聚乙烯醇海绵模型植入

Medicine
 

Summary

一个有用的工具,药物,生长因子,和/或操纵细胞在创面修复的动物模型的影响分析描述。这种技术利用了聚乙烯醇(PVA)海绵的性能,提供包含所需的治疗,还提供一个被切除和分析平台。

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Deskins, D. L., Ardestani, S., Young, P. P. The Polyvinyl Alcohol Sponge Model Implantation. J. Vis. Exp. (62), e3885, doi:10.3791/3885 (2012).

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Abstract

伤口愈合是一个复杂的,多步骤的过程,涉及到许多类型的细胞,生长因子和化合物1-3。由于这种复杂性,促进伤口愈合的研究时,在体内进行的最全面的。有许多在体内模型可用来研究急性伤口愈合,包括切口,切除,死亡空间,烧伤。死亡空间模型是人为的,这是用来研究组织的形成和物质的影响,在伤口上的多孔植入物。一些常用的死空间模型包括聚乙烯醇(PVA)海绵,钢丝网气瓶,膨体聚四氟乙烯(膨体聚四氟乙烯)材料,与Cellstick 1,2。

每个死区空间模型有其自身的局限性,根据其材料的成分和植入方法。钢丝网圆柱模型有一个植入后浸润的滞后期,需要相当长的时间前肉芽组织形成begiNS 1。后来伤口愈合的阶段是最好的分析使用的聚四氟乙烯模式1,4。在该Cellstick是硅管模式,它通常被用于研究人类的手术伤口,伤口液2内的纤维素海绵。 PVA海绵急性研究是有限的,因为随着时间的推移,它开始引起异物反应,导致巨细胞反应,在动物5。不像其他材料,聚乙烯醇海绵很容易插入和删除,惰性和非生物降解材料制成的,但有足够的软,切片的病理分析2,5。

在伤口愈合的PVA海绵是非常有用的分析肉芽组织形成,胶原沉积,伤口液成分,物质1,2,5愈合过程的影响。除了利用其在学习各种各样的伤口愈合的属性,PVA海绵也被用在许多其他类型的研究。它Ĥ作为被用来研究肿瘤血管生成的药物输送和干细胞的存活和植入1,2,6,7。 PVA海绵随着伟大更改性,事先广泛使用,和可重复性的结果,是1,2许多研究的理想模型。

在这里,我们将描述的准备,植入和检索PVA海绵磁盘,在伤口愈合的小鼠模型( 图1)。

Protocol

1。海绵的制备

  1. 由0.9%(W / V)氯化钠水溶液中搅拌过夜水合物海绵。
  2. 消毒灭菌他们水合海绵。对于75毫升,高压灭菌25分钟121°C。

注:载入海绵具有如下所述的治疗是可选的。

  1. 在无菌罩与不育的仪器,从解决方案使用镊子拿起一个海绵。镊子挤压海绵和使用真空尖,尽可能消除尽可能多的解决方案,从海绵。在组织培养皿中放置了海绵拧干,小心离开海绵之间的空间。多个孔板,可用于区分不同的治疗方法。
  2. 直接到中心的海绵吸取的处理方案。海绵轻轻按下枪头后的解决方案已被放置在海绵上,这有助于海绵吸收的解决方案。注:6毫米直径2.75毫米厚的海绵,我们聘请的是能够容纳最多25μL。
  3. 板,他们在所有的海绵一旦被加载,可以存储在冰块,直到他们在植入老鼠。

2。外科手术

  1. 适当麻醉动物和管理先发制人镇痛。整个过程将持续约20分钟,每头牲畜。对于30Ğ鼠标每分钟氧气的1.5升与1.5%异氟醚用于诱导和维持麻醉。当动物不再回应捏反射试验,在仰卧位在鼻锥的地方。使用电动剃须刀刮胡子1英寸1英寸面积上的低左肋下腹部。擦拭干净,剪去长发。
  2. 剃光面积的70%的酒精优碘清洗消毒。重复此优碘酒精清洗三次。
  3. 教而持有的皮肤,用手术刀作垂直切口直径的1.5-2倍要插入海绵米,是谨慎的,并非要削减通过体腔。
  4. 使用镊子,以保持皮肤的边缘,并慢慢开始使用Metzembaum剪刀切口两侧皮肤从肌肉中分离出来。口袋应该整个鼠标的宽度,从肋骨到后腿。
  5. 使用镊子,拿起第一个被放置在动物从两侧捏住海绵。海绵转移到直镊子,因此,它是从顶部和底部举行。
  6. 使用镊子,以保持皮肤的边缘和解除它,这样可以插入海绵。慢慢地插入海绵,尽量避免接触皮肤或肌肉下方的海绵将难以移动,一旦触及组织。重复所有的海绵。
  7. 一旦所有的海绵已经插入,地方两个或三个缝合关闭切口。使用一对镊子一起举行切口两侧和线程的苏图再通过两个层次的皮肤。拧紧第一个罚球刚够关闭皮肤边缘。完成一个从另一个方向,这个时候拉结紧罚的平结。然后把两个多平方海里,完成缝合( 图2)。放置额外的缝合关闭整个切口。其他伤口粘接方法可用于如dermabond,伤口剪辑,或订书钉。
  8. 从动物麻醉系统和监控,而意识恢复。动物应尽快开始走动,并返回到前运算流动。确保他们能够充分达到食物和水。有些湿润的食物,可放置在笼,以协助恢复的底部。继续每天监测动物遇险或不适的迹象,检查切口部位的感染,炎症,和裂开。如果发现任何复苏的并发症,采取适当的行动。

3。可选注射液

  1. 海绵注入所需的解决方案,首先要确定管理鼠标的物质的量。该物质需要集中,使注射量是不到一半的海绵可容纳的总体积。
  2. 准备一个注射器注射(我们用28Ğ针的的小鼠)。
  3. 将动物麻醉下接受注射。
  4. 当动物不再响应捏测试可以注射。
  5. 为了给推注射针,在45°的角度深入皮肤海绵中心。只去了一半的方式,然后推入针的海绵通过它的厚度。我们的目标是注入海绵确切中心。
  6. 进行检查,以确保针是海绵,慢慢抬起垂直针。如果针是海绵,海绵应该向上移动的针。
  7. 慢慢注入海绵取出针。如果有多个需要注射海绵很可能将被推迟,一些注射液注射前网站。

4。海绵去除

注意:在海绵去除,处理时要格外小心海绵。避免穿透的海绵,手术器械和海绵,避免对周围组织周围的主要动脉防止失血过多。

  1. 动物是安乐死后,去除皮肤使用镊子和切口关闭海绵的海绵。
  2. 仔细分离的海绵,从周围的胶囊 ND避免收获额外的组织周围的海绵。如给药或形态分析,精度较差,需要切除。

5。代表结果

删除海绵可以存储在不同的条件取决于将要执行的分析类型。对于切片,撷取海绵可以嵌入在一个中等的最佳切削温度(OCT)的化合物,如冻结或放置在10%福尔马林嵌入切片和石蜡块( 图3A和B)。切片的最好结果,得到海绵时减少了一半整个直径和嵌入式切面( 图4A和B)。应采取的海绵部分,使整个海绵宽度图3A显示了两个海绵,海绵左嵌入式/切片不正确,正确处理和正确的海绵。

耳鼻喉科“>海绵进行分析,可以放置在一个Eppendorf管中,并储存在-20°C,直到准备处理的RNA和实时定量PCR分析海绵应放置在一个Eppendorf管,闪光冻结,并存储在 - 80°C。此外,如从凯杰RNAlater RNA的防腐剂,可以稳定在较高温度下的安全储存的RNA。创面渗液多管挤海绵,可以收集,并汇集了流体多个海绵,以获得具有代表性的样本。活细胞,如成纤维细胞,巨噬细胞和淋巴细胞,也可以从海绵中提取,去除后从动物,海绵,可以在适当的媒体所需的细胞类型的地方。海绵可以处理物理(即切碎)或酶(如胶原酶)方法以释放细胞。

图1。
图1。脱水特德PVA海绵在三种不同尺寸的磁盘。

图2。
图2小鼠的伤口愈合模型显示侧切伤口的位置和四个聚乙烯醇海绵的图片。

图3。
图3。 (一)在4X H&E染色和(B)三色染色切片石蜡嵌入海绵10X。

图4。
图4。 (一)在沿直径的一半海绵切割图片(B)PVA海绵一半,嵌入式削减10月朝下。

Discussion

Disclosures

我们什么都没有透露。

Acknowledgments

由国立卫生研究院(NIH)的补助金,以R01-HL088424提供的资金,退伍军人事务部优异奖以聚吡咯。

Materials

Name Company Catalog Number Comments
PVA Sponge Medtronic Inc. CF120 The size and porosity of the sponge depends on the experiment
Scalpel blade size 15 BD Biosciences 371115
Metzembaum scissors Thermo Fisher Scientific, Inc. 79-211
Hemostat Forceps Fine Science Tools 13004-14
Needle holder Fine Science Tools 12004-16
5-0 nylon suture Ethicon Inc. 698
O.C.T. compound Tissue-Tek 4583

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References

  1. Efron, D. T., Barbul, A. Subcutaneous sponge models. Methods Mol. Med. 78, 83-93 (2003).
  2. Gottrup, F., Agren, M. S., Karlsmark, T. Models for use in wound healing research: a survey focusing on in vitro and in vivo adult soft tissue. Wound Repair. 8, 83-96 (2000).
  3. Sprugel, K. H., McPherson, J. M., Clowes, A. W., Ross, R. Effects of growth factors in vivo. I. Cell ingrowth into porous subcutaneous chambers. Am. J. Pathol. 129, 601-613 (1987).
  4. Alaish, S. M. Comparison of the polyvinyl alcohol sponge and expanded polytetrafluoroethylene subcutaneous implants as models to evaluate wound healing potential in human beings. Wound Repair. 3, 292-298 (1995).
  5. Davidson, J. M. Animal models for wound repair. Arch. Dermatol. Res. 290, 1-11 (1998).
  6. Alfaro, M. P. sFRP2 suppression of bone morphogenic protein (BMP) and Wnt signaling mediates mesenchymal stem cell (MSC) self-renewal promoting engraftment and myocardial repair. J. Biol. Chem. 285, 35645-35653 (2010).
  7. Andrade, S. P., Ferreira, M. A. The sponge implant model of angiogenesis. Methods Mol. Biol. 467, 295-304 (2009).
  8. Diegelmann, R. F., Lindblad, W. J., Cohen, I. K. A subcutaneous implant for wound healing studies in humans. J. Surg. Res. 40, 229-237 (1986).
  9. Efron, D. T., Most, D., Shi, H. P., Tantry, U. S., Barbul, A. A novel method of studying wound healing. J. Surg. Res. 98, 16-20 (2001).
  10. Lindblad, W. J. Considerations for selecting the correct animal model for dermal wound-healing studies. J. Biomater. Sci. Polym. Ed. 19, 1087-1096 (2008).

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