identificare rapidamente quando un numero sufficiente di frequenza sintonizzati popolazioni cellulari sono accessibili è fondamentale nella ricerca quando la discriminazione stimolo elettrico viene testato. Se insufficiente frequenza di distribuzione si ottiene, quindi il confronto tra la stimolazione delle zone di frequenza differenti non è semplicemente possibile. Tuttavia, il processo piùdi frequenza di ampiezza mapping risposta rimane critica a fornire dettagli riguardo l'ampiezza di messa a punto di popolazioni di cellule e dovrebbe essere eseguito prima di fissare l'elettrodo in posizione.

In formazione comportamentale e test, l'inclusione di una non-stimolo (o silente) periodo tra la prova, prima della comparsa dello stimolo, permette la risposta di insorgenza stimolo iniziale da esaminare. Quando si utilizza elettrica stimolazione neurale, una risposta di inizio stimolo fornisce la prova per la rivelazione semplice dello stimolo. Così, quando non vi è alcuna risposta insorgenza stimolo, ma una risposta quando lo stimolo alternanza secondo viene introdotto, si può dedurre che il solo stimolo quest'ultimo può essere rilevata. Senza l'inclusione di un periodo di silenzio, non ci sarebbe modo di determinare che lo stimolo primo non è stato rilevato.

Una limitazione di questa tecnica di collaudo comportamentale è che l'assenza di piede di shock pronunciata dopo la presentazione di neural stimolazione può portare allo sviluppo di specificità in paura condizionata, tale che la paura è espressa solo quando stimolo acustico viene presentato. Cioè, l'animale può apprendere che gli effetti particolari sensoriali della stimolazione neurale sono associati non riceve uno shock piede. Al contrario, la consegna foot-shock dopo la presentazione della stimolazione neurale potrebbe portare a una paura condizionata dello stimolo neurale in sé, distinto da qualsiasi suono, come proprietà dello stimolo neurale può avere. I risultati ottenuti escludendo un piede-shock dopo la stimolazione neurale certamente fornire la prova più forte di stimolo neurale essere suono simile a quelli con un piede-shock dopo la stimolazione neurale, come nel primo caso la paura condizionata, è generalizzata a decorrere acustica alla stimolazione neurale. Tuttavia, il rischio di sviluppare specificità per acustico piuttosto che la stimolazione neurale è presente. L'uso di passa-banda filtrata rumore come stimolo acustico anziché burst tono puro, il primo dei qualipuò riflettere meglio l'esperienza percettiva della stimolazione neurale, potrebbe ridurre il rischio di sviluppare tale specificità. Tuttavia, una tale procedura introduce la variabile aggiuntiva di larghezza di banda del filtro, che influenzerà i compiti discriminazione.

Un'ulteriore limitazione associata a qualsiasi impianto cronica neurale, come richiesto per la prova comportamentale, è la variazione in funzione del l'elettrodo o il tessuto neurale associato nel tempo. La stimolazione del tessuto neurale può portare sia soppressione temporanea di 13 attività neuronale e cambiamenti del tessuto come risposta perdita di tessuto cellulare 14 e diretto cervello all'elettrodo 15.

L'approccio descritto per l'impianto e test comportamentale fornisce un mezzo per testare sia il rilevamento e la discriminazione di stimoli acustico ed elettrico con formazione breve, e la capacità di esercitare il controllo della frequenza di prova. La tecnica di utilizzare cambiamento in HR come misurazionee di paura condizionata può essere applicabile non solo test uditivo, ma più in generale a qualsiasi test in cui stimoli sensoriali possono essere presentati per qualsiasi periodo discreto, e in cui il rilevamento di discriminazione sensoriale è desiderato.

Disclosures

Dr. Antonio Paolini è un direttore di Bioengenesis Technologies Pty Ltd che sono i rappresentanti australiani per Tucker Technologies Davis e il distributore australiano di sonde NeuroNexus.

Acknowledgments

Il finanziamento per questa ricerca è stato fornito da The Pass Garnett e Rodney Williams Memorial Foundation e La Trobe University.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
PowerLab ADInstruments ML880 Records data received from the implanted TR40 transmitter
SmartCtrl controller card Med Associates, Inc. DIG-716B Controls the behavioral test chamber, including foot shock
Modular behavioral test chamber Med Associates, Inc. ENV-009 Test chamber size: 30.5cm x 39.4cm
Aversive stimulus generator Med Associates, Inc. ENV-410B Delivers aversive foot-shock to metal-bar floor of the cage through a Solid State Scrambler unit
Programmable Attenuator TDT PA5 Controls the amplitude of delivered acoustic signal to ensure stable amplitude across frequencies
Electrostatic speaker driver TDT ED1 Drives the electrostatic speakers (EC1, ES1)
Free-field electrostatic speaker TDT ES1 Sounds are presented using this speaker in the behavioral test chamber
Coupled electrostatic speaker TDT EC1 Sounds are presented using this speaker during neural implant surgery
Stimulator Base Station TDT RX7 Controls delivery of electrical neural stimulation (used with MS16)
Microstimulator TDT MS16 Delivers multichannel electrical neural stimulation
Processing base station TDT RZ2 Records neural activity during brain implantation (using PZ2 preamplifier)
Preamplifier TDT PZ2-256 256-channel high impedance preamplifier
Telemetry device receiver Telemetry Research TR162 Receives digital signal from TR40, and converts to amplified analogue output
Implantable electrocardiogram telemetry device Telemetry Research TR40 The implanted transmitter device, sampling at 2kHz
Multifunction Processor Tucker-Davis Technologies RX6 Used to generate acoustic stimuli
Vertex Castavaria Vertex Dental Dental acrylic used to fix the electrode in place
Kwik-Sil Adhesive, low viscosity World Precision Instruments, Inc. Silicon elastomer used to coat the electrode shanks
Multichannel electrode NeuroNexus Technologies a2x16-10mm 100-500-413 The 2-shank 32-channel extracellular electrode array used for implantation. The electrode sites have been activated to produce a coating of iridium oxide in preparation for stimulation.

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References

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  2. Shivdasani, M. N., Mauger, S. J., Argent, R. E., Rathbone, G. D., Paolini, A. G. Inferior colliculus responses to dual-site intralamina stimulation in the ventral cochlear nucleus. J. Comp. Neurol. 518, 4226-4242 (2010).
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