Parâmetro Multi-Medição da abertura dos poros transição de permeabilidade em mitocôndrias isoladas de coração Rato

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Summary

Um protocolo espectrofluorométrico para a medição da abertura do poro de permeabilidade mitocondrial transição de coração de rato isolado mitocôndrias é aqui apresentada. O teste envolve a medição simultânea de Ca mitocôndrias

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Marcu, R., Neeley, C. K., Karamanlidis, G., Hawkins, B. J. Multi-parameter Measurement of the Permeability Transition Pore Opening in Isolated Mouse Heart Mitochondria. J. Vis. Exp. (67), e4131, doi:10.3791/4131 (2012).

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Abstract

A poro de transição da permeabilidade mitocondrial (mtPTP) é um canal não específico em que se forma a membrana mitocondrial interna para transportar solutos com uma massa molecular inferior a 1,5 kDa. Embora a identidade molecular definitivo do poro está ainda sob debate, proteínas tais como a ciclofilina D, e VDAC ANT contribuir para mtPTP formação. Embora a participação de abertura mtPTP na morte celular está bem estabelecido 1, acumulação de provas indica que o mtPTP serve uma função fisiológica durante mitocondrial homeostase Ca 2 + 2, bioenergética e redox sinalização 3.

mtPTP abertura é desencadeada pela matriz de Ca 2 +, mas a sua actividade podem ser moduladas por vários outros factores, tais como o stress oxidativo, o esgotamento de nucleótidos de adenina, altas concentrações de Pi, a despolarização da membrana mitocondrial ou desacoplamento, e os ácidos gordos de cadeia longa 4. In vitro, mtPTP de abertura pode ser achieved por aumento da concentração de Ca + 2 no interior da matriz mitocondrial através da adição exógena de Ca 2 + (capacidade de retenção de cálcio). Quando os níveis de Ca 2 + no interior mitocôndrias atingir um determinado limite, o mtPTP abre e facilita a libertação de Ca2 +, a dissipação de força motriz de protões, colapso potencial de membrana e um aumento de volume da matriz mitocondrial (inchaço) que em última análise conduz à ruptura da membrana mitocondrial externa e perda irreversível da função organela.

Descrevemos aqui um ensaio fluorométrico, que permite para uma caracterização completa de mtPTP abertura de coração de rato isolado mitocôndrias. O teste envolve a medição simultânea de 3 parâmetros mitocondriais que são alteradas quando a abertura mtPTP ocorre: mitochondrial Ca 2 + manuseamento (absorção e libertação, conforme medido por Ca 2 + a concentração no meio de ensaio), o potencial de membrana mitocondrial, e mitochovolume de ndrial. Os corantes utilizados para o Ca 2 + medida no meio de ensaio e o potencial de membrana mitocondrial são Fura FF, um impermeante de membrana, o indicador de medida proporcional que sofre uma mudança no comprimento de onda de excitação na presença de +, e JC-1, uma catiónica Ca 2, indicador de medida proporcional que forma monómeros verdes ou agregados vermelhas no potencial de membrana de baixa e alta, respectivamente. As variações de volume mitocondrial são medidos através da gravação de dispersão da luz pela suspensão mitocondrial. Desde de alta qualidade, as mitocôndrias funcionais são necessárias para o ensaio de abertura mtPTP, também descrever os passos necessários para obter intacta, coração altamente acopladas e funcional mitocôndrias isoladas.

Protocol

1. Isolamento de mitocôndrias de coração rato

  1. Para isolar mitocôndria cardíaca, anestesiar e sacrificar animais de acordo com os procedimentos aprovados pelo seu Animal Care Institucional e Comitê local de uso.

Nota: Todos os passos do protocolo de isolamento de mitocôndrias deve ser executada em gelo. Use tampões de gelo frios e pratos pré-refrigerados de Petri, Falcon tubos e tubos Eppendorf. Os volumes indicados no protocolo são para uma amostra contendo 2 corações de rato.

  1. Remover os corações, colocá-los em tampão de isolamento frio Mitocôndria (300 mM de sacarose, 10 mM de Na-HEPES, 200 mM EDTA, pH 7,4) e enxaguar sangue.

Nota: Para melhores resultados, o pH dos tampões mitocondrial deve ser ajustado com KOH e ácido acético.

  1. Corações lugar em uma placa de Petri frio, retire a gordura e átrios, e pique finamente com uma lâmina até obterrelativa a um produto homogéneo.
  2. Transferir corações picados para um 50 tubo Falcon ml, adicionar 10 ml de tampão de isolamento mitocôndrias com 0,1 mg / ml de tripsina e permitir que a amostra de digerir em gelo durante 10 min.

Nota: A tripsina durante o procedimento de isolamento aumenta o rendimento de mitocôndrias isoladas e deve ser mantido constante entre preparações mitocondriais. Recomendamos testar as funções mitocondriais em preparações isoladas é a ausência de tripsina para garantir que a enzima não interfira com a funcionalidade.

  1. Adicionar 10 ml de tampão de isolamento mitocôndrias com 0,1% de BSA livre de ácidos gordos e 5 mg de inibidor de tripsina (soja) e misturar por vezes invertendo o tubo várias para neutralizar a tripsina.

Nota: tampão de isolamento Mitocôndrias podem ser preparadas com antecedência e pode ser armazenado a -20 ° C. Verificar o pH após a descongelação. Tripsina, inibidor de tripsina ou BSA deve ser umdded para o tampão de isolamento mitocôndrias no dia da experiência.

  1. Recuperar o tecido digerido por baixo e médio da velocidade de centrifugação durante 1 min a 4 ° C.
  2. Ressuspender o tecido em tampão de isolamento 8 ml mitocôndrias com 0,1% de BSA livre de ácido gordo e homogeneizar utilizando um homogeneizador Dounce motorizado com um pilão de Teflon (4-6 passagens em 1,200-14,00 rpm). Manter a amostra em gelo enquanto se homogeneíza.
  3. Transferir homogeneizado num tubo Falcon de 15 ml e centrifugar a 800xg durante 10 min a 4 ° C para sedimentar os núcleos e os restos dos tecidos.
  4. Recuperar o sobrenadante que contém as mitocôndrias em tubos de Eppendorf e centrifugar a 8000 xg durante 15 min, a 4 ° C.
  5. Remova cuidadosamente a camada de top branco e lavar o restante mais escuro pellet contendo mitocôndrias em um tampão de isolamento ml mitocôndrias.
  6. Centrifugar a 8000xg durante 15 min a 4 ° C. Descartar o sobrenadante e ressuspender o pellet em 150 ul mitocôndrias mitocondrial IsolaTampão ção. Manter em gelo mitocôndrias para ensaios posteriores.

Nota: Para obter melhores resultados durante os ensaios funcionais, use mitocôndrias dentro de 4 horas de isolamento.

  1. Quantificar proteína mitocondrial utilizando o ensaio de Bradford.

2. Controle de Qualidade das mitocôndrias isoladas

2.1. Medição de índice de controle respiratório (RCR)

  1. Calibra-se o eléctrodo de oxigénio Oxytherm com água saturada de ar para estabelecer a linha máxima de oxigénio. Quando um nível estável de oxigénio é obtida adicionando 100 ul de uma solução a 10 mM preparada de fresco de hidrossulfito de sódio, para estabelecer a linha de oxigénio zero. Realizar medições a 30 ° C.
  2. Adicionar 2 ml de Tampão de respiração Mitocôndria (125 mM KCl, 20 mM de HEPES, 3 mM de MgCl2, 400 mM de EGTA, 300 mM DTT, 5 mM de KH 2 PO 4, pH 7,2) com 1 uM rotenona à câmara Oxytherm, vedar a câmara e recor inícioding.
  3. Quando o sinal de oxigênio é estável, adicionar 250 mg mitocôndrias e respiração basal recorde de 1 min. A respiração, neste ponto deve ser muito baixo, como as mitocôndrias são respirando sobre substratos endógenos (respiração estado 1).
  4. Adicionar 5 mM succinato e sinal recorde de 1 min. O consumo de oxigênio deve aumentar durante a respiração Estado 2.
  5. Induzir a respiração Estado 3, incluindo 150 ADP fiM. Neste ponto o consumo de oxigénio deve aumentar devido à síntese do ATP através da fosforilação oxidativa. Sinal de gravação até que a respiração fica mais lento, indicando ADP consumo e transição para o estado 4 da respiração. Gravar estado 4 da respiração durante pelo menos 1 min.
  6. Adicione 1 CCCP mM e sinal recorde de 1 min. Respiração desacoplada deve ser máxima.

Nota: O efeito da CCCP na respiração mitocondrial é dependente da dose: altas concentrações de CCCP pode inibir o consumo de oxigênio e, portanto, deve ser cuidadosamente titrated.

  1. Calcule a razão do controle respiratório (RCR), dividindo a taxa de consumo de oxigênio durante o Estado respiração 3 pela taxa de consumo de oxigênio durante a respiração Estado 4. A RCR alvo deve ser ≥ 4.

2.2. Avaliação da integridade da membrana mitocondrial (ensaio do citocromo c)

  1. Lave a câmara Oxytherm com etanol a 70% e água, e repetir as etapas 2.1.2 -2.1.4.
  2. Adicione 1 mM ADP e consumo recorde de oxigênio para 1 min.
  3. Adicionam-se 10 ^ M do citocromo c. Uma vez que o citocromo c é impermeável à intactas membranas mitocondriais, um aumento na respiração indica quebrados ou danificados membranas mitocondriais.

3. Medição da permeabilidade mitocondrial de abertura de poros de transição

  1. Configure o espectrofluorímetro para a medição de parâmetros múltiplos de abertura mtPTP. Usando o programa FelixGx, criar uma nova configuração de hardware (Quanta sta mestre constantete) que compreende a fonte de luz, um monocromador de excitação, o compartimento da amostra e dois detectores posicionados a 90 ° e 270 ° em relação ao monocromador de excitação (Figura 4). Para atingir resolução de tempo máximo, dois monocromadores de emissão (90 ° e 270 °) deve ser desativado e os filtros de emissão em 90 ° e 270 ° no compartimento de amostra habilitado no menu de configuração de hardware. Esta etapa irá remover o controle motor dos comprimentos de onda de emissão e corrigir cada monocromador em um determinado comprimento de onda. Se os monocromadores de emissão não são deficientes, cada detector ciclo entre os dois comprimentos de onda e medições duplicadas será gravado.
  2. Criar um protocolo de aquisição novo usando o tipo multi Dye e digite os seguintes corantes:
    • Fura (alto Ca + +): 340 nm de excitação, 525 nm de emissão (detector 1)
    • Fura (Ca + +) baixo: excitação 380 nm, 525 nm de emissão (detector 1)
    • JC1 (agregado): excitação 543 nm, Emissão 595 nm (detector 2)
    • JC1 (monómero): excitação 498 nm, emissão a 525 nm (detector 1)
    • Inchaço: excitação 525 nm, emissão a 525 nm (detector 1)
  3. Definir as fendas de excitação e de emissão a 1 nm e a temperatura de 37 ° C.
  4. Para se obter o sinal de medida proporcional para Fura e JC-1, geram dois traços derivados: Fura (alto Ca + +) / Fura (baixo Ca + +) e JC1 (agregado) / JC1 (monómero).
  5. Ajustar manualmente o comprimento de onda de emissão de detectores 1 e 2 a 525 nm e 595 nm, respectivamente.
  6. Mistura-se 1 ml de Tampão de Ensaio As mitocôndrias (120 mM KCl, 10 mM NaCl, 1 mM de KH 2 PO 4, 20 mM de HEPES-Tris, pH 7,2) com 1 uM rotenona, 5 mM de succinato e 800 nM Fura FF num descartável de 4 faces cuvette metacrilato. Adicionar 250 mg de amostra mitocôndrias e colocar no compartimento de amostra. Certifique-se de que o agitador magnético está ligado.
  7. Iniciar a gravação. Após 1 min, pausar a aquisição, adicionar 500 nM JC-1 e, em seguida, reiniciar o umQUISIÇÃO. O sinal de JC-1 proporção deve aumentar, indicando absorção do corante pela mitocôndria ativa. Continuar a gravar até que o sinal de JC-1 ter atingido um patamar (em geral, dentro de 5 min).
  8. Adicionam-se 20 ^ M de CaCl2. Um aumento instantâneo na proporção FF Fura sinal devem ser observados pelo aumento da presença de Ca 2 + na solução tampão de ensaio, seguido de uma diminuição gradual devido a mitochondrial Ca 2 + absorção. O sinal de JC-1 deve apresentar uma taxa de diminuição transitória breve indicativo de despolarização da membrana mitocondrial leve.
  9. Espere até que Fura FF retornos de sinal relação ao nível basal, antes da adição de um outro pulso de CaCl 2 (1-1,5 min). Continue pulsando em intervalos fixos até que as mitocôndrias não pode acumular-se Ca 2 + e começar a libertar Ca2 + para o tampão de ensaio. abertura mtPTP é visualizado por um aumento concomitante no sinal de relação de Fura FF devido à libertação de Ca2 +, uma redução na relação sinal JC-1, devido ao pote membranantial colapso, e uma diminuição da dispersão de luz devido a inchaço mitocondrial (Figura 5).
  10. Após a activação mtPTP, verificar a especificidade de Fura FF, JC-1 e sinais de inchaço, respectivamente, com 1 mM de EGTA, 1 mM de CCCP e 5 ug / ml de alameticina.
  11. Para verificar a especificidade da abertura mtPTP, repetir os passos 3,6-3,9, na presença de 1 uM do inibidor da ciclofilina D ciclosporina A (ciclofilina D é um componente do mtPTP). Na presença de ciclosporina A, a abertura da mtPTP requer significativamente mais CaCl 2 pulsos do que as amostras de controlo (Figura 6).

4. Resultados representativos

A Figura 2 mostra um típico controle respiratório de coração de rato isolado mitocôndrias. Estado 3 da respiração é conseguido através da adição de ADP para respiradoras mitocôndrias em succinato, e é caracterizado por um consumo de oxigénio significativamente aumentada em relação ao substrate sozinho. Depleção de ADP adicionado Estado iniciados 4 respiração, durante o qual o consumo de oxigénio diminui e é comparável às taxas obtidas antes da adição de ADP. RCR é obtida dividindo-se a taxa de consumo de oxigénio para a respiração estado 3 da respiração por esse Estado 4. O citocromo c de teste é utilizado para ensaiar a integridade da membrana mitocondrial externa: quando o citocromo c é adicionado ao respiradoras mitocôndrias em succinato e ADP, qualquer aumento adicional na respiração é observada, indicando uma intactas exteriores das membranas mitocondriais (Figura 3).

Uma imagem representativa para a abertura mtPTP no coração mitocôndrias isoladas é mostrado na Figura 4. Neste caso, a abertura mtPTP foi desencadeada por adição de CaCl 2 4 pulsos (20 uM de cada) em intervalos de 1,5 min. abertura mtPTP é aparente pelo lançamento quase simultâneo de mitocondrial Ca 2 + (aumento da taxa de Fura sinal FF), colapso do mitochondpotencial de membrana rial (diminuição do sinal de JC-1 ratio) e aumento do volume mitocondrial (diminuição do sinal de inchaço). Quando a ciclosporina A é adicionado, o qual se liga ao componente de ciclofilina D mtPTP, abertura mtPTP requer 7 pulsos de CaCl 2 em vez de 4 (Figura 5).

Figura 1
Figura 1. Fluxograma da permeabilidade mitocondrial de parâmetros múltiplos transição de protocolo de abertura de poros para o coração mitocôndrias isoladas. Coração é colhida a partir de ratinhos e mitocôndrias são isoladas através de centrifugação diferencial. A preparação mitocondrial é então avaliado qualitativamente por medição polarográfico do índice de controlo respiratório e intacto membrana mitocondrial na presença de citocromo c. Permeabilidade mitocondrial de abertura de poros de transição em mitocôndrias isoladas é desencadeada por CaC sequenciall 2 adições e é medida com um espectrofluorímetro monitorando Ca 2 + lançamento do colapso da membrana da mitocôndria, potencial e inchaço da matriz mitocondrial.

Figura 2
Figura 2. Medição de razão do controle respiratório (RCR) de coração mitocôndrias isoladas. O consumo de oxigénio pelas mitocôndrias de coração isolado é medida durante a respiração Estado 3 na presença de succinato e ADP, e durante a respiração Estado 4, após o consumo de ADP. A resposta das mitocôndrias isoladas de desacopladores é medido pela adição de CCCP. Números no gráfico são as taxas de consumo de oxigénio por mitocôndrias isoladas em nmol / min / mg de proteína.

Figura 3
Figura 3. Medida mento da integridade da membrana do coração de mitocôndrias isoladas. A integridade da membrana mitocondrial é determinada por medição do consumo de oxigénio em mitocôndrias isoladas na presença de succinato e ADP e após a adição de citocromo c. Números no gráfico são as taxas de consumo de oxigénio por mitocôndrias isoladas em nmol / min / mg de proteína.

Figura 4
Figura 4. Espectrofluorómetro configuração de hardware para a medição de parâmetros múltiplos de abertura mtPTP. A configuração de hardware do espectrofluorómetro inclui uma fonte de luz, um monocromador de excitação, de um compartimento de amostra e dois detectores, com comprimentos de onda de emissão de 525 nm fixos e 595 nm. Detector 1 é usado para a detecção de sinais de Fura FF alto e baixo de Ca 2 +, o monómero de JC-1, e o sinal de inchamento. Detector 2 mede o sinal de JC-1 agregado.

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Figura 5. Múltiplos parâmetros de medição da abertura mtPTP no coração mitocôndrias isoladas. abertura mtPTP foi desencadeada por adições sequenciais de 20 uM de CaCl2 e foi caracterizado por Ca 2 + a partir de mitocôndrias libertação potencial colapso, membrana mitocondrial e aumento de volume da matriz mitocondrial (inchaço). Extramitochondrial Ca 2 + e o potencial de membrana foi medida com os indicadores de medida proporcional Fura FF (verde traço) e JC-1 (vermelho traço). Inchaço das mitocôndrias foi medido por espalhamento de luz a gravar a 525 nm (linha preta). Especificidade de JC-1 e sinais de inchaço foi testado com um CCCP uM e 5 ug / ml de alameticina (uma toxina microbiana).

Figura 6
Figura 6. Multi-Parâmetro de medição da abertura mtPTP no coração mitocôndrias isoladas na presença de ciclosporina A. A ciclosporina (1 uM), aumenta o número de CaCl 2 impulsos necessários para abrir mtPTP no coração mitocôndrias isoladas.

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Discussion

O protocolo aqui apresentado descreve os passos necessários experimentais para avaliar a permeabilidade da abertura do poro de transição no coração mitocôndrias isoladas (Figura 1 e Figura 4): o procedimento para o isolamento de coração de rato mitocôndrias, os controles respiratórias que assegurem a sua integridade e funcionalidade, os parâmetros monitorizados durante mitocondriais mtPTP abertura e os corantes utilizados para a sua medição, a criação da instrumentação espectrofluorométrico, ea caracterização de abertura mtPTP. O espectrofluorómetro empregue neste protocolo permite a medição rápida destes três parâmetros simultaneamente. No entanto, o protocolo de base pode ser utilizada a partir de outros instrumentos disponíveis comercialmente, embora com resolução de tempo reduzido. Non-raciométrica corantes também podem ser empregadas, mas não permitem medidas quantitativas de ambos Ca 2 + e o potencial de membrana mitocondrial 5.

Apreparação de boa qualidade mitocondrial é essencial quando se examina a abertura mtPTP, uma vez que tanto a capacidade de se acumular Ca 2 + e de manter um potencial de membrana são rigidamente interligados. Por exemplo, descobrimos que as mitocôndrias, com uma exposição de RCR reduziu a quantidade de JC-1 acumulação e pobres Ca 2 + mobilização. O procedimento que está a utilizar para isolar mitocôndria cardíaca foi adaptado a partir de protocolos publicados anteriormente 6, 7 e provou ser muito consistente na geração de alta qualidade mitocôndrias como medido por testes de RCR e citocromo c.

Abertura do mtPTP é um fenômeno complexo que envolve mudanças a vários níveis na anatomia e fisiologia mitocondrial. O ensaio aqui descrita spectrofluorometrically mede as mudanças simultâneas em extramitochondrial de Ca 2 +, membrana mitocondrial potencial e volume mitocondrial. A medição de vários parâmetros, ao mesmo tempo oferece um mais compreheimagem nsive do fenómeno do que a medição de parâmetros individuais isoladamente, tais como a mobilização de Ca 2 + ou inchaço. Além disso, a utilização de corantes raciométrica Fura FF e JC-1 para medições de Ca 2 + e de membrana potenciais limita artefacto experimental relacionada com captação de corante, a concentração ou fotobranqueamento. Estes corantes podem também ser facilmente calibrado, a fim de obter medições quantitativas mais. Uma observação importante é a de que todas as concentrações de corante deve ser mantida tão baixa quanto possível, para evitar interferência com a respiração mitocondrial e potencial de membrana, bem como sensibilizar abertura mtPTP. Nas nossas mãos, JC-1 concentrações acima de 1 uM a reduzir o número de impulsos necessários para abrir mtPTP por 1-2 pulsos. Controlos apropriados, por conseguinte, deve ser feita por exclusão dos corantes e gravar os outros parâmetros (tais como inchaço isoladamente) para ter a certeza de que o número de impulsos necessários para abrir o PTP permanece consistente.

Ao longo deste protocolomedimos abertura mtPTP para mitocôndrias respirando em succinato complexo substrato II na presença de rotenona, que inibe o transporte de electrões inversa a partir de complexos do complexo II I. Outros substratos respiratórios podem ser usados, bem como, tais como o piruvato / malato que suporta a respiração no complexo I. No entanto, o substrato relacionadas com diferenças no número de Ca 2 + impulsos necessários para abrir mtPTP foram descritos 8. O mesmo protocolo para a medição da abertura mtPTP pode ser empregue com mitocôndrias isoladas a partir de diferentes tecidos ou linhagens celulares. Nós temos utilizado com sucesso este protocolo para o músculo, fígado e cérebro mitocôndrias, embora o número de impulsos de Ca 2 + necessário para activar a abertura mtPTP era dependente do tecido, como previamente relatado 9, 10. O protocolo de isolamento mitocôndrias devem ser adaptados e otimizados para cada linha de tecidos e células devido a exigências específicas relativas ao procedimento de homogeneização e buffers de isolamento 11, 12

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Disclosures

Não há conflitos de interesse declarados.

Acknowledgments

Este trabalho foi financiado por HL094536 (BJH).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Trypsin Sigma-Aldrich T3030
Trypsin inhibitor (soybean) Sigma-Aldrich T9128
Sodium hydrosulfite Sigma-Aldrich 71699
Rotenone Sigma-Aldrich R8875
Cytochrome c Sigma-Aldrich C7752
Alamethicin Sigma-Aldrich A4665
CCCP Sigma-Aldrich C2759
Cyclosporin A Calbiochem 239835
Fura FF Invitrogen F14180
JC-1 Invitrogen T3168
Tissue grinder Potter-Elvehjem with Teflon pestle 15 ml Wheaton Industries
Overhead stirrer Wheaton Industries 903475
Oxytherm (temperature controlled oxygen electrode) Hansatech Instruments
QuantaMaster 80 dual emission spectrofluorometer Photon Technology International, Inc.

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References

  1. Kroemer, G., Galluzzi, L., Brenner, C. Mitochondrial Membrane Permeabilization in Cell Death. Physiol. Rev. 87, 99-163 (2007).
  2. Elrod, J., Wong, R., Mishra, S., Vagnozzi, R. J., Sakthievel, B., Goonasekera, S. A., Karch, J., Gabel, S., Farber, J., Force, T., Brown, J. H., Murphy, E., Molkentin, J. D. Cyclophilin D controls mitochondrial pore-dependent Ca2+ exchange, metabolic flexibility, and propensity for heart failure in mice. J. Clin. Invest. 120, 3680-3687 (2010).
  3. Hom, J. R., Quintanilla, R. A., Hoffman, D. L., de Mesy Bentley, K. L., Molkentin, J. D., Sheu, S. S., Porter, G. A. Jr The permeability transition pore controls cardiac mitochondrial maturation and myocyte. 21, 469-478 (2011).
  4. Halestrap, A. P. What is the mitochondrial permeability transition pore. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 46, 821-831 (2009).
  5. Wei, A. C., Liu, T., Cortassa, S., Winslow, R. L., O'Rourke, B. Mitochondrial Ca2+ influx and efflux rates in guinea pig cardiac mitochondria: low and high affinity effects of cyclosporine A. Biochim. Biophys. Acta. 1813, 1373-1381 (2011).
  6. Saks, V. A., Kuznetsov, A. V., Kupriyanov, V. V., Miceli, M. V., Jacobus, W. E. Creatine kinase of rat heart mitochondria. The demonstration of functional coupling to oxidative phosphorylation in an inner membrane-matrix preparation. J. Biol. Chem. 260, 7757-7764 (1985).
  7. Boehm, E. A., Jones, B. E., Radda, G. K., Veech, R. L., Clarke, K. Increased uncoupling proteins and decreased efficiency in palmitate-perfused hyperthyroid rat heart. AJP - Heart. 280, 977-983 (2001).
  8. Fontaine, E., Eriksson, O., Ichas, F., Bernardi, P. Regulation of the Permeability Transition Pore in Skeletal Muscle Mitochondria. J. Biol. Chem. 273, 12662-12668 (1998).
  9. Berman, S. B., Watkins, S. C., Hastings, T. G. Quantitative biochemical and ultrastructural comparison of mitochondrial permeability transition in isolated brain and liver mitochondria: evidence for reduced sensitivity of brain mitochondria. Exp. Neurol. 164, 415-425 (2000).
  10. Panov, A., Dikalov, S., Shalbuyeva, N., Hemendinger, R., Greenamyre, J. T., Rosenfeld, J. Species- and tissue-specific relationships between mitochondrial permeability transition and generation of ROS in brain and liver mitochondria of rats and mice. Am. J. Physiol. Cell Physiol. 292, 708-718 (2007).
  11. Frezza, C., Cipolat, S., Scorrano, L. Organelle isolation: functional mitochondria from mouse liver, muscle and cultured filroblasts. Nature Protocols. 2, 287-295 (2007).
  12. Pallotti, F., Lenaz, G. Isolation and subfractionation of mitochondria from animal cells and tissue culture lines. Methods Cell Biol. 80, 3-44 (2007).

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