Kirurgiske procedurer for en rottemodel af partiel ortotopisk levertransplantation med hepatisk arteriel Genopbygning

Medicine
 

Summary

Ortotopisk levertransplantation hos rotter er et uundværligt eksperimentel model for biomedicinsk forskning. Her præsenterer vi vores kirurgiske procedurer for ortotopisk rotte levertransplantation med hepatisk arteriel rekonstruktion ved hjælp af en 50% delvis graft.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Nagai, K., Yagi, S., Uemoto, S., Tolba, R. H. Surgical Procedures for a Rat Model of Partial Orthotopic Liver Transplantation with Hepatic Arterial Reconstruction. J. Vis. Exp. (73), e4376, doi:10.3791/4376 (2013).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Ortotopisk levertransplantation (OLT) i rotter under anvendelse af en hel eller delvis transplantat er et uundværligt eksperimentel model for transplantation forskning, såsom undersøgelser af graft konservering og iskæmi-reperfusionsskade 1,2, immunologiske responser 3,4, hæmodynamik 5,6, og small-for-size syndrom 7. Rotte Olt er blandt de mest vanskelige dyremodeller i eksperimentel kirurgi og kræver avancerede mikrokirurgiske færdigheder, der tager lang tid at lære. Følgelig er anvendelsen af ​​denne model er begrænset. Da pålidelighed og reproducerbarhed af resultaterne er vigtige elementer i de eksperimenter, hvor sådanne komplekse dyremodeller anvendes, er det vigtigt for kirurger, der er involveret i rotte Olt at blive uddannet i godt standardiserede og sofistikerede procedurer for denne model.

Mens forskellige teknikker og ændringer af OLT i rotter er rapporteret 8 siden den første model var described af Lee et al. 9 i 1973, afskaffelse af den hepatiske arterielle genopbygning 10 og indførelsen af manchetten anastomose teknik ved Kamada et al. 11 var et stort fremskridt i denne model, fordi de forenklede genopbygning procedurer i høj grad . I modellen ved Kamada et al. Blev hepatisk rearterialization også elimineret. Da rotter kunne overleve uden hepatisk arteriel flow efter levertransplantation, var der megen polemik om værdien af ​​hepatisk arterialization. Imidlertid har den fysiologiske overlegenhed arterialized model er blevet mere og mere anerkendt, især med hensyn til bevaring galdegang systemet 8,12 og leveren integritet 8,13,14.

I denne artikel præsenterer vi detaljerede kirurgiske procedurer for en rotte model af Olt med hepatisk arteriel rekonstruktion ved hjælp af en 50% delvis graft efter ex vivo lever resection. Rekonstruktionen Procedurerne for hvert fartøj og galdegang udføres af følgende metoder: en 7-0 polypropylen kontinuerlig sutur til supra-og infrahepatic vena cava, en manchet teknik til portalen vene, og en stent teknik til hepatisk arterie og galdegang.

Protocol

1. Grundlæggende teknikker og fælles procedurer

  1. Alle procedurer udføres under rene, men usterilt betingelser.
  2. Når maven af ​​rotte åbnes, er alle procedurer udført under en kirurgisk mikroskop ved en forstørrelse på 16x. Undtagelser er de ex vivo leverresektion, der udføres ved 10x, og følgende procedurer, som udføres ved 25x: indsætning af en stent ind i galdegangen, og den hepatiske arterie, og genopbygning af den hepatiske arterie, den infrahepatic vena cava (IHVC), og galdekanalen.
  3. Vatpinde anvendes til skånsom manipulation af organer, stump dissektion af væv, og komprimering hæmostase. Gaze podninger (5 x 5 cm) gennemvædet med lactatholdig Ringer opløsning anvendes til at trække leveren eller tarmene, og at holde organer fugtig. The Satinsky klemme kan anvendes til tilbagetrækning af gaze-dækket tarme mod venstre eller halen af ​​rotte at udvide operationsområdet omkring IHVC.
  4. Alle ligeringer udføres med en 6-0 silketråd bortset fra pedicles af lever lapper under ex vivo leverresektion, hvor 4-0 silketråde anvendes. Det ligatur kan trækkes af en DeBakey Bulldog klemme eller andre instrumenter til at yde tilstrækkelig spænding til det underbundne punkt, således at den anden ligatur kan ske i en afstand til den første, og skellet mellem de to ligerede punkter kan gøres ordentligt.
  5. Alle intravenøse injektioner udføres gennem penis vene.
  6. Under genopbygning procedurer for suprahepatic vena cava (særligt farlige stoffer), portalen vene, den hepatiske arterie, og galdegang, en lille klump af oliebaseret ler bruges til at holde en fingerring af en perifer vaskulær klemme eller en myg pincet at holde dem fast i position.

2. Presurgical Forberedelse

  1. Lewis-hanrotter med en vægt på mellem 230 og 250 g, anvendes som donor og modtager til levertransplantation. Rotterne er alleskyldte fri adgang til vand og mad, indtil induktion af anæstesi.
  2. Manchet til portvenen (fig. 1): Forbered manchetten for portvenen ved at skære en 14 gauge kateter med en nr. 11 skalpelblad under mikroskopet. Manchetten består af et legeme og en forlængelse, hver med en længde på 2 mm. Gøre rundtgående riller på manchetten ved at klemme væggen i manchetten trin for trin langs omkredsen med en mosquito pincet, således at en tråd kan fastgøres tæt på manchetten uden at glide af.
  3. Stents til galdegang og hepatiske arterie (fig. 1): Cut 24-gauge kateter med en skalpel under mikroskop til at producere facetkanter i begge ender af katetrene med en længde på 4 mm for den hepatiske arterie og 5 mm for galdegang .

3. Donor Operation

Skemaet af fjernelse af leveren fra donor rotte er vist i figur 2. Denne procedure kræver caimately 30-35 min.

  1. Bedøve rotte med indånding af 4 vol% isofluran i 100% oxygen ved en strømningshastighed på 4 l / min til induktion af anæstesi, og 1,5 vol-% ved 2 L / min til vedligeholdelse. Injicere buprenorphin (0,1 mg / kg) subkutant som et analgetikum. Placer rotte på en varmepude, og fastsætte de overarmene ved hjælp af magnetiske fiksator tilbagetrækning (figur 3a). Barbere pelsen fra hele det abdominale område af rotte, og sterilisere den tilsvarende hud med en povidon-iod-opløsning.
  2. Åbn maven ved en midtlinjeincision med bilaterale udvidelser. Placer en 5-ml sprøjte under ryggen af ​​rottens således at særligt farlige stoffer er hævet ventralt. Ved hjælp af en myg pincet, klemmen og træk formet som et sværd proces mod hovedet, og anvende de subcostal retraktorer at åbne det kirurgiske område (figur 3a).
  3. Dissekere det falciforme ligament og venstre trekantede ligament. Dernæst ligere og opdele den venstre phrenic vene.
  4. Retrhandle af medianen og venstre laterale lapper opad med en våd gaze swab. Ved hjælp af bipolære pincet, og koagulere opdele para-esophageal fartøjer mellem venstre laterale og anterior spiegelske lap.
  5. Flytte tarmene uden for maven på den venstre side af rotter, og dække dem med en våd gaze swab. Træk højre laterale lap opad med en våd gaze swab. Isoler IHVC fra retroperitoneal væv, og ligere den rigtige adrenal vene, som vil blive fordelt senere lige før transplantatet fjernes.
  6. At indsætte en stent ind i galdegangen (fig. 3b):
    1. Ligere galdegangen på niveauet for forgreningen af ​​den gastroduodenale arterie. De bløde væv omkring galdegang skal bevares så meget som muligt, og adskillelsen af ​​galdegang fra den hepatiske arterie bør undgås for at sikre tilstrækkelig arteriel blodtilførsel til galdegang.
    2. Med lige mikro saks, lave et lille snit i anterieller væg af galdegang proximalt til underbundne punkt. Mens du holder den forreste væg af snittet med en lige mikro pincet i venstre hånd, skal du indsætte en stent ind i kanalen ved hjælp af en buet mikro pincet i højre hånd, og fastgør den med en 6-0 silketråd. En af de afskårne ender af tråden på galdegangen holdes ved en længde på 4 mm, således at tråden kan finde sted under senere anastomose.
  7. Liberate portalen vene fra pylorus og milt vener ved ligering og dividere dem.
  8. Ligere og opdele den gastroduodenale arterie, derefter isolere den fælles hepatisk arterie (CHA) fra pancreas hoved til dens rod. Drej leveren til højre med vatpinde, og dissekere ligament omkring bagsiden af ​​leveren og spiserøret.
  9. Ved afslutningen af ​​forberedelserne til leveren excision, fjerne retraktorer, myg pincet til den formet som et sværd proces, og den 5-ml sprøjte under bagsiden af ​​rotten. Retur tarmene til abdominal hulrum.
  10. Injicer 500 IE af heparin-Natrium i 2 ml normal saltvandsopløsning gennem penis vene. Ca. 3 minutter senere, skal du nulstille den 5-ml sprøjte, mosquito pincet, og retraktorer. Ligere CHA proksimalt for sin rod. Holde en af ​​de afskårne ender af tråden blev ligeret til CHA lang.
  11. Efter fastspænding af IHVC tæt på den højre nyre vene med en mosquito pincet, klemme portvenen med en engangs micro fartøj klemme under stub af milt vene. Incise den forreste væg i portvenen, og indsætte en 18-gauge kateter i portvenen.
  12. Perfundere leveren in situ med 60 ml kold histidin-tryptophan-ketoglutarat (HTK) opløsning ved et hydrostatisk tryk på 20 cm H 2 O. Umiddelbart efter, skæres membranen og transektere det intrathorakale vena cava, og skære den forreste væg af IHVC åben for at tillade perfusion opløsning, der skal skylles ud af leveren (figur 3c).
  13. Spænd IHVC med en disposable mikro fartøj klemme lige under leveren. Udskære leveren ved at dissekere den IHVC lidt under det midterste punkt mellem leveren og højre renale vene, portåren under stubben af ​​splenic vein, mellemgulvet, de resterende ledbånd på bagsiden af ​​leveren, højre adrenal vene, og CHA ved roden. Anbring det udskårne lever i kolde HTK opløsning i en metalkop monteret i et plasthus fyldt med knust is.

4. Ex vivo Graft Preparation

Alle procedurer til leveren graft udføres i metal kop fyldt med iskold HTK opløsning. Den ex vivo graft forberedelse kræver ca 30 min.

  1. Til fastgørelse af en manchet til portvenen (figur 4):
    Klem portalen venøse kuffert med en DeBakey Bulldog klemme. Placere klemmen i en brodannende position over skålen (figur 4a, b). Put portvenen gennem manchetten, og klemmeportvenen igen sammen med udvidelsen af manchetten ved klokken 12-stilling (fig. 4c). Krænge væggen af portal vene over manchetten for at placere stump af milt-vene uden for manchetten på 7:00 position (fig. 4d), ​​og fastgør portvenen med en 6-0 silketråd (fig. 4e) .
  2. At indsætte en stent ind i den hepatiske arterie (figur 5):
    Løs leveren ved at spænde begge kanter af membranen ved pincet, og træk CHA lige ved at holde det ligerede tråd med DeBakey Bulldog klemmen (figur 5a). Med lige mikro saks, lave et lille snit i den forreste væg af CHA. Med den venstre hånd, hold den forreste væg af snittet med en lige mikro pincet, og med højre hånd, en stent indsætte i CHA der anvender en buet mikro pincet. Stenten er tidligere vasket med Heparin-Natrium-opløsning (100 IE / ml) (figur 5b-d). Secure stenten med en 6-0 silketråd, og holde en af ​​de afskårne ender af tråden med en længde på 4 mm. Skyl leveren gennem det arterielle kateter med 5 ml kold HTK opløsning.
  3. Til 50% leverresektion (figur 6):
    1. Spænd den bageste spiegelske lap med en mosquito pincet til at ordne det på plads. Kirurgisk fjernelse af lappen efter ligering af den pedicle med en 4-0 silketråd (figur 7a). På samme måde, fjerne den forreste spiegelske lap.
    2. Drej plastic box 90 grader. Fastklemme den højre kant af membranen, og den venstre del af medianen lap. Lave et lille snit ved den øvre kant af rammen af de bilaterale dele af median lobe, og derefter fjerne den venstre del efter ligering (figur 7b). Fjern den venstre laterale lap efter ligering af stilken med en 4-0 silketråd. Cauterize resekterede leveroverfladen forsigtigt med bipolære pincet. Som følge heraf er leveren masse reduceres med enpproximately 50% 15 (figur 7c, d).
  4. For plasty af særligt farlige stoffer (figur 8):
    Bestemme positionen af leveren ved at spænde begge kanter af membranen med en myg pincet (fig. 8a). Trimme den forreste væg af særligt farlige stoffer ved at fjerne den tilsvarende membran. Fastgør to 7-0 polypropylen suturer fra ydersiden til indersiden ved begge hjørner som bo suturer for senere anastomose (figur 8b). Derefter trimme den posteriore væg af særligt farlige stoffer.
  5. Opbevares leveren graft ved 4 ° C i HTK opløsning i et koldt vandbad.

5. Modtager Operation

Skemaet af transplantatet implantation i modtageren rotter er vist i figur 9. Modtageren operation kræver 60-70 min, som omfatter 10-11 minutters anhepatic tid og ca 23-24 min af IHVC fastspænding tid.

  1. Udføre de samme procedurer som i doeller drift (3.1 til 3,4), undtagen for åbningen af maven ved en midtlinjeincision, uden bilaterale udvidelser (Figur 10a).
  2. Anbring en våd gaze podepinden over den højre side af duodenum og hele tarme til opnåelse af et kirurgisk felt omkring IHVC. Sæt den venstre laterale og median lapper ind i den venstre subfreniske hulrum, og trække den højre laterale lap opad med en våd gaze swab. Isoler IHVC fra retroperitoneal væv. Ligere og opdele den rigtige adrenal vene (figur 10b). Med en våd gaze og vatpinde, rotere leveren til venstre, og dissekere ligament omkring bagsiden af ​​leveren.
  3. Returnér højre laterale lap til den anatomiske position. Placer en våd gaze vatpind til at dække og trække median og venstre laterale Lappe opad. Transekt galdegang lige under grenen fra den spiegelske lap. De bløde væv omkring galdegang skal bevares så meget som muligt. Holde en af ​​de afskårne ender af thlæse ligeret for galdegang ved 4-mm lang.
  4. Ligere og opdele den gastroduodenale arterie og den korrekte hepatiske arterie ved en 3-mm afstand til forgrening fra CHA. Derefter foretage en Y-struktur af arterien ved afslutningen af ​​CHA. Holde en af ​​de afskårne ender af tråden blev ligeret til den korrekte hepatiske arterie ved 4 mm lange. Drej leveren til højre med vatpinde, og dissekere ligament omkring bagsiden af ​​leveren fra venstre side.
  5. Efter intravenøs injektion af 2 ml lactatholdig Ringer opløsning, spænde IHVC med et metal micro fartøj klemme lige over højre renale vene. Monteringen af ​​portåren på niveauet for dets bifurkation i leveren hilum af en myg pincet fra venstre side af rotten. Spænd særligt farlige stoffer sammen med membranen fra højre side af en perifer vaskulær klemme, og fastgør den fingerring af klemmen i en klump af oliebaseret ler.
  6. Reducere anæstesi med isofluran til 0,4 vol% i anhepatic tid (varighedpå tværs af fastspænding af portalen vene). Forbrugsafgifter modtageren native leveren ved at dissekere den særligt farlige stoffer, portalen vene, og IHVC på følgende niveauer: særligt farlige stoffer, ved grænsen mellem særligt farlige stoffer og leveren, og portalen vene, lige over kæben af ​​myg pincet, og Den IHVC, lidt under det midterste punkt mellem leveren og højre renale vene (figur 10c). Anbring leveren graft orthotopisk.
  7. Til anastomose af særligt farlige stoffer ved en kontinuerlig sutur (fig. 11):
    1. Anvende en krum mikro pincet i venstre under suturering procedure til at gribe karvæggen eller holde suturnål. Placer først opholdet sutur på modtagerens særligt farlige stoffer fra indersiden til ydersiden ved hjælp af vedlagte 7-0 polypropylen i højre hjørne af transplantatet efterfulgt ved at binde en knude (eller du kan binde det efter alle sutur procedurer er afsluttet). Herefter sættes andet ophold sutur på samme måde på det venstre majsis, som vil blive startskuddet søm i et kørende sutur. At udvide anastomose, gribe og fastholde suturerne hjælp DeBakey bulldog klemmer i begge hjørner med blid trækkraft superiolaterally (figur 11a, b).
    2. Pierce suturen i det venstre hjørne gennem væggen på transplantatet side fra ydersiden til indersiden tæt til knuden uden for, og suturere den bageste af særligt farlige stoffer intraluminalt med 7-8 masker til højre hjørne (fig. 11c). Gør de første par sting omhyggeligt, så de indvendige lumen står over hinanden. I højre hjørne, det punkteres 7-0 polypropylen gennem beholderen på transplantatet side til ydersiden.
    3. Dernæst suturere den forreste udefra, fra højre til venstre, med omkring 10 masker (fig. 11d). Inden afslutningen af ​​den forreste, skylles indvendigt med lactatholdig Ringer opløsning for at fjerne luftbobler. Gør det sidste søm i forreste række så tæt sommuligt til opholdet suturen i venstre hjørne, og derefter binde dem sammen.
  8. Til genopbygning af portalen vene ved en manchet teknik (Figur 12):
    1. Skub de median og venstre laterale Lappe opad med en våd gaze swab. Klem modtageren portal vene på sin sammenløbet med pyloric vene ved hjælp af en engangs micro fartøj klemme fra højre. Fastgør mosquito pincet at klemmer portvenen i leret, og trække spidsen af pincetten mod leveren hilum (figur 12a, b).
    2. Incise den forreste væg i portvenen lige under kæben af ​​myg pincet. Vaske indersiden af ​​modtageren portvenen og manchetten med lactatholdig Ringer opløsning. Hold den forreste væg af snittet med en lige mikro pincet i venstre hånd og en udvidelse af manchetten med en buet mikro pincet i højre hånd. Sæt manchetten i modtageren portvenen dybt, og sikre den med enrundtgående 6-0 silketråd (Figur 12c-f).
    3. Slip klemmerne af portalen vene og særligt farlige stoffer, og derefter reperfundere leveren. Fjern 5-ml sprøjte fra bagsiden af ​​rotten, og forøge koncentrationen af ​​isofluran til 0,8 vol%.
  9. Til genopbygning af den hepatiske arterie ved en stent teknik 16 (Figur 13):
    1. Først holde tråden på modtageren egentlig hepatisk arterie af en myg pincet fra venstre side, og træk det mod leveren hilum, og derefter klemme de modtagende CHA fra højre side tæt på bugspytkirtlen (Figur 13a).
    2. Med en lige mikro pincet, lave et lille snit i tvedeling af Y-strukturen ved afslutningen af ​​modtagerens CHA at foretage en tragtformet åbning. Hold stenten anbringes i de podede CHA med en krum mikro pincet. Efter vask hvert hulrum med heparin-Natrium-opløsning (100 IE / ml), skubbe stenten ind i retageren CHA og fastgør den med en 6-0 silketråd. Bind den ene ende af denne tråd for modtageren CHA og 4 mm gevind på de podede CHA sammen, således at begge Chas komme tættere på hinanden med reduceret spænding af det anastomotiske sted (figur 13b). Efter at frigive klemmen.
  10. Til anastomose af IHVC ved en kontinuerlig sutur (figur 14):
    Anastomose på samme måde som for den særligt farlige stoffer, men anvende flere masker med finere bid (fig. 14a-d). Binding af suturerne på det sidste sting kan elimineres, eller binding kan opnås med en vækstfaktor for at undgå det anastomotiske forsnævring forårsages ved at binde for stramt. Efter declamping, forøge koncentrationen af ​​anæstesi til 1,0 vol%. Hvis anastomose ser stenotiske, dilatere anastomotiske sted ved at trække de bilaterale ophold suturer eller udvide den forreste forsigtigt at udvide anastomose.
  11. Indgives 0,5 ml 8,4% natriumhydrogencarbonat Solution med 1,0 ml lactatholdig Ringer opløsning intravenøst.
  12. Anvende små fragmenter af TachoSil at forsegle den resekterede leveren overflade for at forhindre blødning og biliær lækage.
  13. Til genopbygning af galdegang med en stent teknik:
    1. Hold tråden af ​​modtagerens galdegang af en myg pincet fra venstre side. Fastgør mosquito pincet i leret, og trække spidsen af ​​pincetten mod leveren hilum.
    2. Lave et lille snit i galdegangen på et passende niveau således at den rekonstruerede galdegang ville ikke være for lang. Sæt stent placeret i graft galdegang i modtageren kanalen med omhyggelig opmærksomhed på at undgå et twist, og fastgør den med en 6-0 silketråd. Bind denne tråd for modtageren kanalen og 4 mm gevind på implantatet kanalen sammen, således at begge kanaler komme tættere på hinanden med reduceret spænding af det anastomotiske sted.
  14. Ved afslutningen af ​​genopbygningsprogrammerne procedurer, injiceres 1 ml af 5% glucoseopløsning intravenøst ​​(fig. 15).
  15. Bekræft tilstrækkelig hæmostase, og luk derefter abdominal incision ved kontinuerlige 4-0 Vicryl suturer i to lag.

6. Postoperativ behandling og opfølgning

Umiddelbart efter operationen, behandler modtageren rotte med en subkutan injektion af cefuroxim natrium (16 mg / kg) og buprenorphin (0,1 mg / kg) i i alt 1,5 ml normal saltvandsopløsning. Tillade rotte at komme sig i 60 minutter i en særlig intensiv afdeling bur med opvarmet luft (30-35 ° C) og et oxygen-forsyning. Injicere buprenorphin (0,1 mg / kg) subkutant som et analgetikum hver 12. time i 3 dage. Bagefter flytte rotte til en normal bur, og giver ad libitum adgang til vand og foder.

Representative Results

Alle recipient-rotter (n = 20) overlevede uden tilsyneladende komplikationer, indtil planlagt aflivning til blodprøveudtagning ved 1, 3, 24 og 168 timer (7 dage) efter portal reperfusion (n = 5 ved hvert tidspunkt). Blodprøverne blev opsamlet fra IHVC ved en direkte punktur med en 27-gauge nål. Efter centrifugering ved 5340 x g i 10 minutter, blev serumprøver opnået og analyseret for alaninaminotransferase (ALT)-niveauer, som afspejler graden af ​​hepatocellulær skade efter transplantation. Tidsforløbet for ændringer i serum-ALT-niveauer er vist i figur 16. ALT-niveauer toppede ved 24 timer (middel ± standardafvigelse: 212,6 ± 67,9 IU / L) og derefter faldt til inden for normale grænser ved 168 timer (33,6 ± 6,8 IU / L).

Figur 1
Fig. 1. En manchet til portvenen (PV) fra en 14-gauge kateter, og stenter til den hepatiske arterie (HA) og galdegangen (BD) fra 24-gauge katetre.

Figur 2
Figur 2. Skema for fjernelse af leveren fra donor rotte BD, galde kanalen. HA, hepatisk arterie, IHVC, infrahepatic hulvene, PV, portal vene, særligt farlige stoffer, suprahepatic vena cava.

Figur 3
Figur 3. Donor operation. a. Rotten er placeret på en varmepude med en magnetisk fiksator tilbagetrækning system. The abdomen åbnes ved en midtlinjeincision med bilaterale udvidelser. B. Insertion af stenten ind i galdekanalen. Ca. Perfusion af leveren via portvenen. Forkortelser er forklareed i figur 2.

Figur 4
Figur 4. Fastgørelse af en manchet til portvenen. a, b. The DeBakey Bulldog klemme, der griber portåre-stammen anbringes over metalkop. Koppen er monteret i plastboks fyldt med knust is. Ca. Portvenen føres gennem manchetten. D. Væggen af portvenen krænges over manchetten med stubben af milt-vene uden for manchetten i 7 Klokken position og en udvidelse af manchetten i klokken 12 position. e. Portalen vene er sikret med en periferisk 6-0 silketråd på manchetten. De sorte pile angiver stub af milt vene.

Figur 5
Figur 5. Ex vivoindsætning af en stent ind i den hepatiske arterie. a. Leveren er fastgjort ved klemning begge kanter af membranen, og den hepatiske arterie trækkes lige ved at holde tråden ligeret for arterien. b. Den forreste væg i lille snit på den hepatiske arterie holdes med en lige mikro pincet . c, d. Stenten er indsat i den hepatiske arterie og fastgjort med en 6-0 silketråd.

Figur 6
Figur 6. Skemaet af ex vivo 50% leverresektion. Lapper i grå farve er fjernet. ACL, anterior spiegelske lap, PCL, posterior spiegelske lap, LLL, venstre lateral lap, LML, venstre del af medianen lap, RML, højre del af medianen lobe; SRL, overlegen højre lateral lap, IRL, ringere højre lateral lap.


Fig. 7. Ex vivo 50% leverresektion. en. Ligering af stilken af den bageste spiegelske lap. b. Ligering af stilken af den venstre del af medianen lap. ca. Leveren før 50% resektion. d. leveren efter 50% resektion.

Figur 8
Fig. 8. Ex vivo plasty af suprahepatic vena cava. a. Leveren er fastgjort ved klemning begge kanter af membranen med mosquito pincet. b. Bo suturer med 7-0 polypropylen er fastgjort ved begge hjørner.

Figur 9 Figur 9. Schema af implantatet implantation i modtagerlandet rotte. Genopbygningen procedurer udføres for den supra-og infrahepatic vena cava (særligt farlige stoffer og IHVC) med en 7-0 kontinuerlig sutur, portalen vene (PV) ved en manchet teknik, og den hepatiske arterie (HA) og galdegangen (BD) af en stent teknik.

Figur 10
Figur 10. Modtager drift indtil fjernelsen af det native leveren. a. Underlivet åbnes ved en midtlinjeincision. b. Den højre adrenal vene ligeres. ca. Den native leveren udskæres. Forkortelser er forklaret i figur 2.

Figur 11
Figur 11.. Anastomose af suprahepatic vena cava. a, b. Den perifere vaskulære klemme for suprahepatic vena cava er fastgjort i en klump af oliebaseret ler. Opholdet suturer ved begge hjørner vedligeholdes med blid trækkraft superiolaterally at udvide anastomose. C. Kontinuerlig intraluminal sutur af den bageste række i gang. D.. Kontinuerlig sutur af den forreste række i udviklingen.

Figur 12
Figur 12. Genopbygning af portalen vene. a, b. myg pincet fastspænding portalen vene er fastgjort i den oliebaserede ler og trækkes mod leveren hilum. jfr. Indsættelse af manchetten i portalen vene.

Figur 13
Figur 13. Rekonstruktion af den hepatiske arterie. a, b. g> Insertion af en stent i recipienten fælles hepatiske arterie (CHA) ved bifurkaturen af ​​den korrekte hepatiske arterie (PHA) og gastroduodenale arterie (GDA).

Figur 14
Figur 14. Anastomose af infrahepatic vena cava. a. opholdet suturer ved begge hjørner. b. kontinuerlig sutur af den bageste. ca. kontinuerlig sutur af den forreste række. d. Reperfusion af infrahepatic vena cava. Forkortelser er forklaret i figur 2.

Figur 15
Figur 15. Alle genopbygning procedurer er afsluttet. Forkortelser er forklaret i figur 2.

</ Html"Figur 16" src = "/ files/ftp_upload/4376/4376fig16.jpg" />
Figur 16 Postoperativ tidsforløbet for ændringer i serum-alaninaminotransferase (ALAT) (n = 20, n = 5 ved hvert tidspunkt).. Data udtrykkes som middel med fejlsøjler, som indikerer standardafvigelser. ALT-niveauer toppede ved 24 timer (212,6 ± 67,9 IU / L) og derefter faldt til inden for normale grænser ved 168 timer (33,6 ± 6,8 IU / L).

Discussion

Den første model af rotte Olt blev rapporteret af Lee et al. I 1973 9, hvor alle fartøjer, herunder den hepatiske arterie blev rekonstrueret af en håndsyet fremgangsmåde og det ekstrakorporale portosystemisk shunt blev anvendt. Denne model var teknisk kompliceret og vanskelig at udføre. Den næste model var en uden hepatisk arteriel genopbygning og ekstrakorporal shunt, der er udviklet af de samme forfattere 10 i 1975. Efterfølgende i 1979, introducerede Kamada et al. Manchetten anastomose teknik til modellen uden hepatisk rearterialization 11. Med disse ændringer blev Olt hos rotter forenklet med en forkortet anhepatic tid modtagende operationer og har været udbredt anvendt som en accepteret eksperimentel model.

Imidlertid har der været en betydelig kontrovers siden derefter over betydningen af hepatisk arterialization i rotte Olt 8, fordi den arterialization var en krævende opgave, men did ikke påvirke overlevelse efter transplantation. Talrige undersøgelser af hepatisk arterialization anvendelse af forskellige genopbygning teknikker er blevet rapporteret 8, såsom en aortasegment-til-aorta anastomose 3,9,17, en manchet anastomose teknik 18,19,20, en teleskopisk teknik 5, en stent teknik 13, 16, og en muffe anastomose teknik 12,21-23. Mens teknik til rotte Olt endnu ikke standardiseret i dag, har arterialized model er blevet i stigende grad foretrukket med hensyn til dets fysiologiske overlegenhed 8,12,13,14. Blandt de ovennævnte teknikker, er en stent teknik, var enkel og hurtig at udføre beskrevet af Lehmann et al. 16 i 2005. Undersøgelsen viste fremragende resultater: ingen okklusion sats blev observeret i det rekonstruerede hepatisk arterie på 8 timer, 24 timer og 6 måneder efter reperfusion. Vi har derfor vedtaget denne teknik for hepatisk arterialization.

Vi performancema håndsyet anastomose til genopbygning af særligt farlige stoffer og IHVC. Denne metode giver den anastomotiske sted med en optimal fysiologisk tilstand, som fører til reduceret forekomst af trombose 8, og er den bedste mikrokirurgi simulering og uddannelse af kirurger. Desuden kan anastomosen være mulig selv med korte fartøj stumper. Med hensyn til anastomose af IHVC, denne fremgangsmåde ikke kræver en lang IHVC på transplantatet side i forhold til manchetten anastomose teknikken. Derfor, når donor renal vene dissekeres for at gøre den podede IHVC lange, denne metode kan anvendes til transplantation af en lille graft der nødvendiggør en lang IHVC, såsom en 30% transplantat, der består af højre laterale og caudate lapper med kort intrahepatisk hulvene uden særligt farlige stoffer 2.

Vedrørende teknikker til leverresektion i rotter, til dato adskillige fremgangsmåder er blevet rapporteret, de to store teknikker er den klassiske masse ligaturen teknikog fartøjet-orienteret teknik 24. Vi udfører den klassiske ligature teknik til 50% leverresektion 15, men under et kirurgisk mikroskop at lade fremgangsmåden finere, og for at undgå beskadigelse af de resterende flige og strukturer.

Vi beskrev de repræsentative resultater fra de modtagende rotter i vores model, rotterne overlevede i løbet af 7-dages observationsperiode uden synlige komplikationer. Modellen kan modificeres til forskellige forsøgsformål ved at vælge de forskellige indstillinger, såsom langvarig kølelager, langvarig varm iskæmi, der omfatter donation efter hjertedød, og brugen af ​​mindre lever podninger eller transplantater fra eksperimentelle modeller for leverskade eller sygdomme.

Det er vores erfaring, er der tre vigtige faktorer i alle procedurer, der kan påvirke overlevelse efter transplantation, den mest pålidelige parameter for resultaterne af rotte Olt: Mængden af ​​blodtab, drift tid, especielt fastspænding tid af portalen vene og IHVC, og tilstrækkeligheden af ​​genopbygningen af ​​hvert fartøj, der kunne resultere i stenose, thrombose, eller blødning. I en turnus af denne model, kan de fleste af de fejl sandsynligvis være relateret til disse faktorer. I denne video artikel præsenterer vi trin-for-trin vejledning til de kirurgiske procedurer for vores rotte model af delvis Olt med hepatisk arteriel rekonstruktion. Mens en rotte model af Olt er kompliceret og kræver avancerede mikrokirurgiske færdigheder, denne artikel giver masser af praktiske oplysninger, der skal fungere som en god rettesnor for uddannelse og læring af denne model. Lære denne model effektivt er særlig vigtigt for at forkorte indlæringsperioden, reducere antallet af dyr og omkostningerne til praksis, og senere gengivelse pålidelige resultater ved forsøg. Dette er i overensstemmelse med 3R-konceptet (erstatning, begrænsning og forfining) af dyreforsøg, som blev postuleret af Russell og Burch i1959 25.

Disclosures

Vi har ingen modstridende interesser at afsløre. Rotterne er opstaldet under specifik-patogenfrie betingelser i henhold til retningslinjerne for Federation for Laboratory Animal Science Associations (FELASA). Alle forsøg blev udført i overensstemmelse med den tyske føderale lovgivning om beskyttelse af dyr og "Guide til Pleje og anvendelse af forsøgsdyr" (National Institutes of Health publikation nr. 86-23, revideret 1985).

Acknowledgments

Forfatterne takker Pascal Paschenda og Mareike Schulz for deres tekniske assistance.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Surgical microscope Leica M651
Light source Schott KL1500LCD
Cotton swabs NOBA Verbandmittel 974202
Gauze swabs (5x5 cm) Fuhrmann 10002
povidone-iodine solution Mundipharma 6108022.00.01
Oil-based clay Debika corporation 090148
TachoSil Takeda Pharmaceuticals International GmbH EU/1/04/277/001-004 Applied to resected liver surface
Scalpel blade No. 11 Pfm medical 200130011 Preparation of cuff and stents
14-gauge catheter B. Braun 4268210S Cuff for PV
18-gauge catheter B. Braun 4268130S Perfusion via PV
24-gauge catheter B. Braun 4269071S Stent for BD and HA
4-0 silk suture Resorba H3F Liver resection
6-0 silk suture Resorba H1F
7-0 Prolene (polypropylene) suture Ethicon 8701H SHVC and IHVC
4-0 Vicryl suture Ethicon V304H Abdominal closure
5-ml syringe Terumo SS+T05ES1 Back pillow
Heating pad Thermo 190 x 260 mm
Magnetic fixator retraction system Fine Science Tools Inc. 18200-01
18200-02
18200-03
18200-12
Cold water bath Huber 740.000X Graft preservation
Bipolar forceps Söring MBC-200
Mosquito forceps BONIMED 451-476-03 Two pairs used
Adson micro forceps Dimeda 10.176.12
Curved micro forceps AESCULAP FD281R
Straight micro forceps Bonimed 451-476-03
Curved micro scissors Medicon 05.15.83
Straight micro scissors AESCULAP FD12 Fine incision
Scissors AESCULAP BC211W
Micro needle holder AESCULAP FD241R Reconstruction
Mayor-Hegar Needle holder Mizuho Ikakogyo 06-798-00 Abdominal closure
DeBakey Bulldog clamp (straight) ULRICH CV3054
DeBakey Bulldog clamp (curved) CODMAN 37-1062
Satinsky clamp Mizuhoika 09-230-24
Peripheral vascular clamp Teleflex Medical 353494 Recipient SHVC
Micro vessel clamp (disposable) AROSurgical Instruments Corporation TKM-1-60 g PV, graft IHVC, and recipient HA
Micro vessel clamp (metal) Fine Science Tools Inc. 18052-01 Recipient IHVC
Lactated Ringer solution Fresenius Kabi 6150917.00.00
Normal saline solution DeltaSelect 1299.99.99
HTK solution Dr. Franz Köhler Chemie GmbH 31268.00.00 Preservation solution
Heparin-Natrium Ratiopharm 5394.02.00 500 IU before graft perfusion
8.4% sodium bicarbonate Fresenius Kabi 4399.97.99 0.5 ml after reperfusion
5% Glucose solution B. Braun 6714567.06.00 1.0 ml after reperfusion
Cefuroxim sodium Fresenius Kabi 38985.01.00 Antibiotic, 16 mg/kg
Buprenorphine Essex Pharma 997.00.00 Painkiller, 0.1 mg/kg
Intensive Care Unit Cage Brinsea Products Ltd. Vetario S10 Postoperative care

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Puhl, G., et al. Low viscosity histidine-tryptophan-ketoglutarate graft flush improves subsequent extended cold storage in University of Wisconsin solution in an extracorporeal rat liver perfusion and rat liver transplantation model. Liver Transpl. 12, 1841-1849 (2006).
  2. Yagi, S., et al. Improved Preservation and Microcirculation with POLYSOL After Partial Liver Transplantation in Rats. J Surg Res. 167, e375-e383 (2011).
  3. Engemann, R., Ulrichs, K., Thiede, A., Muller-Ruchholtz, W., Hamelmann, H. Value of a physiological liver transplant model in rats. Induction of specific graft tolerance in a fully allogeneic strain combination. Transplantation. 33, 566-568 (1982).
  4. Sumimoto, R., Shinomiya, T., Yamaguchi, A. Influence of hepatic arterial blood flow in rats with liver transplants. Examination of donor liver-derived serum class I MHC antigen in rats with liver transplants with or without hepatic arterial reconstruction. Transplantation. 51, 1138-1139 (1991).
  5. Chaland, P., et al. Orthotopic liver transplantation with hepatic artery anastomoses. Hemodynamics and response to hemorrhage in conscious rats. Transplantation. 49, 675-678 (1990).
  6. Imamura, H., Rocheleau, B., Cote, J., Huet, P. M. Long-term consequence of rat orthotopic liver transplantation with and without hepatic arterial reconstruction: a clinical, pathological, and hemodynamic study. Hepatology. 26, 198-205 (1997).
  7. Zhong, Z., Theruvath, T. P., Currin, R. T., Waldmeier, P. C., Lemasters, J. J. NIM811, a mitochondrial permeability transition inhibitor, prevents mitochondrial depolarization in small-for-size rat liver grafts. Am. J. Transplant. 7, 1103-1111 (2007).
  8. Spiegel, H. U., Palmes, D. Surgical techniques of orthotopic rat liver transplantation. J. Invest. Surg. 11, 83-96 (1998).
  9. Lee, S., Charters, A. C., Chandler, J. G., Orloff, M. J. A technique for orthotopic liver transplantation in the rat. Transplantation. 16, 664-669 (1973).
  10. Lee, S., Charters, A. C. 3rd, Orloff, M. J. Simplified technic for orthotopic liver transplantation in the rat. Am. J. Surg. 130, 38-40 (1975).
  11. Kamada, N., Calne, R. Y. Orthotopic liver transplantation in the rat. Technique using cuff for portal vein anastomosis and biliary drainage. Transplantation. 28, 47-50 (1979).
  12. Howden, B., Jablonski, P., Grossman, H., Marshall, V. C. The importance of the hepatic artery in rat liver transplantation. Transplantation. 47, 428-431 (1989).
  13. Gao, W., Lemasters, J. J., Thurman, R. G. Development of a new method for hepatic rearterialization in rat orthotopic liver transplantation. Reduction of liver injury and improvement of surgical outcome by arterialization. Transplantation. 56, 19-24 (1993).
  14. Zhao, D., Zimmermann, A., Wheatley, A. M. Morphometry of the liver after liver transplantation in the rat: significance of an intact arterial supply. Hepatology. 17, 310-317 (1993).
  15. Omura, T., Ascher, N. L., Emond, J. C. Fifty-percent partial liver transplantation in the rat. Transplantation. 62, 292-293 (1996).
  16. Lehmann, T. G., Bunzendahl, H., Langrehr, J. M., Neuhaus, P. Arterial reconstruction in rat liver transplantation--development of a new tubing technique of the common hepatic artery. Transpl. Int. 18, 56-64 (2005).
  17. Reck, T., et al. Impact of arterialization on hepatic oxygen supply, tissue energy phosphates, and outcome after liver transplantation in the rat. Transplantation. 62, 582-587 (1996).
  18. Hasuike, Y., et al. A simple method for orthotopic liver transplantation with arterial reconstruction in rats. Transplantation. 45, 830-832 (1988).
  19. Steffen, R., Ferguson, D. M., Krom, R. A. A new method for orthotopic rat liver transplantation with arterial cuff anastomosis to the recipient common hepatic artery. Transplantation. 48, 166-168 (1989).
  20. Knoop, M., Bachmann, S., Keck, H., Steffen, R., Neuhaus, P. Experience with cuff rearterialization in 600 orthotopic liver grafts in the rat. Am. J. Surg. 167, 360-363 (1994).
  21. Hickman, R., Engelbrecht, G. H., Duminy, F. J. A technique for liver transplantation in the rat. Transplantation. 48, 1080 (1989).
  22. Liu, T., Freise, C. E., Ferrell, L., Ascher, N. L., Roberts, J. P. A modified vascular "sleeve" anastomosis for rearterialization in orthotopic liver transplantation in rats. Transplantation. 54, 179-180 (1992).
  23. Li, J., et al. Modified sleeve anastomosis for reconstruction of the hepatic artery in rat liver transplantation. Microsurgery. 22, 62-68 (2002).
  24. Martins, P. N., Theruvath, T. P., Neuhaus, P. Rodent models of partial hepatectomies. Liver Int. 28, 3-11 (2008).
  25. Russell, W. M. S., Burch, R. L. The Principles of Humane Experimental Technique. Methuen & Co. Ltd. London. reprinted by UFAW (1992).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics