Evaluering af Biomaterials for blære Augmentation anvendelse Cytometriske Analyser i forskellige gnavermodeller

* These authors contributed equally
Bioengineering
 

Summary

Kirurgiske trin blære augmentation beskrives anvendelse af 3-D scaffolds i murine og rottemodeller. At teste effektiviteten af ​​biomateriale konfigurationer til anvendelse i blæren forstærkning, er teknikker til både vågen og bedøvet cystometry præsenteret.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Tu, D. D., Seth, A., Gil, E. S., Kaplan, D. L., Mauney, J. R., Estrada Jr., C. R. Evaluation of Biomaterials for Bladder Augmentation using Cystometric Analyses in Various Rodent Models. J. Vis. Exp. (66), e3981, doi:10.3791/3981 (2012).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Nyrefunktion og kontinens for urin er kritisk afhængige af den korrekte funktion af urinblæren, der gemmer urin ved lavt tryk og blæser det med et præcist orkestreret sammentrækning. Et antal medfødte og erhvervede urologiske anomalier herunder posteriore urethrale ventiler, godartet prostatisk hyperplasi og neurogen blære sekundær spina bifida / rygmarvsskade kan resultere i patologiske vævsremodellering fører til nedsat efterlevelse og reduceret kapacitet 1. Funktionel eller anatomiske obstruktion af urinvejene er ofte forbundet med disse betingelser, og kan føre til inkontinens-og nyreskader fra øget lagring og tømme pres 2. Kirurgisk implantation af gastrointestinale segmenter til at udvide organ kapacitet og reducerer intravesikale tryk repræsenterer den primære kirurgisk behandling mulighed for disse sygdomme ved medicinsk behandling mislykkes 3. Imidlertid er denne fremgangsmåde hæmmeed af de begrænsede donorvæv, og er forbundet med væsentlige komplikationer, herunder kronisk urinvejsinfektion, metabolisk forstyrrelse, urin stendannelse, og sekundær malignitet 4,5.

Aktuel forskning i blæren vævsmanipulering er stærkt fokuseret på at identificere biomateriale konfigurationer, som kan støtte regenerering af væv på defekte steder. Konventionel 3-D stilladser afledt fra naturlige og syntetiske polymerer, såsom Tyndtarmssubmucosa og poly-glycolsyre har vist en vis kort sigt at understøtte urothelial og glat muskulatur regenerering samt lette forøget organ lagerkapacitet i både dyremodeller og i klinik 6,7. Imidlertid mangler stillads mekanisk integritet og biokompatibilitet ofte resultere i en fibrose 8, graft kontraktur 9, og forkalkning 10, hvilket øger risikoen for implantatet svigt og skal for sekundære kirurgiske procedurer. Desuden har genoprettelse af normale tømme egenskaber ved brug af standard biomateriale konstruktioner til forstærkning cystoplasty endnu ikke opnået, og derfor forskning og udvikling af hidtil ukendte matricer, som kan opfylde denne funktion er nødvendig.

For at kunne udvikle og evaluere optimale biomaterialer til klinisk blære forstærkning, skal effekten forskning først blive udført i standardiserede dyremodeller med detaljerede kirurgiske metoder og funktionelle resultat vurderinger. Vi har tidligere beskrevet anvendelsen af en blære augmentation model i mus til bestemmelse af potentialet af silkefibroin-baserede scaffolds at mediere vævsregenerering og funktionelle tømme egenskaber. 11,12 Cytometriske analyser af denne model har vist, at variationer i de strukturelle og mekaniske implantat egenskaber kan påvirke de resulterende urodynamiske træk ved de manipuleret væv blærer 11,12. Positiv korrelationlem graden af matrix-medieret vævsregenerering bestemt histologisk og funktionelle overholdelse og kapacitet evalueret ved cystometry blev påvist i denne model 11,12. Disse resultater foreslår derfor, at funktionelle evalueringer af biomateriale konfigurationer i gnaver blære udvidelsessystemer kan være et nyttigt format til at vurdere stillads egenskaber og om in vivo gennemførlighed forud for store dyrestudier og kliniske implementering. I den aktuelle undersøgelse, vil vi præsentere forskellige kirurgiske stadier af blære forstærkning i både mus og rotter ved hjælp af silke scaffolds og demonstrere teknikker til vågen og bedøvet cystometry.

