Хирургические процедуры для крысиной модели частичного ортотопической трансплантации печени с печеночной артериальной реконструкции

Medicine
 

Summary

Ортотопической трансплантации печени у крыс является неотъемлемой экспериментальной моделью для биомедицинских исследований. Здесь мы представляем наш хирургических процедур для ортотопической трансплантации печени крыс с печеночной артериальной реконструкции с использованием 50% частичная трансплантата.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Nagai, K., Yagi, S., Uemoto, S., Tolba, R. H. Surgical Procedures for a Rat Model of Partial Orthotopic Liver Transplantation with Hepatic Arterial Reconstruction. J. Vis. Exp. (73), e4376, doi:10.3791/4376 (2013).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Ортотопической трансплантации печени (ОТП) в крысах с использованием полной или частичной трансплантата является неотъемлемой экспериментальной моделью для исследования трансплантации, такие, как исследования по трансплантат сохранение и ишемии-реперфузии 1,2, иммунологических реакций 3,4, 5,6 гемодинамики и для малых размеров синдром 7. Крыса OLT является одним из наиболее сложных моделях на животных в экспериментальной хирургии и требует высокой квалификации микрохирургические, что потребуется много времени, чтобы учиться. Следовательно, использование этой модели было ограничено. Так как надежность и воспроизводимость результатов являются ключевыми компонентами экспериментов, в которых такие сложные модели на животных используются, это крайне важно для хирургов, которые участвуют в крысу OLT для обучения в хорошо стандартизированы и сложные процедуры для этой модели.

В то время как различные методы и модификации OLT у крыс были зарегистрированы 8, так как первая модель была описывающиеЭд Ли и соавт. 9 в 1973 году, устранение печеночной артериальной реконструкции 10 и введение манжеты техники анастомоза по Kamada и др. 11. был крупным достижением в этой модели, потому что они упростили процедуры реконструкции в значительной степени . В модели Kamada и соавт., Печеночная rearterialization была также устранена. Так как крысы могли бы выжить без печеночной артериального кровотока после трансплантации печени, существуют значительные разногласия по поводу значения печеночных артериализации. Однако, физиологическое превосходство arterialized модель была более широкое признание, особенно в плане сохранения системы желчных протоков 8,12 и печени целостности 8,13,14.

В этой статье мы представляем подробный хирургических процедур для крыс модель OLT с печеночной артериальной реконструкции с использованием 50% частичная трансплантата после того, как бывший естественных резекции печениния. Реконструкция процедур для каждого судна и желчных протоков производится с помощью следующих методов: 7-0 полипропилена непрерывным швом по над-и infrahepatic полой вены; манжеты техника для воротной вены, и стент техника для печеночной артерии и желчных протоков.

Protocol

1. Основные методы и общие процедуры

  1. Все процедуры проводятся под чистым, но нестерильных условиях.
  2. После того, живота крыс открыт, все процедуры выполняются под операционным микроскопом при увеличении в 16х. Исключения составляют бывшие резекция печени живом организме, которая выполняется на 10x, а в следующем процедур, которые выполняются на 25x: введение стента в желчном протоке и печеночной артерии и реконструкции печеночной артерии, infrahepatic полой вены (IHVC) и желчных протоков.
  3. Ватные тампоны используют для нежной манипуляции органов, тупой диссекции тканей, и сжатие гемостаза. Марлевые тампоны (5 х 5 см), пропитанной раствором Рингера лактата используется, чтобы убрать печенью или кишечником, и держать органов влажной. Зажим Сатински могут быть использованы для отвода марли покрытые кишечника влево или хвост крысы расширения операционного поля вокруг IHVC.
  4. Все перевязки выполняются с 6-0 шелковые нити, за исключением ножек печени долей в бывших естественных условиях резекции печени, где 4-0 шелковые нити используются. Лигатура может быть, запряженных зажим Дебейки бульдог или другие инструменты для обеспечения адекватной напряженности в лигированную точку, так что вторая лигатура может быть сделано на расстоянии до первого, и разделение между двумя точками лигированную может быть сделано должным образом.
  5. Все внутривенные инъекции выполняются через вену полового члена.
  6. В ходе реконструкции процедур для suprahepatic полой вены (SHVC), воротной вены, печеночной артерии и желчных протоков, небольшой кусок масла на основе глины используется для удержания пальца кольцо периферического сосудистого зажима или комар щипцы , чтобы держать их зафиксировано.

2. Предоперационной подготовки

  1. Самцов крыс Lewis весом от 230 до 250 г используют в качестве доноров и реципиентов для трансплантации печени. Крысы всезадолженность свободный доступ к воде и пище до вводного наркоза.
  2. Манжеты для воротной вены (рис. 1): Подготовка манжеты для воротной вены путем разрезания 14-калибровочного катетера № 11 лезвие скальпеля под микроскопом. Манжета состоит из тела и расширения, каждый из которых имеет длину 2 мм. Сделайте круговые канавки на манжете путем закрепления стенки манжеты шаг за шагом окружности с комарами щипцы так, что поток может быть закреплен жестко на манжете без соскальзывания.
  3. Стенты для желчного протока и печеночной артерии (рис. 1): Cut 24-калибровочного катетера с помощью скальпеля под микроскопом, чтобы производить фаски на обоих концах катетера длиной 4 мм, для печеночной артерии и 5 мм для желчных протоков .

3. Донор операции

Схема удаления печени от донора крысы показано на рисунке 2. Эта процедура требует околомерно 30-35 мин.

  1. Anesthetize крыс при вдыхании 4 об% изофлурана в 100% кислорода при расходе 4 л / мин для индукции анестезии, и 1,5% по объему в 2 л / мин для технического обслуживания. Inject бупренорфин (0,1 мг / кг) подкожно в качестве обезболивающего средства. Положите крысу на грелку, и исправить плеча с помощью магнитного фиксатора система отвода (рис. 3а). Бритье мех со всей области живота крыс, и стерилизовать соответствующий кожи с повидон-йод раствор.
  2. Откройте живота срединный разрез с двусторонними расширения. Поместите в 5-мл шприца под задней крыс, так что SHVC поднимается снизу. Использование комаров пинцет, зажим и потяните мечевидного отростка к голове, и применить подреберье преднатяжителями для открытия операционного поля (рис. 3а).
  3. Рассекать связки серповидной и левой треугольной связки. Далее, перевязывать и разделим левую диафрагмального вены.
  4. Загружатьдействовать средней и левой боковыми лопастями вверх с мокрым тампоном марлю. Использование биполярных щипцов, коагуляции и разделить пара-пищевода судов между левым боковым и передним хвостатой доли.
  5. Переместить кишечника за пределами брюшной полости на левой стороне крыс, и покрыть их мокрой марлей тампоном. Уберите правой боковой доли вверх с мокрым тампоном марлю. Изолировать IHVC из забрюшинного ткани, и перевязывать правую надпочечников вену, которая будет разделена позже как раз перед трансплантата удаления.
  6. Чтобы вставить стента в желчном протоке (рис. 3б):
    1. Лигируют желчных протоков на уровне разветвления гастродуоденальной артерии. Мягких тканей, окружающих желчного протока должна быть сохранена как можно больше, и отделение желчного протока от печеночной артерии следует избегать, чтобы обеспечить достаточное артериального кровоснабжения желчного протока.
    2. С прямыми микро-ножниц, сделать небольшой разрез в ANTERIили стенки желчного протока проксимальнее лигированную точки. Удерживая переднюю стенку разрез с прямой микро щипцы в левую руку, вставить стент в воздуховоду с помощью изогнутого микро щипцы в правой руке, и закрепите его с 6-0 шелковые нити. Один из разреза концы нити на желчных протоках содержится в длину 4 мм, так что поток может быть проведен в течение позднее анастомоза.
  7. Освободить от воротной вены привратника и селезеночной вен путем лигирования и делением их.
  8. Лигируют и разделить гастродуоденальной артерии, затем изолировать общей печеночной артерии (CHA) от головки поджелудочной железы к своему корню. Поверните печени вправо с ватными тампонами, и рассекать связки вокруг задней части печени и пищевода.
  9. По завершении подготовки к печени иссечение, удаление преднатяжителями, комар, щипцы для мечевидного отростка, и 5-мл шприц в заднюю часть крысы. Вернуться кишечника в abdominaл полости.
  10. Inject 500 МЕ гепарина-натрия в 2 мл физиологического раствора через вену полового члена. Около 3 минут позже, сбросить 5-мл шприц, пинцет комаров, и преднатяжителями. Лигируют ЦДХ проксимальных к своему корню. Держите один разреза концы нити лигировали для ЦДХ долго.
  11. После зажима IHVC ближе к правой почечной вены с комарами пинцет, зажим воротной вены с одноразовой микро зажим судна ниже культи селезеночной вены. Надрезать передней стенки воротной вены, а затем вставьте 18-калибровочного катетера в воротной вене.
  12. Заливать печени в месте с 60 мл холодной гистидин-триптофан-КГ (НТК) раствора при гидростатическом давлении 20 см H 2 O. Сразу после этого, сократите диафрагму и секут внутригрудных полой вены, а также сокращение передней стенки IHVC открытым, чтобы позволить перфузии решения должны быть смыты печени (рис. 3в).
  13. Зажмите IHVC с ди-sposable микро судна зажать чуть ниже печени. Акцизный печени путем вскрытия IHVC чуть ниже средней точки между печенью и правой почечной вены, воротной вены ниже культи селезеночной вены, диафрагмы, остальные связки в задней части печени, надпочечников права вены, и в ЦДХ на корню. Поместите вырезали печень в холодный раствор HTK в металлическую чашку установлен в пластиковой коробке полный колотый лед.

4. EX VIVO Graft подготовка

Все процедуры для печени трансплантата выполняются в металле чашу с ледяной решение HTK. Экс подготовки трансплантата естественных условиях требуется около 30 мин.

  1. Для крепления манжеты к воротной вены (рис. 4):
    Зажмите портала ствол венозная с зажимом Дебейки бульдог. Поместите зажим в преодолении положение над чашей (рис. 4а, б). Положить воротной вены через манжету, и зажимворотной вены снова вместе с расширением манжеты на 12 часов (рис. 4в). Эверт стенки воротной вены через манжету в положение культи селезеночной вены вне манжеты на 7 часов (рис. 4г), а также обеспечить воротной вены с 6-0 шелковые нити (рис. 4e) .
  2. Чтобы вставить стент в печеночную артерию (рис. 5):
    Исправить печени, зажимая оба края диафрагмы щипцы, и вытащить ЦДХ прямо, удерживая нить с перевязанной Дебейки бульдог зажим (рис. 5а). С прямыми микро-ножниц, сделать небольшой разрез в передней стенке ЦДХ. С левой рукой, держа передней стенки разреза с прямой микро щипцы, и с правой стороны, вставить стент в ЦДХ помощью изогнутого микро щипцы. Стент предварительно промытого Гепарин-натрий раствор (100 МЕ / мл) (рис. 5, б-г). Secure стентов с 6-0 шелковые нити, и сохранить одну из разреза концы нити при длине 4 мм. Промыть печень через артериальный катетер с 5 мл холодного раствора HTK.
  3. Для 50% резекции печени (рис. 6):
    1. Зажим задней доли хвостатого с комарами щипцы, чтобы исправить ее на месте. Резекции доли после перевязки его ножки с 4-0 шелковой нити (рис. 7а). Таким же образом, удаление передней доли хвостатых.
    2. Поверните пластиковые окна 90 градусов. Зажмите правый край диафрагмы и левой части средней доли. Сделайте небольшой надрез на верхнем краю границы двустороннего части средней доли, а затем удалить левую часть после перевязки (рис. 7б). Снимите левый боковой лопасти после перевязки ножки с 4-0 шелковой нити. Прижигание поверхности удаленной печени осторожно пинцетом биполярным. В результате, печень масса уменьшается наpproximately 50% 15 (рис. 7, г).
  4. Для пластики SHVC (рис. 8):
    Исправить положение печени, зажимая оба края диафрагмы с комарами щипцы (рис. 8а). Обрежьте переднюю стенку SHVC, удалив соответствующие диафрагмы. Прикрепите две 7-0 швов полипропилена от внешнего к внутреннему на обоих углах, как остаться швов для последующей анастомоза (рис. 8, б). Затем обрезать задней стенки SHVC.
  5. Хранить трансплантата печени при 4 ° С в HTK решение в холодной воде ванны.

5. Получатель операции

Схема трансплантата имплантации в получателем крысы показано на рисунке 9. Получатель операции требуется 60-70 мин, который включает в себя 10-11 мин беспеченочного времени и примерно 23-24 мин IHVC зажима времени.

  1. Выполните те же процедуры, что и в DOни операция (3,1 на 3,4), за исключением открытия живота срединный разрез, без расширения двустороннего (рис. 10а).
  2. Поместите мокрой марли тампон на правой стороне двенадцатиперстной кишки и кишечника целом для получения операционного поля вокруг IHVC. Положите левую боковую и средней долей в левом поддиафрагмального полости, и отказаться от правой боковой доли вверх с мокрым тампоном марлю. Изолировать IHVC из забрюшинного ткани. Лигируют и разделить право надпочечниковой вены (рис. 10б). С мокрых тампонов марли и хлопок, повернуть печень слева, и рассекать связки вокруг задней части печени.
  3. Вернуться правой боковой доли в анатомическом положении. Поместите мокрым тампоном марлю, чтобы накрыть крышкой и убрать средней и левой боковыми лопастями вверх. Разрез желчных протоков чуть ниже ответвления от хвостатой доли. Мягких тканей, окружающих желчного протока должна быть сохранена как можно больше. Держите один разреза концы йчитать лигировали для желчных протоков на 4-х мм.
  4. Лигируют и разделить гастродуоденальной артерии и надлежащее печеночной артерии в 3-мм расстояние до отходит от ЦДХ. Тогда, чтобы Y-структуры артерии в конце ЦДХ. Держите один разреза концы нити лигировали для надлежащего печеночной артерии на 4-х мм. Поверните печени вправо с ватными тампонами, и рассекать связки вокруг задней части печени с левой стороны.
  5. После внутривенного введения 2 мл раствора Рингера лактата, зажмите IHVC с металлическим зажимом микро судно чуть выше правой почечной вены. Зажмите воротной вены на уровне ее бифуркации в печени рубчика от комаров щипцы с левой стороны крысы. Зажмите SHVC вместе с диафрагмой с правой стороны от периферического сосудистого зажима, и исправить палец кольцо зажима в кусок масла на основе глины.
  6. Уменьшить анестезии изофлураном до 0,4% по объему в беспеченочного времени (продолжительностьиз пережатие воротной вены). Акцизный получателя родной печени путем вскрытия SHVC, воротной вены, и IHVC на следующих уровнях: SHVC, на границе между SHVC и печень, и воротной вены, чуть выше челюсть комаров щипцы, и IHVC, чуть ниже средней точки между печенью и правой почечной вены (рис. 10). Поместите печень трансплантата ортотопически.
  7. Для анастомоза SHVC непрерывным швом (рис. 11):
    1. Использование изогнутых микро щипцы в левую руку во время наложения швов процедуры для захвата стенки сосуда или проведение сшивания иглой. Во-первых, место пребывания шва на получателей SHVC изнутри наружу с помощью прилагаемого 7-0 полипропилена в правом углу трансплантата следует, завязывая узел (или вы можете связать это ведь ушивание процедуры полного). Далее, поместите второй шов пребывание таким же образом на левом кукурузыэ-э, которая станет отправной стежок швом. Для расширения анастомоза, понять и поддерживать швов использованием Дебейки бульдог зажимы на обоих углах с нежной тяги superiolaterally (рис. 11а, б).
    2. Пирс шов в левом углу через стену на трансплантат стороны от внешнего к внутреннему близко к узлу снаружи, и зашить задний ряд SHVC intraluminally с 7 на 8 стежков в правом углу (рис. 11в). Сделать первые несколько стежков так тщательно, что внутри люмен сталкиваются друг с другом. В правом углу, проколоть 7-0 полипропилена через сосуд на трансплантат стороны наружу.
    3. Далее, шов переднего ряда снаружи, справа налево, при этом около 10 петель (рис. 11d). До завершения переднем ряду, промыть изнутри лактата раствор Рингера для удаления пузырьков воздуха. Сделать последний стежок на переднем ряду, как близко, какВозможно проживание шов в левом углу, а затем связать их вместе.
  8. Для реконструкции воротной вены с помощью манжеты технике (рисунок 12):
    1. Уберите средней и левой боковых лопастей вверх с мокрым тампоном марлю. Зажмите вены получателя портала на своем слиянии с пилорического вены с помощью одноразовой микро зажим судно с правой стороны. Исправить комаров щипцы, что зажимы воротной вены в глине, и вытащить кончик пинцетом к печени рубчик (рис. 12а, б).
    2. Надрезать передней стенки воротной вены прямо под челюстью комаров щипцов. Вымойте внутри вены получателя портала и манжеты с раствором Рингера лактата. Держите передней стенки разреза с прямой микро щипцы в левую руку и расширение манжеты с изогнутым пинцетом микро в правой руке. Вставьте манжету в воротной вены получателя глубоко, и закрепите его с помощьюокружной 6-0 шелковые нити (рис. 12, в-е).
    3. Отпустите зажимы воротной вены и SHVC, а затем reperfuse печени. Снимите 5-мл шприц с задней крысы, и увеличение концентрации изофлурана до 0,8% об.
  9. Для восстановления печеночной артерии стентов методика 16 (рисунок 13):
    1. Во-первых, держать нити получателей надлежащее печеночной артерии от комаров щипцы с левой стороны и потяните ее на воротах печени, а затем зажать получателя ЦДХ с правой стороны близки к поджелудочной железе (рис. 13а).
    2. С прямыми микро щипцы, делают небольшой разрез в области бифуркации Y-структуры в конце получателя ЦДХ, чтобы раструб. Держите стент помещен в ЦДХ трансплантата с изогнутыми микро щипцы. После мытья каждый просвет с Гепарин-натрий раствор (100 МЕ / мл), сдвиньте стента в повторнойcipient ЦДХ и закрепите его с 6-0 шелковые нити. Привяжите один конец этой темы на получателя ЦДХ и 4-мм резьбой на трансплантат ЦДХ вместе, так что обе час ближе друг к другу с пониженным напряжением сайте анастомоза (рис. 13б). После этого отпустите зажим.
  10. Для анастомоза IHVC непрерывным швом (рис. 14):
    Анастомозирует таким же образом, как и для SHVC, но и использовать более тонкие стежки с укусом (рис. 14а-г). Связывание швов в последний стежок может быть устранен, или связывание может быть выполнена с фактором роста, чтобы избежать стриктуры анастомоза вызвано связывать слишком сильно. После освобождения зажима, повышают концентрацию анестезии 1,0% об. Если анастомоза выглядит стенотических, расширяются анастомоза сайте, потянув за двусторонние швы пребывания или расширение переднего ряда осторожно, чтобы расширить анастомоза.
  11. Администрирование 0,5 мл 8,4% гидрокарбоната натрия Solutioп с 1,0 мл раствора Рингера лактата внутривенно.
  12. Нанесите небольшие фрагменты Tachosil для герметизации поверхности удаленной печени, чтобы предотвратить кровотечение и желчных утечки.
  13. Для реконструкции желчных протоков с помощью стента техники:
    1. Держите нить желчных протоков получателя, комаров щипцы с левой стороны. Исправить комаров щипцами в глине, и вытащить кончик пинцетом к печени рубчик.
    2. Сделайте небольшой надрез в желчном протоке на соответствующем уровне, так что реконструированный желчных протоков не было бы слишком долго. Вставьте стент помещен в трансплантат желчных протоков в получателем канала с осторожным вниманием, чтобы избежать судьбы, и закрепите его с 6-0 шелковые нити. Свяжите эту тему на канал получателя и 4-мм резьбой на трансплантат канала вместе, так что оба каналы ближе друг к другу с пониженным напряжением сайте анастомоза.
  14. На завершение реконструкции процедуры, вводят 1 мл 5% раствора глюкозы внутривенно (рис. 15).
  15. Подтвердите адекватного гемостаза, а затем закрыть разрез брюшной стенки непрерывным 4-0 Викрил швов в два слоя.

6. Послеоперационное лечение и последующая деятельность

Сразу же после операции, лечения получателя крысы с подкожной инъекции цефуроксима натрия (16 мг / кг) и бупренорфин (0,1 мг / кг) в общей сложности 1,5 мл физиологического раствора. Дайте крысе восстановиться в течение 60 мин в специальной клетке интенсивной терапии с нагретого воздуха (30-35 ° C) и кислорода. Inject бупренорфин (0,1 мг / кг) подкожно в качестве обезболивающего каждые 12 часов в течение 3 дней. После перемещения крысы к нормальной клетке, а также обеспечить вволю доступ к воде и пище.

Representative Results

Все получателя крыс (n = 20) пережили без видимых осложнений до запланированного эвтаназии для забора крови на 1, 3, 24 и 168 часов (7 дней) после портала реперфузии (п = 5 в каждый момент времени). Образцы крови были собраны из IHVC по прямой пункции с 27-иглы. После центрифугирования при 5340 х г в течение 10 мин, образцы сыворотки были получены и проанализированы для аланинаминотрансферазы (АЛТ), который отражает степень гепатоцеллюлярной повреждения после трансплантации. Времени ход изменения в сыворотке крови ALT показано на рисунке 16. АЛТ достигла пика в 24 часов (среднее значение ± стандартное отклонение: 212,6 ± 67,9 МЕ / л), а затем отказался в пределах нормы на 168 часов (33,6 ± 6,8 МЕ / л).

Рисунок 1
Рисунок 1. Манжета для воротной вены (PV) от 14-калибровочных катетеров, стентов и по печеночной артерии (ГА) и желчных протоков (BD) с 24-калибровочных катетеров.

Рисунок 2
Рисунок 2. Схема удаления печени от донора крысы BD, желчных протоков;. HA, печеночной артерии; IHVC, infrahepatic полой вены; П.В., воротной вены; SHVC, suprahepatic полой вены.

Рисунок 3
Рисунок 3. Донор операции. . крысу помещают на грелку с магнитной системой отвода фиксатора. Живот открыт срединный разрез с двусторонними расширения. Б. Введения стента в желчном протоке. С. Перфузии печени через портальную вену. Сокращения объяснитьред на рисунке 2.

Рисунок 4
Рисунок 4. Крепление манжеты к воротной вены. , б. зажим Дебейки бульдог, что захватывает портала ствола венозное помещается на металлическую чашку. Чаша устанавливается в пластиковый ящик, наполненный колотым льдом. С. Портальную вену вводится через манжету. Г. Стенки воротной вены выворачивается на манжете с культи селезеночной вены вне манжеты на 7 часов позиции и расширение манжеты на 12 часов. е. воротной вены обеспечивается с окружной 6-0 шелковые нити на манжете. Черные стрелки указывают на культю селезеночной вены.

Рисунок 5
Рисунок 5. EX VIVOвведение стента в печеночную артерию. . печени фиксируется зажимным обоих краях диафрагмы и печеночной артерии тянется прямо, держа нить лигировали для артерию. б. передней стенке небольшой разрез на печеночную артерию проводится с прямой микро-щипцы ., г. Стент вводят в печеночную артерию и закрепляется 6-0 шелковые нити.

Рисунок 6
Рисунок 6. Схема бывших естественных условиях 50% резекции печени. Доли в серый цвет удаляются. ACL, передняя хвостатой доли; PCL, задней доли хвостатых; LLL, левый боковой лопасти; LML, левая часть средней доли; RML, правая часть средней доли; SRL, начальник правой боковой доли; IRL, нижней правой боковой доли.


Рисунок 7. EX VIVO 50% резекции печени. . Лигирование ножки задней доли хвостатых. б. Лигирование ножки левой части средней доли. с. печени до 50% резекции. г. печени после резекции 50%.

Рисунок 8
Рисунок 8. EX VIVO пластики suprahepatic полой вены. . печени фиксируется зажимным обоих краях диафрагмы с комарами щипцов. б. Оставайтесь швов с 7-0 полипропилена прикреплен в обоих углах.

Рисунок 9 Рисунок 9. Схема трансплантата имплантации в получателем крысы. Реконструкция процедуры выполняются на над-и infrahepatic полой вены (SHVC и IHVC) с 7-0 непрерывным швом, воротной вены (PV) на манжете техники и печеночной артерии (ГА) и желчных протоков (BD) по стента техники.

Рисунок 10
Рисунок 10. Получатель операции до снятия родной печени. . животе открывается срединный разрез. б. Право надпочечников вены перевязывают. с. родной печень вырезали. Сокращения объясняются на рисунке 2.

Рисунок 11
Рисунок 11. Анастомоз suprahepatic полой вены. , б. периферического сосудистого зажима для suprahepatic полой вены фиксируется в кусок масла на основе глины. Пребывание швы на обоих углах ведутся с нежной тяги superiolaterally расширить анастомоза. С. Непрерывный внутрипросветного шов задней строку в прогресс. Г. Непрерывный шов переднего ряда в прогресс.

Рисунок 12
Рисунок 12. Реконструкция воротной вены. , б. комаров щипцы зажимные воротной вены фиксируется в масляной основе глины и потянул в сторону воротах печени. ср. Размещение манжеты в воротной вене.

Рисунок 13
Рисунок 13. Реконструкция печеночной артерии. , б. G> Введение стента в получатель общей печеночной артерии (ЦДХ) в области бифуркации собственно печеночной артерии (PHA) и гастродуоденальной артерии (GDA).

Рисунок 14
Рисунок 14. Анастомоз infrahepatic полой вены. . пребывания швы на обоих углах. б. Непрерывный шов заднего ряда. с. Непрерывный шов переднего ряда. г. Реперфузия infrahepatic полой вены. Сокращения объясняются на рисунке 2.

Рисунок 15
Рисунок 15. Все процедуры реконструкции закончены. Сокращения объясняются на рисунке 2.

</ Html"Рисунок 16" SRC = "/ files/ftp_upload/4376/4376fig16.jpg" />
Рисунок 16 Послеоперационный временной ход изменений в сыворотке крови аланинаминотрансферазы (АЛТ) (п = 20, N = 5 в каждый момент времени).. Данные выражены как средство с ошибками, которые указывают на стандартные отклонения. АЛТ достигла пика в 24 ч (212,6 ± 67,9 МЕ / л), а затем отказался в пределах нормы на 168 часов (33,6 ± 6,8 МЕ / л).

Discussion

Первая модель крысы OLT сообщил Lee и соавт. В 1973 9, в которой все суда, в том числе печеночной артерии были реконструированы вышитые вручную методом и экстракорпоральной портосистемное шунтирование был использован. Эта модель была технически сложной и трудной для выполнения. Следующая модель была одна, без печеночной артериальной реконструкции и экстракорпоральной шунт, разработанной теми же авторами 10 в 1975 году. Впоследствии, в 1979 году, Kamada и соавт. Представили технику манжеты анастомоза для модели без печеночной rearterialization 11. С учетом этих изменений, OLT у крыс, была упрощена с укороченным беспеченочного время в получателем операций и широко используются в качестве принятого экспериментальной модели.

Тем не менее, наблюдается значительное противоречие с тех пор над значением печени у крыс артериализации OLT 8, потому что артериализации была сложная задача, но ди-Не бы влиять на выживаемость после трансплантации. Многочисленные исследования печеночных артериализации с использованием различных методов реконструкции были зарегистрированы 8, такие как аортальный сегмента к аорте анастомоза 3,9,17, манжеты техники анастомоза 18,19,20, телескопическая техника 5, стент техника 13, 16 и технике рукава анастомоза 12,21-23. В то время как техника для крыс OLT до сих пор не стандартизированы сегодня, arterialized модель была большей популярностью с точки зрения его физиологического превосходства 8,12,13,14. Среди вышеупомянутых методов, стент технику, которая была простой и быстрой для выполнения сообщили Леманн и др. 16. В 2005 году. Исследования показали отличные результаты: нет окклюзии скорость наблюдается в реконструированном печеночной артерии на 8 часов, 24 часов и 6 месяцев после реперфузии. Поэтому мы приняли эту технику для печени артериализации.

Мы Perforма вышитые вручную анастомоза по реконструкции SHVC и IHVC. Этот метод обеспечивает анастомоза сайта с оптимальным физиологическим состоянием, которое приводит к снижение частоты тромбоза 8, и является лучшим моделирования микрохирургии и подготовки хирургов. Кроме того, анастомоз может быть возможным даже с короткими пни судна. Что касается анастомоза IHVC, этот метод не требует длительного IHVC на трансплантат сторону по сравнению с манжетой техники анастомоза. Поэтому, когда донор почечную вену разрезали, чтобы трансплантат IHVC долго, этот метод применим к трансплантации небольшой трансплантат, который требует долгой IHVC, такие как 30% привитых, который состоит из правого бокового и хвостатой доли с коротким внутрипеченочных полой вены без SHVC 2.

Что касается техники резекции печени у крыс, на сегодняшний день несколько методов сообщалось, два основных методы классической техники лигатуры массыи судно-ориентированную технику 24. Мы выполняем классической технике лигатуры на 50% резекции печени 15, но под операционным микроскопом, чтобы сделать процедуру более тонкой, и, чтобы не повредить остальные доли и структуры.

Мы описали представитель результатов от получателя крыс в нашей модели; крысы выжили в течение 7-дневного периода наблюдения без видимых осложнений. Эта модель может быть модифицирована для различных целей экспериментов, выбирая различные параметры, такие, как длительное хранение в холодильнике, длительная теплая ишемия, которая включает пожертвования после сердечной смерти, а также использование меньшего печени трансплантаты или трансплантаты из экспериментальных моделях повреждения печени или болезни.

По нашему опыту, есть три ключевых фактора всей процедуры, которые могут повлиять на выживаемость после трансплантации, наиболее надежным параметром для результатам крысы OLT: объем кровопотери, время работы, адресСпециально зажима время воротной вены и IHVC и адекватности реконструкции каждого судна, которое может привести к стеноз, тромбоз или кровотечение. В период подготовки этой модели, большинство из неудач, вероятно, может быть связано с этими факторами. В этом видео статье мы представляем шаг за шагом инструкции для хирургических процедур для нашей крысиной модели частичного OLT с печеночной артериальной реконструкции. В то время как крысы модель OLT сложна и требует высокой квалификации микрохирургической, в статье содержится много практической информации, которая должна послужить хорошим руководством для подготовки и обучения этой модели. Изучение этой модели эффективно особенно важно для сокращения периода обучения, сокращение числа животных и затраты, необходимые для практики, а затем воспроизведение надежные результаты в экспериментах. Это согласуется с концепцией 3Rs (замена, восстановление и уточнение) экспериментов на животных, которая была постулировал Рассел и Burch в1959 25.

Disclosures

У нас нет конфликта интересов раскрывать. Крысы расположен под конкретные патогенов в условиях свободного соответствии с руководящими принципами Федерации для лабораторных животных Наука ассоциаций (FELASA). Все эксперименты проводились в соответствии с немецким федеральным законом о защите животных и "Руководство по уходу и использованию лабораторных животных» (Национальные Институты Здоровья публикация № 86-23, пересмотренная 1985).

Acknowledgments

Авторы благодарят Pascal Paschenda и Mareike Schulz за техническую помощь.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Surgical microscope Leica M651
Light source Schott KL1500LCD
Cotton swabs NOBA Verbandmittel 974202
Gauze swabs (5x5 cm) Fuhrmann 10002
povidone-iodine solution Mundipharma 6108022.00.01
Oil-based clay Debika corporation 090148
TachoSil Takeda Pharmaceuticals International GmbH EU/1/04/277/001-004 Applied to resected liver surface
Scalpel blade No. 11 Pfm medical 200130011 Preparation of cuff and stents
14-gauge catheter B. Braun 4268210S Cuff for PV
18-gauge catheter B. Braun 4268130S Perfusion via PV
24-gauge catheter B. Braun 4269071S Stent for BD and HA
4-0 silk suture Resorba H3F Liver resection
6-0 silk suture Resorba H1F
7-0 Prolene (polypropylene) suture Ethicon 8701H SHVC and IHVC
4-0 Vicryl suture Ethicon V304H Abdominal closure
5-ml syringe Terumo SS+T05ES1 Back pillow
Heating pad Thermo 190 x 260 mm
Magnetic fixator retraction system Fine Science Tools Inc. 18200-01
18200-02
18200-03
18200-12
Cold water bath Huber 740.000X Graft preservation
Bipolar forceps Söring MBC-200
Mosquito forceps BONIMED 451-476-03 Two pairs used
Adson micro forceps Dimeda 10.176.12
Curved micro forceps AESCULAP FD281R
Straight micro forceps Bonimed 451-476-03
Curved micro scissors Medicon 05.15.83
Straight micro scissors AESCULAP FD12 Fine incision
Scissors AESCULAP BC211W
Micro needle holder AESCULAP FD241R Reconstruction
Mayor-Hegar Needle holder Mizuho Ikakogyo 06-798-00 Abdominal closure
DeBakey Bulldog clamp (straight) ULRICH CV3054
DeBakey Bulldog clamp (curved) CODMAN 37-1062
Satinsky clamp Mizuhoika 09-230-24
Peripheral vascular clamp Teleflex Medical 353494 Recipient SHVC
Micro vessel clamp (disposable) AROSurgical Instruments Corporation TKM-1-60 g PV, graft IHVC, and recipient HA
Micro vessel clamp (metal) Fine Science Tools Inc. 18052-01 Recipient IHVC
Lactated Ringer solution Fresenius Kabi 6150917.00.00
Normal saline solution DeltaSelect 1299.99.99
HTK solution Dr. Franz Köhler Chemie GmbH 31268.00.00 Preservation solution
Heparin-Natrium Ratiopharm 5394.02.00 500 IU before graft perfusion
8.4% sodium bicarbonate Fresenius Kabi 4399.97.99 0.5 ml after reperfusion
5% Glucose solution B. Braun 6714567.06.00 1.0 ml after reperfusion
Cefuroxim sodium Fresenius Kabi 38985.01.00 Antibiotic, 16 mg/kg
Buprenorphine Essex Pharma 997.00.00 Painkiller, 0.1 mg/kg
Intensive Care Unit Cage Brinsea Products Ltd. Vetario S10 Postoperative care

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Puhl, G., et al. Low viscosity histidine-tryptophan-ketoglutarate graft flush improves subsequent extended cold storage in University of Wisconsin solution in an extracorporeal rat liver perfusion and rat liver transplantation model. Liver Transpl. 12, 1841-1849 (2006).
  2. Yagi, S., et al. Improved Preservation and Microcirculation with POLYSOL After Partial Liver Transplantation in Rats. J Surg Res. 167, e375-e383 (2011).
  3. Engemann, R., Ulrichs, K., Thiede, A., Muller-Ruchholtz, W., Hamelmann, H. Value of a physiological liver transplant model in rats. Induction of specific graft tolerance in a fully allogeneic strain combination. Transplantation. 33, 566-568 (1982).
  4. Sumimoto, R., Shinomiya, T., Yamaguchi, A. Influence of hepatic arterial blood flow in rats with liver transplants. Examination of donor liver-derived serum class I MHC antigen in rats with liver transplants with or without hepatic arterial reconstruction. Transplantation. 51, 1138-1139 (1991).
  5. Chaland, P., et al. Orthotopic liver transplantation with hepatic artery anastomoses. Hemodynamics and response to hemorrhage in conscious rats. Transplantation. 49, 675-678 (1990).
  6. Imamura, H., Rocheleau, B., Cote, J., Huet, P. M. Long-term consequence of rat orthotopic liver transplantation with and without hepatic arterial reconstruction: a clinical, pathological, and hemodynamic study. Hepatology. 26, 198-205 (1997).
  7. Zhong, Z., Theruvath, T. P., Currin, R. T., Waldmeier, P. C., Lemasters, J. J. NIM811, a mitochondrial permeability transition inhibitor, prevents mitochondrial depolarization in small-for-size rat liver grafts. Am. J. Transplant. 7, 1103-1111 (2007).
  8. Spiegel, H. U., Palmes, D. Surgical techniques of orthotopic rat liver transplantation. J. Invest. Surg. 11, 83-96 (1998).
  9. Lee, S., Charters, A. C., Chandler, J. G., Orloff, M. J. A technique for orthotopic liver transplantation in the rat. Transplantation. 16, 664-669 (1973).
  10. Lee, S., Charters, A. C. 3rd, Orloff, M. J. Simplified technic for orthotopic liver transplantation in the rat. Am. J. Surg. 130, 38-40 (1975).
  11. Kamada, N., Calne, R. Y. Orthotopic liver transplantation in the rat. Technique using cuff for portal vein anastomosis and biliary drainage. Transplantation. 28, 47-50 (1979).
  12. Howden, B., Jablonski, P., Grossman, H., Marshall, V. C. The importance of the hepatic artery in rat liver transplantation. Transplantation. 47, 428-431 (1989).
  13. Gao, W., Lemasters, J. J., Thurman, R. G. Development of a new method for hepatic rearterialization in rat orthotopic liver transplantation. Reduction of liver injury and improvement of surgical outcome by arterialization. Transplantation. 56, 19-24 (1993).
  14. Zhao, D., Zimmermann, A., Wheatley, A. M. Morphometry of the liver after liver transplantation in the rat: significance of an intact arterial supply. Hepatology. 17, 310-317 (1993).
  15. Omura, T., Ascher, N. L., Emond, J. C. Fifty-percent partial liver transplantation in the rat. Transplantation. 62, 292-293 (1996).
  16. Lehmann, T. G., Bunzendahl, H., Langrehr, J. M., Neuhaus, P. Arterial reconstruction in rat liver transplantation--development of a new tubing technique of the common hepatic artery. Transpl. Int. 18, 56-64 (2005).
  17. Reck, T., et al. Impact of arterialization on hepatic oxygen supply, tissue energy phosphates, and outcome after liver transplantation in the rat. Transplantation. 62, 582-587 (1996).
  18. Hasuike, Y., et al. A simple method for orthotopic liver transplantation with arterial reconstruction in rats. Transplantation. 45, 830-832 (1988).
  19. Steffen, R., Ferguson, D. M., Krom, R. A. A new method for orthotopic rat liver transplantation with arterial cuff anastomosis to the recipient common hepatic artery. Transplantation. 48, 166-168 (1989).
  20. Knoop, M., Bachmann, S., Keck, H., Steffen, R., Neuhaus, P. Experience with cuff rearterialization in 600 orthotopic liver grafts in the rat. Am. J. Surg. 167, 360-363 (1994).
  21. Hickman, R., Engelbrecht, G. H., Duminy, F. J. A technique for liver transplantation in the rat. Transplantation. 48, 1080 (1989).
  22. Liu, T., Freise, C. E., Ferrell, L., Ascher, N. L., Roberts, J. P. A modified vascular "sleeve" anastomosis for rearterialization in orthotopic liver transplantation in rats. Transplantation. 54, 179-180 (1992).
  23. Li, J., et al. Modified sleeve anastomosis for reconstruction of the hepatic artery in rat liver transplantation. Microsurgery. 22, 62-68 (2002).
  24. Martins, P. N., Theruvath, T. P., Neuhaus, P. Rodent models of partial hepatectomies. Liver Int. 28, 3-11 (2008).
  25. Russell, W. M. S., Burch, R. L. The Principles of Humane Experimental Technique. Methuen & Co. Ltd. London. reprinted by UFAW (1992).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics