Super-Resolution Imaging бактериального Машины отдела

Published 1/21/2013
0 Comments
  CITE THIS  SHARE 
Biology

Your institution must subscribe to JoVE's Biology section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

Welcome!

Enter your email below to get your free 10 minute trial to JoVE!





By clicking "Submit", you agree to our policies.

 

Summary

Мы описываем супер-разрешение изображения методом для исследования структурной организации бактериальных FtsZ-кольцо, существенную устройство для деления клеток. Этот метод основан на количественном анализе фотоактивированного локализации микроскопии (PALM) изображений и может быть применен в других бактериальных белков цитоскелета.

Cite this Article

Copy Citation

Buss, J., Coltharp, C., Xiao, J. Super-resolution Imaging of the Bacterial Division Machinery. J. Vis. Exp. (71), e50048, doi:10.3791/50048 (2013).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Бактериальные деления клеток требует скоординированных сборки из более чем десяти основных белков в midcell 1,2. Центральное место в этом процессе является формирование кольцевых супраструктуры (Z-кольцо) белком FtsZ в плане разделения 3,4. Z-кольцо состоит из нескольких одноцепочечной протофиламентов FtsZ, и понимание расположения протофиламентов внутри Z-кольцо обеспечит понимание механизма Z-кольцо в сборе и его функции как сила, генератор 5,6. Эта информация осталась неуловимой из-за существующих ограничений в обычной флуоресцентной микроскопии и электронной микроскопии. Обычные флуоресцентной микроскопии не в состоянии обеспечить высокое разрешение изображения Z-кольцо из-за дифракционного предела света (~ 200 нм). Электрон cryotomographic изображений обнаружено разбросаны FtsZ протофиламентов в небольших C. crescentus клеток 7, но трудно применять на больших клетках, таких какE.coli или B. Сенная. Здесь мы описываем применение супер-разрешение флуоресцентного метода микроскопии, фотоактивированного микроскопии локализации (PALM), количественно характеризующие структурную организацию E. палочки Z-кольцо 8.

PALM изображений предлагает как высоким пространственным разрешением (~ 35 нм) и конкретные маркировки чтобы однозначной идентификации белков-мишеней. Мы назвали FtsZ с фотоактивируемых флуоресцентного белка mEos2, который переключается с зеленой флуоресценции (возбуждение = 488 нм) до красной флуоресценции (возбуждение = 561 нм) при активации при 405 нм 9. Во время эксперимента PALM, одна FtsZ-mEos2 молекул стохастически активируется и соответствующая тяжести положения отдельных молекул определяется с <20 нм точность. Супер-разрешение изображения Z-кольцо, затем реконструирован путем наложения тяжести позиций всех обнаруженных FtsZ-mEos2 молекул.

<р = класса "jove_content"> Используя этот метод, мы обнаружили, что Z-кольцо имеет фиксированную ширину ~ 100 нм и состоит из свободных расслоение протофиламентов FtsZ, которые перекрывают друг с другом в трех измерениях. Эти данные служат трамплином для дальнейших исследований клеточного цикла зависимости изменения Z-кольцо 10 и может быть применен к другим белкам интерес.

Protocol

1. Подготовка проб

  1. Инокулировать LB среды с одной колонии штамма JB281 [BW25113 / pJB042 (P Lac: FtsZ-mEos2)]. Вырасти на ночь в шейкере при 37 ° C.
  2. Развести культуры 1:1000 в M9 + минимальных средах [M9 соли, 0,4% глюкозы, 2 мМ MgSO 4, 0,1 мМ CaCl 2, MEM аминокислот и витаминов] и расти до середины логарифмической фазы (OD 600 = 0,2-0,3) в присутствии хлорамфеникола (150 мкг / мл) при комнатной температуре (RT).
  3. Вызвать культуры с 20 мкМ IPTG в течение 2 часов (см. Примечание № 1).
  4. Пелле культуры в микроцентрифуге (8.000 мин, 1 мин) и ресуспендируют в равном объеме M9 +; повторить. После второго ресуспендирования, продолжит рост при комнатной температуре в течение 2 часов.
  5. Исправить индуцированной культуре с 4% параформальдегидом в PBS (рН = 7,4) при комнатной температуре в течение 40 мин. Пелле культуры и ресуспендируют в равном объеме PBS; повторить. Если изображение живых клеток, пропустить фиксации, гранулы культуры, и ресуспендируют с равным объемомМ9 - [M9 соли, 0,4% глюкозы, 2 мМ MgSO 4, 0,1 мМ CaCl 2, аминокислот MEM]; повторить.
  6. Развести золотым бисером 1:10 с ресуспендированных культуры. Нанесите образец подготовленной камере изображений (см. п. 2.4).

[1] Примечание: Данный протокол индукции (шаги 1.1-1.3) была оптимизирована для выражения системы штамм JB281. Подробные условия индукции могут отличаться для других систем экспрессии белков или интереса.

2. Собрание палаты изображений

  1. Сделайте 3% (вес / объем) раствор агарозы в M9 -. Растопить агарозы при 70 ° C в настольный тепла блок для 40 мин. Магазин растаял агарозы при 50 ° C в течение 5 часов.
  2. Поместите чистый слайд microaqueduct в верхней половине изображения камеры с электродами вниз. Совместите нижнюю прокладку на microaqueduct слайд так, чтобы покрыть перфузии каналов.
  3. Применить ~ 50 мкл расплавленной агарозы в центре стекласлайда. Сразу верхней капли геля агарозы с чистой, сухой покровное. Разрешить гель для затвердевают при комнатной температуре в течение 30 мин.
    1. Для очистки покровные: организовать покровные в керамической держатель и разрушать ультразвуком в течение 20 мин во вращающемся ванны ацетона, этанола и 1M KOH в стеклянных банках. Повторите цикл три раза, в общей сложности 9 sonications, а затем одним ультразвуком в дН 2 O. Хранить очищенные покровные в свежем дН 2 O. Перед использованием сушить покровные с фильтром воздуха.
  4. Осторожно снимите покровное, оставляя гель накладка на microaqueduct слайд. Сразу добавить 1 мкл клеточной культуре образца (см. п. 1.6) в верхней части геля площадку. Подождите ~ 2 мин, что позволяет решение, которое будет поглощено гель площадку. Лучшие площадки геля с новым чистым, сухим покровным. Соберите всю камеру изображения в соответствии с инструкцией завода-изготовителя.

3. Image Acquisition

  1. Включите микроскопа, камеры и лазеры. Откройте MetaMorph мягкиеПосуда (Molecular Devices).
  2. Поместите соответствующее возбуждение / излучение фильтры в визуализации пути (рис. 1).
  3. Набор лазерных полномочий и приобретение настройки соответствующим образом.
    1. 488-нм лазер = 15 мВт (см. Примечание № 2)
    2. 561-нм лазер = 75 мВт
    3. 405-нм лазер = 2 мВт ± фильтр нейтральной плотности (См. Примечание № 3)
  4. Блокировка изображений камеры в сцене с помощью дополнительного адаптера этапе.
  5. Назначить соответствующем регионе томография (100x100 пикселей), который однородно освещенной всех трех лазеров.
  6. Определить площадь образца, который содержит клетки и координатных меток (золотые бусины) в непосредственной близости, но не дублируют друг друга.
  7. Сосредоточьтесь на поверхности клеток ближе к покровным. Приобрести одно светлое изображение 50 раз интеграции мс и переместить фокус 0,5 мкм на образце (рис. 3Ai).
  8. Приобретать ансамбль зеленая флуоресценция изображение с возбуждением от 488-п м лазера на 50 мс времени интегрирования (рис. 3Aii).
  9. Приобретать потокового видео в красный канал при непрерывном освещении с 405-нм и 561-нм лазеров. Для фиксированных клеток, 50 мс, частота кадров используется для в общей сложности 20000 кадров (~ 17 мин общего числа) с 405-нм Мощность лазера увеличили на ~ 10% каждые 1000 кадров (см. примечание № 4). Для живых клеток, 10 мс, частота кадров используется для в общей сложности 3000 кадров (~ 30 сек общего числа) при постоянном 405-нм Мощность лазера.
  10. Переместить фокус обратно к нижней поверхности клеток и приобрести другое светлое изображение, как и в шаге 3.7.

[2] Примечание: интегральной интенсивности зеленого свечения ячейки прямо пропорциональна общему числу FtsZ-mEos2 молекулы выражается в клетке. 488-нм мощности возбуждения флуоресценции и ансамбль настройки приобретение должно быть постоянным для всех клеток так, чтобы относительная FtsZ-mEos2 уровни экспрессии в различных клетках могут быть сопоставлены.

ontent "> [3]. Примечание: Фиксированные клетки, полученную с нейтральной плотности (ND) фильтр (рис. 1, оптический компонент № 5) на место в целях достижения медленного активации так что каждая отдельная молекула может быть точно определены ND фильтр удаляется при визуализации живые клетки увеличить скорость активации, сохраняя при этом низкую вероятность две молекулы активируются одновременно в дифракционной области. быстрее ставка жить-клеточной визуализации необходимы для уменьшения общего времени приобретения, тем самым "замораживания" Z-кольца во времени и ограничения последствий фотостарения к ячейке.

[4] Примечание: количество фреймов были оптимизированы для нашей системы и зависит от конкретной клеточной структуры, маркировка плотность, скорость активации и будет ли исчерпав весь пул флуорофоров имеет важное значение для анализа. В живых клетках, важно получить достаточное количество локализаций в максимально короткий период тиМне, чтобы избежать размывания изображения из-за движения клеточной структуры.

4. PALM Изображение строительства

  1. Определить центр тяжести положения каждого обнаруженного пятна.
    1. Загрузите изображение стека в Matlab (MathWorks, Inc).
    2. Обрезать изображение стека в область вокруг одной ячейки, которая исключает все координатных бисера.
    3. Выберите интенсивности порог месте обнаружения, что выше уровня фона, но ниже средней интенсивности месте. Мы учитываем изменения в фоновом уровне в течение эксперимента расчета скользящей средней максимальной интенсивности использования 150-оконная рама. Пороговой интенсивности для каждого кадра, затем интерполяции работает средние значения.
    4. Вычтите соответствующий порог из каждого кадра. Перспективные места определяются как три соседних пикселей с интенсивностью выше порога.
    5. Установите интенсивность флуоресценции каждого потенциального места для двумерного GaussiaN Функция [Уравнение № 1] с помощью нелинейного метода наименьших квадратов алгоритм (рис. 2). Локализация точность каждого места рассчитывается с использованием общего числа зарегистрированных фотонов [Уравнение № 2]. Любой плохо подходят места с локализацией точностью большей, чем 20 нм (фиксированная клеток) или 45 нм (живые клетки) отбрасывается (см. примечание 5). Любое пятно с интенсивностью больше чем в два раза средней интенсивности, возможно, из-за перекрытия излучатели, также отбрасывается.
    6. Для фиксированных клеток, удалить повторные наблюдения и той же молекулы, игнорируя любую точку которого центр тяжести позицию в течение 45 нм из любого другого места, которые предшествовали его 6 кадров или меньше. Для живых клеток, все места будут сохранены.
  2. Калибровка образца дрейф использованием координатных движение маркера.
    1. Вырежьте 10x10 пикселей область вокруг координатных маркером.
    2. Вычтите соответствующего порога, определенного в 4.1.3 из каждого кадра.
    3. Установить профиль интенсивности в каждойкадр с помощью наименьших квадратов алгоритм подбора предполагая двумерной гауссовой формы.
    4. Вычислить смещение центра тяжести между позиции по отношению к раме 1.
  3. Исправьте положение центра тяжести каждой уникальной молекулы, определенных в 4.1 с соответствующим дрейф образца рассчитывается в 4,2. Сравнить светлого изображения, полученные в 3,7 и 3,10. Если клетках наблюдается перемещаться относительно координатных маркеры, данные выброшены.
  4. Наложите все исправленные тяжести позиций на одно изображение состоит из пикселей 15x15 нм. Сюжет каждой уникальной молекулы в единицу площади, двумерный гауссов профиль с центром в центре тяжести позицию со стандартным отклонением равным локализации точности [Уравнение № 2]. В результате карта плотности вероятности, где интенсивность пиксела пропорциональна вероятности нахождения молекулы в том, что пиксель (рис. 3Aiv).
  5. Сравнение PALM изображения в ансамбле изображений.
    1. Replot CentroID позиции, как и в 4.4, но на плоскости с 150x150 пикселей нм, а стандартное отклонение равно 250 нм. Это создает PALM изображение, которое имитирует дифракционного изображения, которые могут быть использованы для сравнения с дифракционной, ансамбль изображение, полученное в 3,8 (рис. 3Aiii).
    2. Чтобы подтвердить, что обнаруженные молекулы представителем всего населения, сравните восстановленное изображение ансамбля (рис. 3Aiii, шаг 4.5.1) с экспериментальным изображение флуоресценции ансамбля (рис. 3Aii, шаг 3,8), чтобы подтвердить, что оба изображения показывают структуры подобной формы , ориентации и относительной интенсивности.

[5] Примечание: минимальная требуемая точность локализации определяется эмпирически для каждого изображения методом построения уточнения всех молекул для данного образца и выбрав соответствующую обрезания.

5. PALM анализа изображения

  1. Измерение Z-Ring Widtч и диаметр.
    1. Поверните ладони изображения таким образом, чтобы ориентировать вертикально длинной оси клетки (рис. 4а).
    2. Вырежьте сотовой область, содержащую Z-кольца.
    3. Расчет совокупного интенсивности при проектировании профиля интенсивности вдоль длинной оси клетки.
    4. Установить профиль интенсивности для распределения Гаусса. Ширина кольца определяется как полная не более половины ширины (FWHM) на оборудованной распределения Гаусса (рис. 4В).
    5. Проект кумулятивный профиль интенсивности 5.1.2 вдоль короткой оси клетки. Диаметр кольца определяется как полная длина профиля интенсивности (рис. 4в).
  2. Построение FtsZ плотности (см. примечание 6).
    1. Replot центр тяжести позиции, как и в (4,4), но без гауссовым профилем так, что каждая уникальная молекула данного значения 1 и назначен на один пиксель соответствующее его тяжести положения. Таким образом, интенсивность каждогопиксель представляет собой общее число молекул обнаружена в том, что пиксель. Плотность изображения PALM также могут быть визуализированы в виде контурного графика (Рисунок 5E).
  3. Определение пространственного разрешения.
    1. Теоретически достижимая-пространственного разрешения: создать представителя PSF для всей выборки с использованием среднего определяется локализацией точность всех обнаружить молекулы и расчета FWHM (уравнение 3).
    2. Экспериментально-достигнуто пространственное разрешение: вычислить среднее перемещение между повторными наблюдениями той же молекулы.

[6] Примечание: Мы использовали полного внутреннего отражения PALM (TIR-PALM, рисунок 1 и 5) ограничить активацию и возбуждение в тонком слое (~ 200 нм) выше ячейки / стекло. так что только молекулы FtsZ связанных с мембраной ближе к покровным будет обнаружен.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Показано на рисунке 3Aiv является двумерным, супер-разрешение рендеринга Z-кольцо, порожденное от метода PALM изображениями описанное выше. Ниже мы кратко качественную и количественную информацию, которая может быть получена от них.

Качественно, мы обнаружили, что Z-кольца является нерегулярной структуры, которая принимает несколько конфигураций (одна полоса или спиральной дуги), которые не различимы в обычных флуоресцентных изображений (ср. рис 3А-Dii и IV). Наблюдения таких, как они могут быть использованы для определения процента популяции клеток, который отображает особенности структурной конфигурации.

Мы также можем количественно измерить размеры Z-кольца. Наш подход для определения ширины кольца и диаметром описанной в пункте 5.1 и показано на рисунке 4. На рисунке 4В, ширины кольца был Determined равным 113 нм (FWHM). Это значение является более широким, чем ожидалось ширину одного протофибрилла FtsZ (5-10 нм на основе в пробирке EM 11). На рисунке 4C, диаметр кольца определяется как 1050 нм. Этот диаметр может быть использована для количественного описания степени сужения во время деления клетки.

Другой количественный подход для расчета плотности молекул путем подсчета количества молекул локализованы в пределах определенного региона. Измерение плотности предоставляет информацию о том, как молекулы плотно упакованы в структуру. Молекула плотность может быть описана в относительном, так и абсолютном выражении. Относительная плотность (например, доля молекул в Z-кольцо против всей клетке) содержится информация о распределении молекул в различных клеточных регионов. Абсолютные измерения плотности осложняется тем, что образ PALM (рис. 3Aiv) на самом деле 2D проекции3D-объекта. Чтобы обойти эту сложность, мы используем TIR-PALM, который ограничивает обнаружение самолета к одной стороне Z-кольца. Полученные данные показано на рисунке 5E. Так построены молекулы представляют собой подмножество общей численности населения FtsZ, плотность определяется нижний предел фактической плотности. Максимальная плотность наблюдается в МДП изображений Z-кольцо предположить, что некоторые разделы содержат перекрытия протофиламентов 10.

Рисунок 1
Рисунок 1. Упрощенная схема наш микроскоп установки. Все три лазера управляются с помощью пользовательской программы визуализации, разработанные в MetaMorph, что обеспечивает точный контроль над соответствующей длины волны возбуждения. Темно-серая линия указывает путь возбуждающего света, в то время как светло-серые линии указывает выбросов пути. Для полного внутреннего Refleие (TIR) ​​микроскопии, регулируемую платформу переводится перпендикулярно пути света таким образом, чтобы изменить угол падения.

Рисунок 2
Рисунок 2. Резюме PALM метод. Изначально все FtsZ-mEos2 молекулы находятся в зеленой флуоресценции государства. Под воздействием непрерывного освещения на 405 и 561 лазеров, одной молекулы стохастически превращается в красного флуоресцентного состояния. Скорость этого процесса определяется по мощности из 405 лазеров, в то время как фотообесцвечивания ставка определяется силой как 405 и 561 лазера. В идеале, скорость активации и фотообесцвечивания сбалансированы таким образом, что только одна молекула обнаружена в кадре. Как только достаточное количество кадров приобрела, изображения обрабатываются в Matlab путем установки каждого идентифицированного месте, как описано в пункте 4.1. Каждый Uniqие молекулы, то график (шаг 4,4) на одной плоскости, создавая таким образом PALM изображение, показанное здесь, в псевдо-красного цвета. Кадре, изложенные в красном была определена содержать повтор пятно от той же молекулы, как предыдущий кадр и поэтому не включен в построение образа PALM.

Рисунок 3
Рисунок 3. Представитель изображения фиксированных (А и В) и живой (C и D) клетки, экспрессирующие FtsZ-mEos2. Для всех клеток, контуры и общие формы могут быть визуализированы в светлое изображение (я). Ансамбль флуоресцентных изображений (II), приобретенные с возбуждением от 488 лазера (шаг 3,8) и представляют собой распределение весь пул FtsZ-mEos2. Ансамбль изображение восстанавливается по данным PALM (III, шаг 5,4) обеспечивает качественную проверку на верный методапредставления истинной структуры ансамбля. Созданный образ PALM (IV) является суммой всех уникальных FtsZ-mEos2 локализации и представляет собой карту плотности вероятности для FtsZ-mEos2. Ячейка план представлен желтым пунктиром на изображение III и IV. Клетки А и С шоу FtsZ в одной конформации группы, в то время как клетки B и D иллюстрируют FtsZ принятия спиральной конформации дуга, которая обнаруживается в дифракционной изображение ансамбля (III). Шкала баров, 500 нм.

Рисунок 4
Рисунок 4. А. изображение PALM показывает схематических представлений Z-кольца шириной (красный) и Z-кольца диаметром (зеленый). B. Кольцо ширина рассчитывается путем установки прогнозируемого профиля интенсивности (синий Х) вдоль длинной оси клетки с гауссовой функции (граУ линии), а затем определения FWHM (красная пунктирная линия). Вот, кольцо шириной была определена в 113 Нм. C. Диаметр кольца определяется по первому проектирования профиля интенсивности вдоль короткой оси клетки, а затем расчета полной длины (зеленая пунктирная линия) профиль интенсивности выше нуля. Диаметр Z-кольца была определена в 1050 нм.

Рисунок 5
Рисунок 5. TIR-PALM позволяет для точного подсчета молекул. Как показано на рисунке 3, изображение светлого (A), ансамбль флуоресценции изображение (B), реконструированный ансамбль флуоресценции изображение (C) и PALM изображения (D) показаны для данного клеток, экспрессирующих FtsZ-mEos2. Эти же данные используются для построения D является перестроенный в виде контурного участок молекулы денплотности (молекул на пиксель) в E. Из этого анализа плотности, FtsZ-mEos2 была определена в максимально присутствовать на 8 молекул на пиксель. Потому что один слой протофиламентов FtsZ приведет к максимальной плотности 5 молекул на пиксель 10, этот анализ показывает, что Z-кольцо состоит из нескольких слоев протофиламентов FtsZ.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

PALM изображения содержат информацию о молекуле счета и позиции внутри клетки, что позволяет детальный анализ распределения и расположения молекул белка-мишени, которую трудно достичь другими средствами. Ниже мы приводим меры предосторожности, которые должны быть приняты для извлечения точной количественной информации при сохранении биологической значимости PALM изображений. Мы также изучим информацию, которую можно получить, используя лучшие живые против фиксированных клеток. Наконец, мы предлагаем возможности для получения дополнительного супер-разрешение информацию о технике деления клеток.

Описанный выше метод был оптимизирован для создания точных образов PALM одним из следующих способов. Во-первых, мы характеризуются и оптимизировать функциональность гибридного белка, чтобы убедиться, что он служит надежным маркером Z-кольцевая структура 10. Во-вторых, мы доработаны выражение гибридного белка, так как над-и под-выражение результатовВ аберрантных формирования структуры 10,12,13. В-третьих, мы выбрали пороги для однозначного определения молекулы (шаг 4.1.5) на основе флуорофора photoblinking свойства 14. Photoblinking усложняет определение уникальные молекулы и несоблюдение приводит к overcounting отдельных молекул. Хотя overcounting не влияет на измерения измерениям, она усиливает абсолютных измерений плотности и может создать появление ложных кластеров. Все эти факторы должны быть тщательно учитывать при применении этого метода к другим белкам интерес.

Выбор живых или фиксированных камер для визуализации зависит от желаемой информации и пропускной способности. Онлайн-клеточной визуализации быстрый (30 с), но только отчеты о локализации (т.е. медленных) молекул. Как правило, это означает, что только мембрана-ассоциированных молекул наблюдается в живых клетках, в то время как фиксированные клетки обеспечивают информацию обо всех меченых молекул. Онлайн-клеточной визуализации пр.ovides высокого разрешения структурных размеров и морфологии, но не может предоставить точные измерения плотности молекул за счет движения отдельных молекул. Неподвижных изображений клетки могут обеспечить всю эту информацию, но требует низкого уровня активации УФ, так что уникальные молекулы могут быть идентифицированы. Это приводит к расширенной раз томография (> 15 мин). Кроме того, фиксация может вызвать структурные аберрации. Все эти факторы должны быть сбалансированы при выборе которого тип образца в использовании.

PALM метода мы описали предоставляет супер-разрешение деталей Z-кольцевую структуру, которую можно сравнить между различными штаммами, клеточного цикла, состояния и условий роста. Реализация последних технологических достижений может обеспечить дополнительное понимание в цитокинетического механизма Z-кольца. Например, введение астигматизма в обнаружении путь является самым простым способом добавить трехмерные возможности (~ 100 нм Z-разрешение) на оптические установки ILLUSTоценки на рисунке 1 15. Кроме того, одновременно изображения двух или более белков в то же время стал реалистичный вариант с быстрым появлением спектрально-различных фотоактивируемых флуоресцентных белков. Наконец, развитие флуоресцентный белок, который photoactivates в УФ-независимым способом позволит долгосрочного мониторинга из одной клетки, не вызывая повреждений ДНК, индуцированных 405 нм освещения.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Нет конфликта интересов объявлены.

Acknowledgements

Грант: 5RO1GM086447-02.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
50 x MEM Amino Acids Sigma M5550
100 x MEM Vitamins Sigma M6895
IPTG Mediatech 46-102-RF
16% Paraformaldehyde Electron Micrsocopy Sciences 15710-S
SeaPlaque GTG Agarose Lonzo 50111
50 nm Gold Beads Microspheres-Nanospheres 790113-010
FCS2 Imaging Chamber Bioptechs
Stage Adaptor ASI I-3017
Inverted Microscope Olympus IX71
1.45 NA, 60x Objective Olympus
IXON EMCCD Camera Andor Technology DU897E
488-nm Sapphire Laser Coherent
561-nm Sapphire Laser Coherent
405-nm CUBE Laser Coherent

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Buddelmeijer, N., Beckwith, J. Assembly of cell division proteins at the E. coli cell center. Curr. Opin. Microbiol. 5, 553-557 (2002).
  2. de Boer, P., Crossley, R., Rothfield, L. The essential bacterial cell-division protein FtsZ is a GTPase. Nature. 359, 254-256 (1992).
  3. Lutkenhaus, J. F., Wolf-Watz, H., Donachie, W. D. Organization of genes in the ftsA-envA region of the Escherichia coli genetic map and identification of a new fts locus (ftsZ). J. Bacteriol. 142, 615-620 (1980).
  4. Bi, E. F., Lutkenhaus, J. FtsZ ring structure associated with division in Escherichia coli. Nature. 354, 161-164 (1991).
  5. Erickson, H. P., Taylor, D. W., Taylor, K. A., Bramhill, D. Bacterial cell division protein FtsZ assembles into protofilament sheets and minirings, structural homologs of tubulin polymers. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 93, 519-523 (1996).
  6. Osawa, M., Anderson, D. E., Erickson, H. P. Reconstitution of contractile FtsZ rings in liposomes. Science. 320, 792-794 (2008).
  7. Li, Z., Trimble, M. J., Brun, Y. V., Jensen, G. J. The structure of FtsZ filaments in vivo suggests a force-generating role in cell division. Embo J. 26, 4694-4708 (2007).
  8. Betzig, E., et al. Imaging intracellular fluorescent proteins at nanometer resolution. Science. 313, 1642-1645 (2006).
  9. McKinney, S. A., Murphy, C. S., Hazelwood, K. L., Davidson, M. W., Looger, L. L. A bright and photostable photoconvertible fluorescent protein. Nat. Methods. 6, 131-133 (2009).
  10. Fu, G., et al. In-vivo FtsZ-ring structure revealed by Photoactivated Localization Microisocpy (PALM). Plos One. (2010).
  11. Huecas, S., et al. Energetics and geometry of FtsZ polymers: nucleated self-assembly of single protofilaments. Biophys. J. (2007).
  12. Ma, X., Ehrhardt, D. W., Margolin, W. Colocalization of cell division proteins FtsZ and FtsA to cytoskeletal structures in living Escherichia coli cells by using green fluorescent protein. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 93, 12998-13003 (1996).
  13. Dai, K., Lutkenhaus, J. The proper ratio of FtsZ to FtsA is required for cell division to occur in Escherichia coli. J. Bacteriol. 174, 6145-6151 (1992).
  14. Annibale, P., Vanni, S., Scarselli, M., Rothlisberger, U., Radenovic, A. Identification of clustering artifacts in photoactivated localization microscopy. Nat. Meth. 8, 527-528 (2011).
  15. Huang, B., Wang, W., Bates, M., Zhuang, X. Three-dimensional super-resolution imaging by stochastic optical reconstruction microscopy. Science. 319, 810-813 (2008).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Video Stats