Protocol

Kirurgiske metoder

1. Kirurgisk Forberedelse og Anæstesi

  1. Opstil sterile kirurgiske område med de nødvendige kirurgiske instrumenter: Barbering sakse, pincetter med tænder, fine atraumatisk pincet, fin nål driver, gaze, Metzenbaum sakse, tenotomy saks, skalpel, 30 gauge kanyle, saltvand fyldt 1 ml sprøjte, fire 6-0 polypropylen suturer, 7-0 polyglactin sutur, 4-0 polyglactin sutur.
  2. Bedøve dyret med isofluran inhalation i induktionen kammeret. Bekræfte fuldstændig induktion af dyret, før de overføres til det kirurgiske område. Sørg for, at inhalationsanæstetika røret er i passende stand til at have løbende anæstesi.
  3. Sende dyret liggende på sterilt afdækningsstykke.
    [For Cytometriske analyse, se afsnittet nedenfor i tunnel på cystostomy kateter.]
  4. Brug barbering saks for at fjerne pels fra underlivet.
  5. Prep maven med BEtadine og 70% ethanol.
  6. Inden incision, et analgetisk såsom buprenorphin (0,05-0,1 mg / kg) kan injiceres subkutant i perioperative smerte kontrol.

2. Incision og eksponering af blæren

  1. Foretag en 1-2 cm (afhængig af størrelsen af ​​dyret og hvorvidt rotte eller mus) lavere midtlinjeincision med skalpel gennem huden. Uddybe indsnit ved den nedre del af snit gennem rectusmuskel og undgå at beskadige den underliggende tarme eller blære.
  2. Ved hjælp af fortandede pincet, rectusmusklen løfte og dissekere frie den bageste overflade af musklen med fine Metzenbaum saks.
  3. Incise resten af ​​musklen i midterlinien for hele længden af ​​huden incision.
  4. Levere blæren gennem incisional såret (figur 1). Blæren er normalt den mest afhængige orgel i bækkenet. (Hos manden er prostatacancer faktisk mere afhængig og er større enddekomprimeres blære.)
  5. Sted et ophold sutur gennem den bageste væg af blæren, og derefter en anden gennem den forreste væg af blæren med 6-0 polypropylen sutur. Placer yderligere suturer sideværts. Må ikke binde disse suturer. Når suturerne holdes stramt, vil blæren har en kvadratisk konfiguration, der måler ca 1 cm 2 (figur 2). Vær forsigtig med ikke at have for meget spænding på disse suturer, da de let kan trækkes gennem blærevæv.
  6. Incise blæren langs gennem den anteriøre blære væg (kun ringere kuplen af ​​blæren) i midterlinien for cirka 1 cm (1,5-2 cm i rotter blæren).

3. Anastomose af stilladset

  1. Med fine saks, den silke stillads trimme det omtrentlige område af blæren defekt.
  2. Ved hjælp 7-0 polyglactin sutur, starter på det ene hjørne af stilladset og suturere den til blæren i en kontinuerlig, løbermåde for at skabe en vandtæt forsegling hele vejen omkring defekten (figur 3).
  3. Teste integriteten af ​​anastomosen ved at fylde blæren med sterilt saltvand ved inddrypning den gennem væggen af ​​blæren med en 30 gauge kanyle. Hvis en lækage er fundet, kan det lukkes med en ekstra afbrudt 7-0 polyglactin sutur for at lukke hullet.
  4. Reducer den rekonstruerede blæren tilbage i maven.

4. Incisional Lukning

  1. Forud for lukning af bugvæggen, rectus muskler og subkutane væv injicere bupivicaine for lokal anæstesi (<3 mg / kg på 0,25%).
  2. Reapproximate rectusmusklen med en kontinuerlig, der kører 4-0 polyglactin sutur.
  3. Lukke huden med en konstant, der kører 4-0 polyglactin sutur.
  4. Ren og tør indsnittet (fig. 4).
  5. Overfør dyret i en varm, ren bur for opvågning fra anæstesien.
  6. Trinnene til cystostomy kateteranbringelse for Cytometriske analyse er som følger:

    5. Tunnel til Cystostomy kateter

    1. Opstil sterile kirurgiske område med de nødvendige kirurgiske instrumenter: barbering saks, pincet med tænder, fine atraumatisk pincet, fin nål driver, gaze, Metzenbaum saks, tenotomy saks, lille buet klemme, skalpelblad, 6-0 polypropylen, 4-0 polyglactin sutur, 3-0 silkesutur (4-0 silkesutur for mus), 18G nål, 22G stump spids nål, 25G nål, 1 ml saltvand fyldt injektionssprøjte, polyethylenrør 50 (PE-50) skåret til en længde på ~ 10 cm.
    2. Opblussen enden af ​​PE-50 rør ved forsigtigt at udsætte den for en flamme. Vær omhyggelig med ikke at smelte i slutningen af ​​eller tilstoppe lumen (dette kan verificeres ved at indsprøjte saltvand gennem en 25G nål forbundet til "ikke-flares" ende og sikre flow). Dette tjener som et anker for at opretholde røret inde i blæren (figur 5).
    3. Anvende barbering saksen at fjerne skind fra både dorsum af dyret mellem bovbladet og maven på ventrum.
    4. Prep områder med betadin og 70% ethanol. Sende dyret udsat for afdækningsstykket.
    5. Lav en 1 cm snit på ryggen mellem skulderbladet. Ved hjælp af Metzenbaum saks, en plan mellem huden og det underliggende muskel udvikle ved at anbringe spidsen af ​​saksen i planet og spreder dem til at skabe en tunnel rundt til den ventrale abdomen.
    6. Flyt dyret liggende. Gør din abdominal incision og eksponere blæren som ovenfor i trin 2,1-2,4. Reducere blæren tilbage i maven.
    7. Placer en lille klemme ind i din subkutan tunnel oprettede i trin 5,6 med udgangspunkt i din ryggen incision i huden. Brug dine fingre til at beskytte de intra-abdominal indholdet, Pierce gennem bugvæggen med spidsen af ​​klemmen i maven.
    8. Tag fat i smooth ende af PE-50 rør med klemmen og trække det tilbage gennem den dorsale snittet. Sikre, at bulbed ende ikke trækkes forbi den abdominale væg (fig. 6).

    6. Placering af Cystostomy Tube

    1. Levere blæren gennem snittet. Fra dette punkt bør blæren behandles med fine pincetter for at forhindre trauma til blæren, som kan forårsage skade eller inflammation, der kan forvrænge Deres Cystometriske resultater eller resultere i yderligere ubehag for dyret postoperativt.
    2. Gør notat af det foreslåede område for cystostomy røret. Det bør placeres i kuplen af ​​blæren (overlegen Augment segment). Dette vil forhindre kinkning eller okklusion af røret.
    3. Brug af 6-0 polypropylen sutur, placere en pursestring søm på kuplen af ​​blæren på følgende måde: sted den første kast gennem væggen af ​​blæren langs, lateral at det foreslåede område for cystostomy rør. Efterlader en lille klemme på den løse ende, så at suturen ikke utilsigtet trækkes hele vejen igennem. Placer det næste kast i en tværgående retning, startende først at gå ind i blærevæggen lidt lateralt til udgangen af ​​din første kast.
    4. Træk ikke suturen stramt. Placer din næste sutur parallelt med dit første (på langs) går ind i blæren netop cephalad til udgangen stedet for dit sidste, tværgående sutur. Den fjerde kast vil begynde lateral til udgangen af ​​den sidste maske og ende ved siden af ​​indgangen til din allerførste kast. Udført korrekt, dette danner en rundtgående firkant omkring den foreslåede kateteret område (figur 7).
    5. Anvendelse af en 18G nål blærevæggen gennembore i midten af ​​pursestring sutur. Vær forsigtig med ikke at trænge for dybt (lige nok til at være intraluminale). Placer spidsen af ​​dine fine tang i åbningen og fordeles forsigtigt at udvide hullet.
    6. Indsætte bulbed ende af kateteret i defekten iblære, indtil det er intraluminal. Træk pursestring sutur stramt omkring kateteret og binde det ned. Dette bør phono blærevæggen omkring kateteret holde det på plads (fig. 8).
    7. Tage den ene ende af suturen og dreje den omkring kateteret gang binde dette ned til yderligere at fastgøre kateteret.

    7. Test kateteret og lukning af abdominal incision

    1. Med en 1 ml sprøjte og 25G nål, indsætte kanylen i røret og langsomt injicere saltvand at udspile blæren. Overhold for lækker omkring kateteret. Når du ser lækker fra urinrøret, opsug saltvand for at dekomprimere blæren igen.
    2. Lukke abdominal incision som ovenfor i trin 4.1-4.4.

    8. Lukning af Dorsal Incision og Sikring kateteret (for rotter)

    1. Flyt dyret udsat.
    2. Skærer kateterrøret på niveauet af huden med en saks. Sæt en 22G stump tip kanylen ind i røret.
    3. Lukke huden over slangen med 4-0 polyglactin i et kørende måde. Forlade kanylemuffen ekstrudering fra huden.
    4. Placer en intravenøs linje loft over stump nål. Ved hjælp 3-0 silkesutur, fastgøre kateterspidsen til huden (fig. 9).
    5. Rengøre indsnit. Overfør rotte i et varmt, rent bur til opvågning fra bedøvelsen.

    8. * Lukning af Dorsal Incision og Sikring kateteret (For mus eller rotter)

    1. * Okkludere den distale ende af kateteret ved at kinke, eller ved hjælp af en flamme til at smelte enden.
    2. * Coil enden af slangen og lad det i det subkutane lomme på ryggen af dyret (IKKE skåret slangen at forkorte det) (Figur 10).
    3. * Luk huden over slangen med 4-0 polyglactin i et kørende måde (figur 11).
    4. * På dagen for cystometry, forberede dorsale snittet med betadin og 70% ethanol. Åbne dorsale snittet under anæstesi og fjerne opviklede rørledning fra det subkutane posen. Lukke snittet. Awaken dyret fra anæstesi og udføre cystometry når det er helt vågen.

    9. Repræsentative Resultater - kirurgiske metoder

    Den rekonstruerede blære bør være så vand-tæt som muligt for at undgå komplikationer i forbindelse med en signifikant urin lækage (figur 3). Smerter eller ubehag normalt manifestere sig som rystelser eller kradse og gnave på abdominal incision. Dette kan styres med daglige subkutane injektioner af et ikke-steroidt anti-inflammatorisk, såsom meloxicam (0,5-1,0 mg / kg subkutant). Typisk dyrene kun kræver injektioner for de første 3 dage postoperativt. Denne kan suppleres med et opioid, der er nødvendig såsom buprenorphin (0,05-0,1 mg / kg subkutant hver 8-12 timer) som. Dyrene skal overvåges 3 gange dagligt i de første 3 postoperativt dage, TWis dagligt i post-operative dag 3-5 og derefter dagligt derefter at evaluere for smerter, tegn på infektion, tilstrækkelig sårheling, aktivitet, pleje, og hud turgor. Antibiotika (Baytril, 5mg/kg subkutan hver 24 timer i et volumen på højst 0,1 mL) er givet for de første 72 timer efter kirurgi, som kirurgisk profylakse mod infektion. Tegn på normal opsving er normale mobilitet og aktivitetsniveau, passende fodring og drikke, fravær af smerte eller lidelse (ingen vokalisering) og normal socialisering med cagemates. Et opsving tid på mindst 5-7 dage, bør gives før Cytometriske analyse, at give mulighed for blære healing og faldt betændelse, som potentielt kan påvirke resultaterne.

    Cytometriske Analyser

    10. Awake Cytometriske Analyse

    1. Opsætning beskrevet med MLT844 ADlnstruments med datafangst og analyse med LabChart V6 (ADlnstruments) og infusion med en Harvard 22 sprøjtepumpe (Harvard Apparatus, Holliston, MA), skønt andre lignende systemer er til rådighed (figur 12).
    2. Kalibrer både volumen og tryk baseret på specifikationerne for Cytometriske anvendte system.
    3. Placere dyrene i metaboliske bure (bure med et trådnet gulvet), som er ophængt over en skala. Skalaen er forbundet til en transducer.
    4. Rense systemet for eventuelle luftbobler og sikre kontinuerlig strømning fra infusionspumpen.
    5. Tilslut dataregistrering systemet til en computer og observere for data optagelserne. Justere skalaen i overensstemmelse hermed. Blære tryk og urin volumen vil løbende blive registreret.
    6. Adgang til suprapubisk kateter med en 27G nål forbundet via en T-rør til tryktransducer og infusionspumpen. Begynde infusionen af ​​fysiologisk saltvand ved 12,5 ul / min i mus og 100 uL / ​​minut i rotten.
    7. Lad tømme mønster sporing at stabilisere (blære trykstigning, efterfulgt af et tomrum). Det tager normalt caforvalter cirka 10-20 minutter. Optag vandladningsproblemer cykler for 45-120 minutter eller mindst 3-4 tømme cykler.
    8. Overhold hele proceduren i real-tid til fejlfinding for komplikationer, der vil føre til artefakter (dvs. kateter kink, obstruktion, osv., se nedenfor diskussion).
    9. Standse infusionen afbryde kateteret fra systemet, og sende dyret tilbage til dets bur.

    11. Bevidstløs Cytometriske Analyse (nr. suprapubisk kateter)

    1. Bedøve dyret med urethan (1-2 g / kg) intraperitoneal injektion (IP).
    2. Udsætte blæren som ovenfor i trin 1.3-2.4.
    3. Kalibrere systemet som i trin 9.2. Forbered systemet som i trin 9,4-9,5.
    4. Indsætte en 27G nål forbundet via en T-rør til tryktransducer og infusionspumpe i den laterale side af blæren.
    5. Optag vandladningsproblemer cykler til 45-90 minutter.
    6. Stop infusionen, fjernes kanylen fra blæren og aflive dyret. </ Li>

    12. Repræsentative Resultater - Cytometriske Analyses

    Urodynamisk optagelserne kan derefter analyseres for at få parametre som annullerede mængder, overholdelse, peak tømme tryk, bl.a. sammentrækning interval, vandladningscyklussen tid og post ugyldige resterende mængder.

    Cystometrogram kan opdeles i et fyld og en tømme fase. En normal fyldning fase er den del af vandladningscyklussen hvori blæren fyldes med meget lille ændring i intravesikale tryk. En normal tømme fase af sporingen består af en støt stigning i intravesikalt tryk, der svarer til kontraktion af detrusor. Det højeste tryk nås under tømme fase af sporing betegnes peak kassere tryk. En høj peak tømme tryk kunne tyde på en obstruktiv tømme mønster, en hypercontractile blære eller en knækket i SP-kateter. Compliance kan beregnes ved at købe forholdet mellem volumen indgød Douring fyldet fase og ændringen i trykket (overholdelse = AV / AP). En hypocompliant blære er en, der er i stand til at rumme passende urinære volumener ved lave tryk. Den intercontraction interval kan beregnes ved at analysere tiden mellem to kontraktioner som set på cystometrogram. En kort intercontraction interval er der tyder på en irritabel blære. Vandladningscyklussen tid refererer til den tid, det tager for en hel fyldning og tømme fase udfylde og kan let bestemmes ved at analysere sporing. Ved afslutningen af ​​cystometry, kan post-void residual (PVR) opnås. Dette gøres ved at bortsuge suprapubiske kateteret efter afslutningen af ​​en detrusor sammentrækning. Disse parametre hjælp undersøgeren objektivt at undersøge blære dynamik, når blæren fyldes og tømmes.

    Figur 1
    Figur 1. Fotografi af abdominal incisionog ekstrudering af blæren.

    Figur 2
    Figur 2. Blære indsnit med eksponering af blæren lumen.

    Figur 3
    Figur 3. Integration af implantatet på blærevæggen.

    Figur 4
    Figur 4. Fotografi af lukkede snit.

    Figur 5
    Figur 5. Konisk ende af PE-50 rør.

    Figur 6
    Figur 6. PE-50 rør (kateter) gennem den dorsale snittet.

    Figur 7
    Figur 7.Pursestring sutur.

    Figur 8
    Figur 8. Fastgørelse af kateteret til blæren.

    Figur 9
    Figur 9. Sikret kateternavet.

    Figur 10
    Figur 10. Rørslangen i subkutan lomme.

    Figur 11
    Figur 11. Dorsal incisional lukning.

    Figur 12
    Figur 12. Eksempel Cytometriske opsætning.

    Figur 13
    Figur 13 Repræsentative cystometry sporing.

Discussion

Cystometriske evalueringer af biomateriale konfigurationer efter implantation og blære forstærkning i små dyremodeller er et vigtigt valideringstrin at identificere optimale strukturelle og mekaniske egenskaber af matrix mønstre til anvendelse i kliniske situationer. I denne undersøgelse beskriver vi kirurgiske fremgangsmåder til udførelse af blæren forstærkning i mus og rotter samt Cystometriske teknikker til bestemmelse urodynamiske egenskaber konstruerede organer til funktionelle vurderinger. Vi har anvendt disse teknikker i flere eksperimenter med både mus og rotter, med hvert eksperiment bestående af 30 + gnavere uden signifikante problemer. Vores forskning laboratorium er en forskelligartet konglomerat af forskere og læge kirurger og kirurger med mindst 5-6 års post-graduate kirurgisk træning udført de proceduremæssige aspekter af disse eksperimenter.

Uanset typen af ​​biomaterialet anvendes, store difference mellem forøge blæren hos rotter versus mus er størrelsen af ​​blæren. På grund af mindre blære størrelse dissektion og inkorporering af biomaterialet er mere teknisk vanskeligt i mus. Til hjælp for visualisering, kan en kirurgisk mikroskop anvendes. Da størrelsen af ​​blæren hos rotter er større, er det mere egnet til situationer, hvor mere end én procedure skal udføres på blæren (f.eks forstærkning og placeringen af ​​cystostomy kateter). Derudover forskrift ovenfor beskriver anvendelse af PE-50 rør for rotte 13 imidlertid selv større størrelse katetre, op til PE-100 anvendes er, især langtidsundersøgelser 14. I mus, kan en mindre kaliber såsom PE-10 rør anvendes 15,16, men det bør erindres, at mindre og mere bøjelige rør ikke kan fremsende trykændringer til transduceren nøjagtigt. Også den alternative metode til fastgørelse af katetret på dorsum (trin 8 * ovenfor) udføres i mice på grund af deres mindre kropsstørrelse og stump spids nål og IV hætte er for besværligt. Ulempen ved dette er behovet for anæstesi at ekstrahere ende af kateteret i det subkutane posen før cystometry.

Undersøgelser har vist, at i de første første dage (0-4 dage) efter placering af katetre, cystometry afsløret høje blære tryk og overaktivitet med lave kassere mængder. Disse resultater syntes at stabilisere sig omkring den sjette til syvende dag 14,17, og derfor er nok den ideelle timing for Cytometriske evaluering. Men de fleste rapporter i litteraturen udføre cystometry inden for de første 3 dage af kateterisation 18, og står for den store variation i de ovennævnte parametre i forhold til tid. Forlader suprapubic kateter for en længere varighed end 3 dage bærer med sig følgesygdomme såsom risiko for sten, løsrivelse, infektion, hæmaturi og okklusion af katetret med snavs.

<p class = "jove_content"> Forskellige infusionshastigheder under cystometry er blevet beskrevet fra 1-3mL/hr for mus 15,16 og 10-11mL/hr for rotter 13,19,20. Suprafysiologiske infusionshastigheder kan medføre falske forhøjede tryk 14. Vi anvender en infusionshastighed på 12,5 ul / min (0,75 ml / time) for mus og 100 ul / min (6 ml / time) for rotter i vores konfiguration, men lavere også kan anvendes. Temperaturen af ​​fysiologisk saltvand bør være mindst stuetemperatur, selv om varmt (37 °) saltvand er mere optimal for at undgå blæren overaktivitet fremkaldt med inddrypning kolde opløsning. I vågen cystometry, er det afgørende at give mulighed for stabilisering af tømme mønster som dyret bliver justeret til buret, som i vores erfaring kræver en periode på ~ 10-20 minutter. Efter dette, kan regelmæssige vandladningsproblemer cykler registreres for 45-120 minutter eller ved minimum 3-4 tømme cykler. Dyret skal observeres i real-tid, da dyret er frit Moving og komplikationer, såsom snoning eller kinkning af kateteret kan ændre Cytometriske analyse. Begrænsning af støj under cystometry ønskes at mindske dyrenes bevægelser og efterfølgende artefakter. Bevidstløs cystometry ikke har de ledsagende problemer som vågen cystometry, men multiple anæstetika har vist sig at inhibere spontane blærekontraktioner. Denne hæmning svarer direkte til den forventede varighed af virkningen af de anæstetika, dvs når de bedøvende effekt aftager, spontane kontraktioner genoptages 14. Desuden tryk målt når blæren strømmede, var statistisk større i bedøvede rotter, både levende og post-mortem, hvilket indikerer en virkning på de passive compliance egenskaber blærevæggen. Denne virkning ses med pentobarbital 21, ketamin og chloralose IM / IP, foruden inhaleret halothan og intrathekal nesacaine 14. En mere grundig undersøgelse af forskellige bedøvelsesmidler bekræftelsem dette fund med undertrykkelse af vandladningsrefleks for både inhaleres (isofluran og methoxyfluran) og barbiturater (pentobarbital og thiobutabarbital) bedøvelsesmidler under moderate anæstesi niveauer 17. Denne virkning blev observeret med ensartet lys eller sedativ niveauer af anæstesi med medikamenter såsom fentanyl-droperidol og ketamin-diazepam, og som i den tidligere undersøgelse, som anæstesi virkning stilnet så gjorde inhiberingen 17. Til denne fremgangsmåde kan urethan intraperitoneale injektioner anvendes, da det er blevet påvist, at refleks miktion bevares samtidig give en tilstrækkelig bedøvelse 17,22. Desuden er ingen virkning iagttages med hensyn til vandladningsproblemer tryk 23. Suprapubisk kateter placering for cystometry er beskrevet her, da intraurethral kateterisering har vist sig at have højere Blæretrykket kurver og lavere strømningshastigheder i overensstemmelse med relativ blæreafløbshindring 24.Desuden intraurethral kateterisation er kun mulig i bedøvede dyr, og selv da, kan kateterisation være svært, især i mandlige gnavere og mus.

Konklusionen er, at valget af hvilken model der skal bruges til blære forstærkning og / eller Cytometriske analyse afhængig af målene for den konkrete undersøgelse. Fra et teknisk synspunkt rotte-modellen klart har den fordel for de grunde ovenfor. Imidlertid kan den muse-model anvendes til undersøgelser evaluere de roller specifikke gen-kodede slutprodukter i sygdomme i urinvejene, som følge af deres modtagelighed for genetisk manipulation. Dette er generelt ikke muligt i rotten.

Awake cystometry mest nøjagtigt efterligner den normale fysiologiske tilstand, hvor disse dyr gennemgå deres vandladningsproblemer cykler, og det er sandsynligt, at give en mere pålidelig fysiologisk bestemmelse af blærefunktion. Desuden, den confounding variable direkte virkninger af ennesthetics på blærefunktionen undgås.

Disclosures

Ingen interessekonflikter erklæret.

Acknowledgments

Disse undersøgelser blev finansieret dels ved Børnenes Hospital Boston Urologi Endowment Revenue Fund og National Institutes of Health tilskud NIBIB P41-EB002520 (Kaplan); NIDDK T32-DK60442 (Freeman), NIDDK 1K99-DK083616 (Mauney). Vi anerkender Dr. Peter Zvara fra University of Vermont for bistand med at fastlægge teknik til cystostomy rør placering og cystometry.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Shaving shears Preparation of rat/mouse for surgery
Sterile drapes, betadine, 70% ethanol, sterile gauze Preparation of sterile surgical field
Instruments:
Scalpel blade Skin incision
forceps with teeth Manipulating skin
Fine forceps Atraumatic (no teeth), no serrations or with fine serrations to manipulate
Small needle driver Sharp tissue dissection
Metzenbaum scissors Bldder incision
Tenotomy scissors For retraction sutures and to develop subcutaneous tunnel (cystostomy catheter)
Small curved clamps Subcutaneous tunnel (cystostomy catheter)
Sutures:
6-0 polypropylene sutures Bladder stay sutures and pursestring suture
7-0 polyglactin suture Anastomosis of scaffold to bladder
4-0 polyglactin suture Closure of muscle/skin
3-0 or 4-0 Silk suture Securing catheter tip to skin
Needles and syringes:
18 Gauge needle Piercing the bladder for cystostomy catheter
25 and 30 Gauge needles Testing bladder for leakage
1 mL saline filled syringe
22 Gauge blunt tip needle
Cystostomy catheter:
PE-50 tubing
Lighter Flaring PE-50 tubing
Small curved clamp Developing subcutaneous tunnel
Cystometry:
MLT844 ADInstruments data capture and LabChart software Pressure data acquisition
Harvard 22 syringe pump (Harvard Apparatus, Holliston, MA) Fluid infusion pump
Anesthetics (Unconscious cystometry):
Isoflurane Induction/maintenance of general anesthesia
Urethane Unconconscious cystometry
Bupivicaine or equivalent Local anesthesia
Meloxicam Post-operative analgesia
Buprenorphine Post-operative analgesia

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Atala, A. Tissue engineering for bladder substitution. World. J. Urol. 18, 364-370 (2000).
  2. Roehrborn, C. G. Male lower urinary tract symptoms (LUTS) and benign prostatic hyperplasia (BPH). Med. Clin. North Am. 95, 87-100 (2011).
  3. Niknejad, K. G., Atala, A. Bladder augmentation techniques in women. Int. Urogynecol. J. Pelvic Floor Dysfunct. 11, 156-169 (2000).
  4. Hensle, T. W., Gilbert, S. M. A review of metabolic consequences and long-term complications of enterocystoplasty in children. Curr. Urol. Rep. 8, 157-162 (2007).
  5. Somani, B. K. Bowel dysfunction after transposition of intestinal segments into the urinary tract: 8-year prospective cohort study. J. Urol. 177, 1793-1798 (2007).
  6. Atala, A., Bauer, S. B., Soker, S., Yoo, J. J., Retik, A. B. Tissue-engineered autologous bladders for patients needing cystoplasty. Lancet. 367, 1241-1246 (2006).
  7. Sharma, A. K. A nonhuman primate model for urinary bladder regeneration using autologous sources of bone marrow-derived mesenchymal stem cells. Stem Cells. 29, 241-250 (2011).
  8. Chung, S. Y. Bladder reconstitution with bone marrow derived stem cells seeded on small intestinal submucosa improves morphological and molecular composition. J. Urol. 174, 353-359 (2005).
  9. Ashley, R. A. Regional variations in small intestinal submucosa evoke differences in inflammation with subsequent impact on tissue regeneration in the rat bladder augmentation model. BJU Int. 105, 1462-1468 (2010).
  10. Zhang, Y., Frimberger, D., Cheng, E. Y., Lin, H. K., Kropp, B. P. Challenges in a larger bladder replacement with cell-seeded and unseeded small intestinal submucosa grafts in a subtotal cystectomy model. BJU Int. 98, 1100-1105 (2006).
  11. Gomez, P. 3rd The effect of manipulation of silk scaffold fabrication parameters on matrix performance in a murine model of bladder augmentation. Biomaterials. 32, 7562-7570 (2011).
  12. Mauney, J. R. Evaluation of gel spun silk-based biomaterials in a murine model of bladder augmentation. Biomaterials. 32, 808-818 (2011).
  13. Persson, K. Spinal and peripheral mechanisms contributing to hyperactive voiding in spontaneously hypertensive rats. Am. J. Physiol. 275, 1366-1373 (1998).
  14. Yaksh, T. L., Durant, P. A., Brent, C. R. Micturition in rats: a chronic model for study of bladder function and effect of anesthetics. Am. J. Physiol. 251, 1177-1185 (1986).
  15. Pandita, R. K., Fujiwara, M., Alm, P., Andersson, K. E. Cystometric evaluation of bladder function in non-anesthetized mice with and without bladder outlet obstruction. J. Urol. 164, 1385-1389 (2000).
  16. Soler, R., Fullhase, C., Lu, B., Bishop, C. E., Andersson, K. E. Bladder dysfunction in a new mutant mouse model with increased superoxide--lack of nitric oxide. J. Urol. 183, 780-785 (2010).
  17. Matsuura, S., Downie, J. W. Effect of anesthetics on reflex micturition in the chronic cannula-implanted rat. Neurourol. Urodyn. 19, 87-99 (2000).
  18. Andersson, K. E., Soler, R., Fullhase, C. Rodent models for urodynamic investigation. Neurourol. Urodyn. 30, 636-646 (2011).
  19. Soler, R., Fullhase, C., Santos, C., Andersson, K. E. Development of bladder dysfunction in a rat model of dopaminergic brain lesion. Neurourol Urodyn. 30, 188-193 (2011).
  20. Streng, T., Santti, R., Andersson, K. E., Talo, A. The role of the rhabdosphincter in female rat voiding. BJU Int. 94, 138-142 (2004).
  21. Malmgren, A. Cystometrical evaluation of bladder instability in rats with infravesical outflow obstruction. J. Urol. 137, 1291-1294 (1987).
  22. Smith, P. P., Kuchel, G. A. Continuous uroflow cystometry in the urethane-anesthetized mouse. Neurourol. Urodyn. 29, 1344-1349 (2010).
  23. Cannon, T. W., Damaser, M. S. Effects of anesthesia on cystometry and leak point pressure of the female rat. Life Sci. 69, 1193-1202 (2001).
  24. Smith, P. P., Hurtado, E., Smith, C. P., Boone, T. B., Somogyi, G. T. Comparison of cystometric methods in female rats. Neurourol. Urodyn. 27, 324-329 (2008).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics