Funksjonell Vurdering av intestinal motilitet og tarmveggen Betennelse i Gnagere: Analyser i en standardisert modell for Intestinal Manipulation

Medicine

Your institution must subscribe to JoVE's Medicine section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Postoperativ ileus (POI) er en komplikasjon av abdominal kirurgi fører til økt sykelighet og et langvarig sykehusopphold. Fordi profylaktiske eller terapeutiske strategier mangler intensivert forskning er nødvendig. Derfor har vi etablert en standardisert og gjennomførbart mus modell for å undersøke patofysiologien av POI og for å utrede terapeutiske muligheter.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Vilz, T. O., Overhaus, M., Stoffels, B., Websky, M. v., Kalff, J. C., Wehner, S. Functional Assessment of Intestinal Motility and Gut Wall Inflammation in Rodents: Analyses in a Standardized Model of Intestinal Manipulation. J. Vis. Exp. (67), e4086, doi:10.3791/4086 (2012).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Betennelse i mage-tarmkanalen er en vanlig årsak til en rekke humane sykdommer. Forsøksdyrutvalget modeller er kritisk i å undersøke det komplekse cellulære og molekylære av intestinal patologi. Selv om tunica mucosa er ofte organ av interesse i mange inflammatoriske sykdommer, nylige verk viste at muskularis externa (ME) er også en svært immunkompetente organ som havner et tett nettverk av fastboende immunocytes. 1,2 Disse arbeidene ble utført innen standardisert modell av intestinal manipulasjon (IM) som fører til betennelse i tarmveggen, hovedsakelig begrenset til ME. Klinisk denne betennelsen fører til langvarig intestinal dysmotility, kjent som postoperativ ileus (POI) som er en hyppig og uunngåelig komplikasjon etter abdominal kirurgi. 3 betennelse er preget av frigjøring av proinflammatoriske mediatorer som IL-6 4 eller IL-1β eller hemmende nevrotransmittere som Nitric oksid (NO). 5 Deretter enorme mengder immunocytes ekstravasere I ME, dominert av polymorfonukleære nøytrofile (PMN) og monocytter og til slutt opprettholde POI. 2 Lasting for dager, fører dette intestinal lammelse til en økt risiko for aspirasjon, bakteriell translokasjon og smittsomme komplikasjoner opp til sepsis og multi organsvikt og fører til en høy økonomisk byrde. 6

I dette manuskriptet demonstrerer vi standardisert modell av IM og in vivo vurdering av gastrointestinal transitt (GIT) og colonic transitt. Videre viser vi en metode for separasjon av ME fra tunica mucosa etterfulgt av immunologisk analyse, noe som er avgjørende å skille mellom de inflammatoriske responser i desse svært immunoactive tarmveggen avdelinger. Alle analyser er lett overførbare til andre forskningsprosjekter modeller, påvirker gastrointestinal funksjon.

Protocol

1. Dyr

Mann C57Bl6 / J mus med en gjennomsnittlig vekt på 25 g ble hentet fra Harlan Winkelmann (Borchen, Tyskland). Alle forsøk ble utført i samsvar med den føderale Loven om beskyttelse av dyr. Prinsippene for forsøksdyr omsorg ble fulgt. Dyr ble opprettholdt på en 12-timers lys / mørke syklus og forsynt med kommersielt tilgjengelig gnager Chow og vann fra springen ad libitum. Dyr skal være plassert minst 7 dager etter ankomst i Dyreavdelingen før eksperimenter. Merk at alle eksperimenter kan enkelt tilpasses til rotter eller andre arter, og med små endringer i store dyremodeller.

2. Operativ Prosedyre

  1. Anestesi indusert og vedlikeholdes med isofluran (Abbott, Wiesbaden, Tyskland) i oksygen. Etter utbruddet av anestesi sted dyr i liggende stilling og fiks ekstremiteter med teip (Leukosilk, Beiersdorf, Hamburg, Tyskland). Etter barbering og kirurgisk desinfeksjon av bukveggen en median laparotomi utføres på en lengde på 2 cm. Inn i bukhulen via et snitt langs Linea alba. Plasser to sterile retractors å holde magen åpen. Nøye eventerate tynntarmen til venstre og legg den på et vått bomull gasbind.
  2. Evakuere hele tynntarmen luminal innholdet med to fuktige og sterilt bomull applikatorer (vanføre, Neunkirchen, Tyskland) ved samtidig å rulle applikatoren fra pylorus til cecum. FORSIKTIG: Unngå blødninger i tynntarmen vegg eller lesjoner av tarmen fartøy. Sett tarmen tilbake i peritoneal kaverne uten vridning for å forhindre ischemi eller mekanisk obstruksjon og lukk abdominal snitt ved hjelp av en to lags kontinuerlig 5/0 ikke-polyamid absorberbare suturer (Ethicon, Norderstedt, Tyskland).

3. Postoperativ Care

  1. Etter prosedyren plassere dyret under en varmelampe, observing det før det utvinnes fra anestesi. Sett musen tilbake i buret sitt og gi tilgang til vann og mat. På grunn av eiendommen av opioider å påvirke peristalsis, utfører vi perioperativ analgesi med NSAIDs (for eksempel Metamizol) i drikkevann.

4. Funksjonell Studies 24 timer etter IM

  1. Gastrointestinal Transit (GIT)
    1. Anaesthetize mus litt med isofluran i oksygen 22,5 timer etter IM. Nøye hyperextend hodet av musen og trekke ut tungen med en stump tang. Fyll en 1 ml sprøyte med minst 100 ul fluorescein-merket dekstran (FITC-dekstran, 70000 MW, Sigma Aldrich, Taufkirchen, Tyskland), koble den til en arteriekateter (Vygon, Ecouen, Frankrike) og forsiktig sette kateteret som magesonde i magen.
    2. Kort injisere 100 pl FITC-dekstran og trekk ut kateteret. La dyret våken og vent i 90 minutter. I løpet av denne tiden mus har tilgang til mat eller vann. </ Li>
    3. Forbered femten 2 ml spinne rør og merke dem fortløpende.
    4. Avlive mus 90 min etter gavage og fjerne hele mage-tarmkanalen fra magen til endetarmen. Plasser tarmen på en polystyren pad og unngå strekk. CAVE: Det er viktig å fjerne tarmen forsiktig for å unngå forskyvning av flytende FITC-dextrane inn i den nærliggende segmentet. For begynnelsen kan det være nyttig å bruke klips ved begynnelsen og ved slutten av hvert segment.
    5. Måle fulle lengde av tynntarmen og full lengde av tykktarmen. Dele tynntarmen i 10 like store segmenter ved å feste det ned til polystyren pad med kanyler. Dele kolon i 3 segmenter. Du har forberedt 15 segmenter (mage # 1), ti like store tynntarmen segmenter (# 2-11), cecum (# 12) og tre 3 like store colonic segmenter (# 13-15).
    6. Skjære over tarmen på de avmerkede posisjoner, ta den med en pinsett og skyll dem en gang med 1,0 ml KHB i tidligere utarbeidet KHB containing 2,0 ml rør og vortex kraftig i 20 sek. Magen og cecum er plassert direkte og kutt i de preparerte rør. Fylle disse rør med 1,0 ml KHB, derved skylle spor av luminal innhold fra saks i rørene.
    7. Sentrifuger probene på 12.000 RCF i 5 min ved romtemperatur i en bordsentrifuge. Under sentrifugering forberede en annen 15 fortløpende nummererte 1,5 ml rør.
    8. Overfør klare supernatanter inn i den nye 1,5 ml tube og butikk i mørke ved 4 ° C inntil analyse (neste trinn). Probene kan lagres i flere dager ved 4 ° C uten betydelig tap av FITC signal. For lengre lagring legge 0,09% Natrium-azide eller oppbevar ved <-18 ° C.
    9. Pipetter 100 ul duplets av supernatantene på en svart 96-brønners plate (Greiner One Bio, Frickenhausen, Tyskland). Pipette to 100 ul prøver av KHB som blank.
    10. Les platen i en fluorescens-leser (Safire, Tecan, Crailsheim, Tyskland) og kvantifisere fluorescence på 494 nm (absorpsjon) / 521 nm (utslipp) bølgelengde. Trekke tomme verdier fra prøvene.
    11. Beregne geometriske senter (GC) av FITC-dekstran fordeling, som er faktisk tyngdepunkt for distribusjon av markør, ved følgende formel: GC = Σ (% av total fluorescenssignalet pr segment * segment nummer) / 100

    Merk: Ved å multiplisere andel av fluorescens av hvert segment med sitt segment nummer en vektet gjennomsnitt av fordelingen av merket i tarmen vurderes. Dette punktet er påvirket av både fordelingen og avstanden som markør, men forutsetter ingen spesifikk underliggende fordeling. 7 Beregnet GC verdien er ofte presentert i kombinasjon med et diagram som viser fordelingen av FITC dextran over mavetarmkanalen (figur 1A).

  2. Colonic Transit
    1. Mus bør være svakt bedøvet med isoflurane 2% i oksygen. FORSIKTIG: Pass på at dyret vil våkne innen 40 sek.
    2. Nøye undersøke colonic patency ved å sette en fistel probe (metallstang, 2 mm i diameter) gjennom anus i tykktarmen.
    3. Bruke fistel probe presse frem en 2 mm glass ball 3 cm inn i tykktarmen og trekker ut sonden umiddelbart. Plasser musen i en gjennomsiktig bur og begynn å måle tiden etter fistel sonden ble trukket ut i tykktarmen. Hold et øye til musen og stoppe tiden rett etter glasskulen ble utskilt.

5. Histochemical Analyse av isolerte meg Prøver

  1. Midjejunal segmenter er kuttet fra tarmen og nedsenket i kaldt KHB i en Sylgard fylt parabolen.
  2. Mesentery er festet til parabolen med 0,2 mm insekt nåler (fine Science Verktøy, Heidelberg, Tyskland).
  3. Skjær åpne segmentet langs mesenteric grensen og strekke til ~ 120% av sin lengde og bredde. Sluttføre fiksering med insektpinner på motsatt området av mesenteriet. Skyll sylgard parabolen nøye med fersk iskald KHB, og dermed spyle alle luminal innholdet.
    ME kan nå mekanisk adskilt fra tunica mucosa fra mesenteriet. Under klargjøring erstatte fersk kjølt KHB flere ganger.
  4. Separert tunica mucosa kan sjokk frosset i flytende nitrogen for videre analyse eller kastes.
  5. Fest isolerte ME hele montere med 100% etanol i 10 min ved romtemperatur.
    Vask hele montere tre ganger med kjølt KHB. Merknad: andre fiksativer (dvs. 4% formaldehyd, eddiksyre, aceton) kan også brukes etter testing sin kompatibilitet med den etterfølgende analyse.
  6. ME hele festene er klar for videre histochemical eller immunhistochemical farging:
  1. Histochemistry: myeloperoksidase (MPO) farging
    Infiltrert PMNs kan bli undersøkt av følgende MPO flekker protokollen.
    1. Løs 10 mg Hanker Yates reagens (Polyscience Europa, Eppelheim, Tyskland) i 10 ml KHB og tilsett 100 ul av 3% H 2 O 2. Forbered løsningen fersk umiddelbart før bruk og ikke brukes på nytt.
    2. Inkuber hele monteringer i 10 min ved romtemperatur.
    3. Skyll prøver mye med kald KHB og inkuber i 10 min.
    4. Montere prøvene i vandig monteringsmedium (Aquatek, Merck, Darmstadt, Tyskland) Etter tørking i 2 timer analysere lysbilder på under et lysmikroskop.
    5. Telle antall celler i 5 tilfeldig utvalgte felt og beregne som MPO positive celler / mm 2.
  2. Immunhistokjemisk farging:
    Følgelig til histochemical MPO farging, kan immunhistokjemiske stainings av hele monteringer utføres. Prinsipielt kan dine etablerte immunhistokjemisk farging protokoller av cellekulturer eller vev skiver enkelt tilpasses til et helt mount farging. Imidlertid optimalisere fremgangsmåten for spesifikt antiorganer anbefaler sterkt.
    1. Skjær prøver i 5 x 5 mm stykker og utføre farging 2,0 ml rundbunnet sentrifugerør i ~ 150 pl - 200 pl antistoff løsning.
    2. Fiksering og blokkering prosedyre (dvs. 3% BSA i PBS i 1 time ved romtemperatur) kan utføres i "sylgard parabolen".
    3. Vasketrinnene i PBS eller andre buffere kan utføres i 12-brønners plater.
    4. Overfør. Prøvene nøye med en skarp pinsett mellom flekker rør og vaske tallerkener.
    5. Etter den siste vaskemetoder mount prøver i anti-fading montering medium med dekkglass og analysere med et fluorescerende mikroskop.

6. Organ Culture of ME

  1. Hele tynntarmen resected 24 hr etter IM og legges i kaldt KHB inneholdende 200 U / ml penicillin G og 100 ug / ml streptomycin (KHB + P / S).
  2. Skjær gut i 3 cm lengder og pin hvert segment ned til en Sylgard inneholder glass parabolen.
  3. Fjerne mesentery med fine saks og slip tarmen på en strikkepinne.
  4. Forsiktig Incise ME med en skarp pinsett og stripe det av fra submucosa med en fuktig bomull applikator. Tunica mucosa forblir på strikkepinne og kan være snap frosset for videre etterforskning. ME er samlet i kaldt KHB + P / S.
  5. Skjær de isolerte ME strimler i små biter på 2 - 4 mm lengde og inkuber det i iskald KHB + P / S for en halv time og skyll prøven flere ganger.
  6. Overfør ca 50-60 mg ME (minst halvparten ME av en tynntarm) i en steril 24-brønners plate som inneholder 500 pl Dulbecco s modifiserte Eagle medium (DMEM).
  7. Inkuber ved 37 ° C og 5% CO 2 for ytterligere 24 hr.
  8. Inspisere cellekulturer for bakterier eller sopp forurensning under et mikroskop.
  9. Samle supernatant, spinner ned i 5 min ved 1000 RCF og snap fryse i flytende nitrogen. I mellomtiden klatt tørke muscle vev på en ren vev i 30 sek og vekt.
  10. Supernatanter kan brukes for påfølgende analyse av frigitte cytokiner (IL-6) ved hjelp av ELISA eller andre metabolitter (dvs. nitritt) i supernatanten ved å følge produsentens anbefalinger.
  11. Normalisere målte konsentrasjoner per vekt av ME vev.

7. Representant Resultater

  1. Funksjonelle studier
    Den viktigste parameter for å vurdere graden av POI er undersøkelsen av GIT in vivo. Figur 1A viser en typisk fordeling av FITC dextran langs fordøyelseskanalen i ubehandlede kontroller og intestinally manipulert mus 24 timer etter operasjonen. "Sham drives" dyrene viste en normal GIT med en beregnet geometriske sentrum (GC) i cecum mens IM førte til en betydelig forsinkelse av GIT i proksimale jejunum (figur 1B)
    Colonic motilitet ble separat fokusert på ved måling av ballen utskillelse tid ofa 2 mm glass ball. Sham opererte mus viser en utskillelse tid av 48-200 sekunder mens IM førte til en langvarig utskillelse mellom 470-775 sek (figur 1C).
  2. Morfologiske studier
    For å beskrive den inflammatoriske utvide innenfor de meg flere fenotyper av leukocytter kunne analyseres ved hjelp histochemistry eller immunhistokjemi. I figur 2A + B en lav forekomst av PMNs i "sham operert" dyr ble observert (39 ± 7 celler / mm 2). IM av tynntarmen førte til en sterk PMN infiltrasjon (660 ± 86 celler / mm 2) sammenlignet med humbug opererte mus
  3. ME Organ Kultur
    Mange inflammatoriske mediatorer frigjorte fra celler er vanskelige å oppdage i vev lysater. Organ kulturer tillate deteksjon av frigjorte mediatorer i kultursupernatanten. En representant megler i POI er NEI, som er like stor inhibitoriske nevrotransmitter i mage-tarmkanalen. 5
    NO kunne ikke påvises hos ME organ culture supernatanter av unoperated kontroll dyr (5 ± 6 mikroM / 24 timer / mg vev). I humbug opererte (laparotomi) mus basal ingen nivåer av 53 ± 36 uM / 24 timer / mg vev ble observert. ME kulturer av intestinally manipulert (høstet 24 timer etter operasjonen) mus produsere betydelig mer NO (2254 ± 853 mikroM / 24 timer / mg vev) under 24-timers ME organ kultur (figur 3).

Figur 1
Figur 1. Effekt av im på GIT (A + B) og colonic transitt (C) GIT ble målt som prosent av ikke-absorberbare fluorescein-merket dekstran i 15 gastrointestinale segmenter-magen (Sto), tynntarm (SI 1-9 ), cecum (CEC), og tykktarm (Co) -90 minutter etter oralt inntak. Colonic transitt ble målt som tiden fra å trekke ut fistel sonden inntil utskillelse av en 2 mm glassperle. (A) Gastrointestinale fordeling av fluorescein isothiocyanat-dextran etter falsk operasjon eller IM. I sham opererte dyr meste av markør er plassert i cecum eller proksimale colon sammenlignet med proksimal jejunal beliggenhet i manipulerte dyr. De stiplede linjene indikerer beregnet GC. (B) Beregning av GC viste en forlenget gastrointestinal transittid etter IM. (C) Colonic transitt tid viste en betydelig forsinkelse i IM mus sammenlignet med sham opererte dyr. GC for de 15 intestinal segmenter vises som bety (n = 5). Colonic transittider ble vist mener med alle individuelle verdier (n = 6). *** = P <0,001, Student t-test.

Figur 2
Figur 2. Påvisning av MPO positive celler i tynntarmen ME. (A) ME hele mounts ble farget med god lyst Yates reagens for deteksjon av MPO positive PMN 24 timer etter laparotomi (humbug) eller IM prosedyre. (B) Kvantifisering av MPO positiv celle innen 5 tilfeldig valgte felt per mus. n = 6 animals per gruppe. *** = P <0,001, Student t-test.

Figur 3
Figur 3. Ingen produksjon i kultur supernatanter av ME. Muskel prøver fra unoperated kontroller, drives humbug og IM mus ble tatt 24 timer etter operasjonen og dyrket i 24 timer. Ubehandlede mus viste bare en svært lav basal produksjonen av NO. Etter laparotomi NO frigjøring er økt uten å måle signifikante forskjeller mellom kontrollgruppen og humbug opererte mus. 24 timer etter at IM NO produksjonen øker dramatisk sammenlignet med ubehandlede eller simulert opererte mus. n = 5 dyr per gruppe. *** = P <0,001, en måte ANOVA.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

En komparativ studie analysere ulike nivåer av IM (tynntarmen eventration for 10 min versus forsiktig inspeksjon av tynntarmen ved hjelp av to bomull applikatorer versus IM med evakuering av tynntarmen innhold i cecum) viste en sammenheng mellom omfanget av kirurgisk manipulasjon og POI. Sammenlignet med de andre gruppene IM viste det høyeste beløpet av leukocytter i ME (PNMs, makrofager og mastceller) resulterer i langvarig og alvorlig POI. 8.

Ved etablering av modellen av IM, standardisert drift og styrke tarmen manipulasjon er kritiske trinn. Berøring av mesentery under denne prosedyren må være strengt unngås for å hindre blødninger. Utilstrekkelig styrke under IM vil resultere i en mangel på tynntarmen distensjon. IM teknikk og styrke varierer mellom ulike kirurger kan resulterer i betydelig variasjon av POI forekomst. Samme operatør skal manipulere alle dyrene i en eksperiment.

Analysere GIT og colonic transitt in vivo er kritisk og må utføres omhyggelig. Hvert dyr skal være plassert under prosedyren i mørke bur og i et stille rom. Dyr skal være plassert minst 7 dager etter ankomst i dyret anlegget til flinke til miljøet (mat, vann, rom, lys mørke sykluser, immunologiske forhold). Måling av både, GIT og colonic transitt, tillater man også til å skille mellom tarmbetennelse og lammelse i behandlede og ikke-behandlede områder. 9 En annen sofistikert metode for in vivo motilitet opptak i våken gnagere ble beskrevet av Konigsrainer m.fl.. 10 hjelp deformasjonsmåler transdusere plassert på magen, jejunum og tykktarm. Den store fordelen med denne metoden er at motilitet forstyrrelser kan undersøkes uavhengig og kontinuerlig i forskjellige deler av mage-tarmkanalen i samme dyr på påfølgende dager. Men fremstilling av Strain måle transducere og nødvendig drift til implantatet dem er forseggjort i forhold til GIT.

I POI, er spredning av intestinal lammelse kjent som gastrointestinal felteffekt. 11 En tidligere arbeid av vår gruppe viser ved bruk av de foreliggende metoder som immunocytes fra intestinally manipulert tynntarmen spre til unmanipulated tykktarmen. 12

Den kirurgiske prosedyren bør ikke resultere i noen død eller alvorlig komplikasjon (som blødning eller peritonitt). Måling av GIT og PMN infiltrerer i meg hele mounts viser at IM er en svært reproduserbar og gjennomførbart modell for å indusere POI hos gnagere.

Fiksering og myeloperoksidase flekker må utføres umiddelbart etter organrøveri. Lengre lagring av prøvene i vandig buffer resulterer i eluering av myeloperoksidase fra vevet.

Måling av nitrogenoksid er ett eksempel av megdiator utgivelse fra organ kulturer: Som vist før intestinal manipulasjon resulterte i en oppregulering av iNOS i makrofager i ME fører til en overdreven frigjøring av NO og intestinal dysmotilitet 5 Ved å måle konsentrasjonen av NO i supernatanten av kultivert ME en uttalelse om. inflammatorisk utstrekning eller effekten av legemiddelselskap er mulig. Flere andre molekyler (IL-6, TNF-alfa etc) kan lett undersøkes i supernatantene av kultivert vev av klassisk ELISA eller multiplex tilnærminger som Luminex Multiplex Immunoassay 13 (Invitrogen, Carlsbad, CA, USA).

Oppsummert er IM en pålitelig og verdifull modell inducing tarmbetennelse og påfølgende motilitet forstyrrelser. Den enkle mekaniske separasjon av ME og tunica mucosa tillater forskere å skille mellom effekten i begge tarmveggen avdelinger, som er av stor interesse siden intestinal ME har vært vist å være en svært immunologiske aktive vev. In vivo analyse av GIT og colonic transitt har blitt utviklet som gull standarder i deteksjon og kvantifisering av intestinal motilitet forstyrrelser.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Ingen interessekonflikter erklært.

Acknowledgments

Dette arbeidet ble støttet med tilskudd fra Deutsche Forschungsgemeinschaft (KA1270/3-1/2) og BONFOR (O-112.0040).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Ethilon 5/0 Ethicon 1666H
Cotton applicators MaiMed 71010
arterial catheter Vygon 115-798
96 well plate (black) Greiner Bio One 655096
glass ball (2 mm diameter) Worf available on request
Insect pins Fine Science Tools 26000-25
Hanker Yates Reagent Polyscience 560694
Aquatek Merck HC109850
DMEM Lonza BE12-604 F
FITC-dextran (MW 70000) Sigma Aldrich 46945-500MG-F

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Wehner, S., Behrendt, F. F., Lyutenski, B. N., Lysson, M., Bauer, A. J., Hirner, A., Kalff, J. C. Inhibition of macrophage function prevents intestinal inflammation and postoperative ileus in rodents. Gut. 56, 176-185 (2007).
  2. Kalff, J. C., Schwarz, N. T., Walgenbach, K. J., Schraut, W. H., Bauer, A. J. Leukocytes of the intestinal muscularis: their phenotype and isolation. J. Leukoc. Biol. 63, 683-691 (1998).
  3. Kehlet, H. Postoperative ileus. Gut. 47, Suppl 4. iv85-iv86 (2000).
  4. Wehner, S., Schwarz, N. T., Hundsdoerfer, R., Hierholzer, C., Tweardy, D. J., Billiar, T. R., Bauer, A. J., Kalff, J. C. Induction of IL-6 within the rodent intestinal muscularis after intestinal surgical stress. Surgery. 137, 436-446 (2005).
  5. Kalff, J. C., Schraut, W. H., Billiar, T. R., Simmons, R. L., Bauer, A. J. Role of inducible nitric oxide synthase in postoperative intestinal smooth muscle dysfunction in rodents. Gastroenterology. 118, 316-327 (2000).
  6. Iyer, S., Saunders, W. B., Stemkowski, S. Economic burden of postoperative ileus associated with colectomy in the United States. J. Manag. Care Pharm. 15, 485-494 (2009).
  7. Miller, M. S., Galligan, J. J., Burks, T. F. Accurate measurement of intestinal transit in the rat. J. Pharmacol. Methods. 6, 211-217 (1981).
  8. Kalff, J. C., Schraut, W. H., Simmons, R. L., Bauer, A. J. Surgical manipulation of the gut elicits an intestinal muscularis inflammatory response resulting in postsurgical ileus. Ann. Surg. 228, 652-663 (1998).
  9. Wehner, S., Straesser, S., Vilz, T. O., Pantelis, D., Sielecki, T., de lC, V., Hirner, A., Kalff, J. C. Inhibition of p38 mitogen-activated protein kinase pathway as prophylaxis of postoperative ileus in mice. Gastroenterology. 136, 619-629 (2009).
  10. Konigsrainer, I., Turck, M. H., Eisner, F., Meile, T., Hoffmann, J., Kuper, M., Zieker, D., Glatzle, J. The Gut is not only the Target but a Source of Inflammatory Mediators Inhibiting Gastrointestinal Motility During Sepsis. Cell Physiol. Biochem. 28, 753-760 (2011).
  11. Schwarz, N. T., Kalff, J. C., Turler, A., Speidel, N., Grandis, J. R., Billiar, T. R., Bauer, A. J. Selective jejunal manipulation causes postoperative pan-enteric inflammation and dysmotility. Gastroenterology. 26, 159-169 (2004).
  12. Engel, D. R., Koscielny, A., Wehner, S., Maurer, J., Schiwon, M., Franken, L., Schumak, B., Limmer, A., Sparwasser, T., Hirner, A. T helper type 1 memory cells disseminate postoperative ileus over the entire intestinal tract. Nat. Med. (2010).
  13. Stoffels, B., Schmidt, J., Nakao, A., Nazir, A., Chanthaphavong, R. S., Bauer, A. J. Role of interleukin 10 in murine postoperative ileus. Gut. 58, 648-660 (2009).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics