多单位记录方法来描述蝗虫的神经活动(

Neuroscience

Your institution must subscribe to JoVE's Neuroscience section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

我们证明细胞外的多单元的记录技术中的前三个阶段的无脊椎动物的嗅觉路径表征气味诱发反应的变化。这些技术可以很容易地适应以及其他神经系统检查合奏活动。

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Saha, D., Leong, K., Katta, N., Raman, B. Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits. J. Vis. Exp. (71), e50139, doi:10.3791/50139 (2013).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

嗅觉检测和解释的许多生物的生存是至关重要的。值得注意的是,跨门类的物种都有着惊人的相似嗅觉系统在进化的时间1,化学传感,生物方法进行了优化。在昆虫的嗅觉系统,增味剂,转嗅觉受体神经元(ORN)的天线,这将化学刺激的动作电位的列车。从ORNs的感官输入,然后转发至触角叶(AL;类似于脊椎动物的嗅球结构)。在AL,神经表征气味采取的形式分布在歌舞团的主要神经元(PNS,也被称为投射神经元)2,3的时空放电模式。随后处理的AL输出由肯扬细胞(角质形成)在下游蘑菇体(MB),相关联的结构与嗅觉记忆和学习4,5。她的E,我们提出了电生理记录技术,在这些嗅觉电路的监控气味诱发的神经反应。

首先,我们提出一个单一的感受器记录的方法来研究人口的ORNs 6,7气味诱发反应。我们讨论使用生理盐水填充尖锐的玻璃吸管作为电极细胞外监控ORN反应。接下来,我们提出了一种方法来使用商业16通道的电极细胞外PN反应。类似的方法使用一个定制的8路双绞线四极管展示了肯扬细胞记录8。我们提供详细的实验装置,目前这些技术代表记录的痕迹。

Protocol

1。气味准备工作和实施

  1. 稀释在矿物油中的气味的解决方案(体积),以达到所需的浓度水平。存储一个20毫升的混合物,矿物油和的加臭剂,在60毫升的玻璃瓶。成的橡胶止动件(表19),一个从底部和其他从顶部插入两个注射器针头,以提供一个入口和一个出口管线。该橡胶塞密封的玻璃瓶中,并附加一个自定义设计的活性炭过滤器的入口线( 图1A)。
  2. 的碳过滤器是由使用两个6毫升注射器。切一半,丢弃的注射器的柱塞端。与棉和活性炭填充每个剩余的片前,将它们连接在一起使用热收缩管。
  3. 出口管线连接的气味瓶(使用聚油管,ID0.86 ​​毫米)到塑料管(的Nalgene FEP套管,ID5.8毫米)提供一个恒定的气流通过天线( 图1B
  4. 直接的碳 - 过滤,除湿后的空气(载气流量为0.75升/分钟),使用的塑料管内放置几个厘米蝗虫天线朝向蝗虫。
  5. 对于刺激气味,取代上述的气味在瓶中溶液的静态顶空恒定的体积(0.1升/分钟)。这是通过使用一个小型的泵(WPI,PV-820)注入等量的除湿后的空气进入瓶子。从气味瓶的蒸气被引导通过的气流管( 图1B)上的出口管线。
  6. 取出输送气味的气体,通过放置一个真空漏斗〜10厘米背后的蝗虫天线。

2。准备拍摄单感器的蝗虫天线

  1. 选择完全成熟的翅膀,不论男女,一个年轻的成年蝗虫,,但交配前阶段从拥挤的殖民地。为了抑制蝗虫,第一次截肢的腿。密封组织的粘合剂(Vetbond,3M)截肢网站。安全吨他蝗虫一个自定义的设计室搭着一小块电工胶带围绕其胸部( 图2A)。
  2. 在解剖显微镜下,使天线放置在蜡中的平台( 图2A),一个浅的凹槽。将天线放置入槽中,并使其稳定在两端的天线( 图2B;一个electrowaxer是用于熔化的蜡)使用蜡染蜡。
  3. 接地电极(氯化银线)插入到胸部(〜1厘米的距离,从头部)。使用蜡染蜡到两个密封切口部位和持有的接地线( 图2A)。

3。单感器监测记录到的气味诱发反应的嗅觉受体神经元(ORNs)

  1. 稳定的蝗虫天线放置在立体显微镜下(徕卡M205C)的振动隔离表(TMC)( 图3A)。请确保记录感器的基础是明确的光年可见( 图3B)。
  2. 使用微管拆卸器(萨特P-1000),制作玻璃电极(阻抗3-10MΩ时,充满了蝗虫盐水,齿顶圆直径1-3微米),使用高硼硅玻璃毛细管(外径1.2毫米,ID0.69毫米)。
  3. 玻璃电极放置到一个微量吸移管的保持器,其被安装到机动的微操纵器(萨特MP-285)。轻轻插入电极插入底座的感受器( 图3B)。需要注意的是每个感器可以包含3-50 ORNs在蝗虫10。
  4. 放大的信号(10000倍),使用一个AC放大器(草P-55)。过滤器0.3 -之间的信号为10.0 kHz和15 kHz的采样率( 图3D)数据采集系统(LabVIEW软件,PCI-MIO-16E-4数据采集卡,美国国家仪器公司)收购。

4。蝗虫触角叶和蘑菇体的录音解剖程序

  1. 关注的restraini的纳克第2.1节中描述的步骤。 图4A和 B所示的蝗虫在定制设计室的位置。
  2. 灌注生理盐水后,解剖过程中,建立一个蜡杯左右的蝗虫头。的蜡杯应该从正上方的口部,并超出围绕的两个天线之间的区域,如在图4C中所示的化合物的眼延伸。
  3. 为了让天线通过的蜡杯,使用塑料(聚乙烯)管材(5毫米长,ID0.86​​毫米),双方的小隧道。确保塑料管材,可通过滑动的蜡杯。实现,后者是通过使用紧密环绕的塑料管的橡胶垫圈,但被连接到的蜡杯形( 图4C)。
  4. 使用环氧树脂,附加的基础上的触角的塑料管的底端。此步骤可确保天线即使在周围的地方举行角质层除去。
  5. 保持从这时开始用生理盐水填充蜡杯。首先通过除去之间的两个天线(与前后轴对齐的矩形的长边)的中心的矩形区域。接着,在天线( 图4D)的基础上,而不会干扰的化合物的眼睛和角质层去除角质层在相邻区域。
  6. 用细镊子,轻轻地取下空气囊和大脑周围的脂肪体。在此步骤结束时,应该清楚地看到蝗虫大脑( 图4D)。请注意,这个过程中的的嗅觉信息(浅黄色色素沉着)的大脑区域位于两个天线之间。
  7. 在蝗虫肠道下方的大脑和身体长度的沿运行。为了防止潜在的不稳定准备的肠道运动,轻轻一拉肠,并把它用细剪刀。做一个小切口在腹部,以上的直肠,取出肠道的通过拉后肠粗钳。为了防止盐水泄漏,配合前腹部的切口部位的缝合线。
  8. 使用涂有一层薄薄的蜡,以提升大脑和稳定11 如图4D所示期间电生理薄的金属丝制成的一个小平台。
  9. 昆虫的大脑覆盖由一个薄的绝缘鞘,实验之前需要被移除。若要desheath大脑,轻轻地散布少量的一种酶(0.3-0.4毫克蛋白酶,Sigma Aldrich公司)的表面上使用细钳子9的大脑。 〜5-10秒的酶应用后,用生理盐水彻底冲洗大脑。使用超精细镊子轻轻捏,拉套,随后撕毁它打开了记录位置(AL和MB所示的图4E,F)。

5。多单元录音和触角叶蕈状体

  1. 放置的蝗虫制剂( 图5A),在立体显微镜下对隔振表下的悬臂支架暂停。
  2. 整个实验过程中保持恒定的盐水灌注率(约0.04升/小时)。使用氯化银线作为接地电极浸没在盐水充注蜡杯。
  3. PN录音,使用一个16通道的,硅探头(NeuroNexus技术,项目,中央与特区关系的TET-3MM-150-150-121-A16, 图5B)。每次实验前,电极电镀金实现在200〜300kΩ范围的阻抗。使用图7中所示的电路用于电镀。
  4. 定位电极靠近触角叶的表面,并轻轻地插入到使用手动微操纵器(WPI,M3301R)( 图5D)的组织。
  5. 在〜10μm的步骤推进电极。等待2-3分钟,在每一个步骤,并评估收购D信号质量。在一个理想的录制现场,将拿起细胞外信号由多个记录通道,将有一个高的信号噪声比(SNR> 3-5倍,噪音SDS)。
  6. 对于KC录音,使用一个定制的双绞线四极管( 图5C,一步一步的制作过程,在第6)。所讨论的,在步骤5.3,电镀这些电极。 KC胞体被限制的表面层的MB 8放置的MB的表面上( 图5E)的四极管。
  7. PN和KC录音可以同时从同一蝗虫制备,如在图5A中示意性地示出。
  8. 至少等待15分钟后,发现记录的位置,让稳定的电极。
  9. 收购在15千赫之间0.3-6千赫,过滤器,所有细胞外信号放大(10000次)使用的是16通道AC放大器(生物电子商店,加州理工学院,帕萨迪纳,CA)(图6A,B)。

6。 KC录音程序,使绞丝电极

  1. 要设计一个多单元的电极为KC录音,使用绝缘镍铬丝(RO800,0.0005“丝)8。
  2. 如果需要8个电极,然后包裹的导线周围的一块长10-15厘米的硬纸板4倍。纸板的端部可以用塑料管覆盖,以防止导线从切割边缘。虽然包装,确保有一点松弛,但保证线未拉紧。小心处理线,因为它打破容易。
  3. 一束导线合在一起在纸板的顶部,并用一条胶带(时间带,T-534-RP)保持在一起。切的股线在其另一端。删除钢绞线和组线切端,以及使用另一块的磁带。
  4. 使用滴度板振动筛(赛默飞世尔科技,型号4625Q),风绞合在一起(〜72转/分3分钟),以形成一个绞合线。录音股的底部可以夹在滴定板转子和顶部可以夹在一个繁荣的立场。卷绕时,导线应具有稍有懈怠,但不绷紧。
  5. 熔体的绝缘层,用热枪(韦勒6966C)坚持个人绞合在一起,形成一个单一的线。 3-4缓慢通行证(3-4秒)的线的长度上应该是足够的,以加热并熔化的绞合在一起。然后松开线的底部,并允许它放松。修剪线附近的两端取出磁带。
  6. 一端插入的导线通过一个5-6厘米长,玻璃毛细管(外径1.0毫米,编号0.58毫米)。取笑除了双绞线的一端,用细镊子,非常简要用火焰烧毁年底,除去包衣。这一步必须做仔细的电线暴露在火焰中的时间过长将导致股熔化和纠结。
  7. 轻轻分开8股的火烧端一个第二焊每股分别采用8引脚IC插座。外套的IC插座的顶部与环氧持有的股线和玻璃毛细管到位。还放置一小滴的环氧树脂,在其另一端的毛细管按住丝的地方( 图5C)。
  8. 最后,切割导线的前端在一个45度的角度与硬质合金剪刀从毛细管尖端约0.5厘米。

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

图3D中示出一个单一的ORN两种不同醇的气味诱发反应。根据记录位置(放置的电极)的多单元录音感器类型,可以实现的。

图6A中所示的原料外从AL记录波形。可以观察到的动作电位或尖峰的幅度变化,来自不同的PN,在此电压跟踪。虽然蝗虫触角叶投射神经元有兴奋和抑制神经元,唯一的PN生成钠尖峰,可以检测到细胞外3。这一观察表明,这里提出的多单元记录技术可用于选择性地监测的输出的触角叶电路,从而使蝗虫模型研究嗅觉编码一个有吸引力的无脊椎动物。

一个蘑菇体记录的一个例子示于

分离单个单元响应这些多单元录音,我们进行离线秒杀排序(最好的四通道)发布的软件实施:IGOR专业(Wavemetrics)12。 PN和KC尖峰分拣的实例示于图6C中 D,分别。

图1
图1。刺激气味。(A)的所有组件需要准备的气味瓶。 (B)从微微泵和从气味瓶气味输送管的出口连接的入口连接被示出。干空气的恒定流被用作载气流中,并且在实验过程中是冲着天线。


图2。蝗虫天线单感器录音的。的制备 (A)本蝗虫被放置在放置在肠道中的一个自定义的制造腔室的接地电极。 (B)所示的方法,以稳定的天线使用的蜡平台。

图3
图3。单感器的录音。(A)成立一个典型的记录。载气的混合物和气味的蒸汽被供给通过一个输送管。使用玻璃电极ORN记录动作电位。使用真空漏斗背后的天线位于交付气味分子被删除。 (B)放置电极,通过体视显微镜观察。箭头表示在基地的感器的玻璃电极头的放置。 (C)架构抽动,单感受器记录方法。 (D)的信息的胞外电压的痕迹,表示两个不同的气味(2 - 辛醇,1 - 己醇)反应的ORN。

图4
图4。蝗虫解剖过程。(A)的蝗虫定制设计的解剖设置为限制和定位。 (B)查看蝗虫的头以上。 (C)A的蜡杯是围绕解剖部位,让盐水灌注期间和之后,在解剖过程中,复眼和触角可以清楚地看到。 (D)暴露的蝗虫大脑(黄色色素的神经组织)。 A平台被置于下方的大脑所示稳定大脑。甲盐水灌注管连接到蜡杯。 (E)的示意图蝗虫的大脑。 (F)的放大图像后,蝗虫的大脑解剖清楚地显示出该地区的利益:的tennal叶(AL)和蘑菇体(MB)。触角(AN)神经轴突束从天线传输ORN动作电位的触角叶。

图5
图5。多单元录音从触角叶和蘑菇体(A)的示意性示出的记录的配置和气味传递设置。 (B)16通道NeuroNexus用于PN录音的记录电极所示。 (C)左面板,自定义8通道扭曲的电极丝。右面板中,电极头和导线的IC插座的连接如图所示。 (D)放置电极在AL 16通道的记录。只有底部的四个电极在每个柄部被插入到组织中。 (F)的双绞线中的表面的MB层为KC录音电极的位置。


图6。触角叶(AL)和一个蘑菇体(MB)的记录的代表结果。 (A)外的原料从一个多单元的AL跟踪记录显示。在一段时间内的灰色框表示一个4秒的气味脉冲。 (B)相似的情节,显示原始的KC反应的气味。 (C)一个例子的PN秒杀排序。胞外从四个独立的通道的多通道电极的波形示出可用于所有扣球事件从一个单一的PN产生。个人事件(黑色),平均(红色),和标准差(蓝色)被示为两个单元。突出的高维PN事件表示(3毫秒的信号连接所有四个电极的电流通过180维向量)到线连接他们的手段获得的直方图。被认为是一个很好的隔离特德单元,除了在这种情况下,一个双峰分布与聚类中心的至少5倍的噪声SD预计为每一个对同时记录单元12的 。 (D)KC秒杀排序的例子。

图7
图7。电镀设置:一幅图片的实际设置上面所示的电路示出的不同组件之间的连接。简言之,3 Hz方脉冲(5V振幅)从一个函数发生器(MCP,SG 1639A)用于栅极的刺激隔离器(WPI,A365),然后提供5μA的电流的电极阻抗的测试仪(BAK电子,IMP- 2)。阻抗测试仪可以进行操作,以测试电极的阻抗,或从刺激隔离器允许电流脉冲被施加到所述电极镀金。在这两种情况下,多单元电极保持即时mersed在一个含有金溶液的电镀。一个开关允许的电极通道的选择是镀金的。

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

大多数感官刺激,唤起组合分布在歌舞团的神经元的反应。因此,同时监控多神经元活动是有必要了解如何刺激特定的信息在大脑中的神经回路表示和处理。在这里,我们已经证明细胞外多单位记录技术的气味诱发反应的特点前三加工中心以及昆虫嗅觉通路。我们注意到,这里所介绍的技术已嗅觉编码的以前的研究中使用的一些,并成为一个标准的实践在此字段中3,6,13-17。相结合的技术,这里可以开发一个系统的方法来研究无脊椎动物的嗅觉系统的设计和计算原则。在这里,我们必须认识到由吉尔·洛朗,马克Stopfer,和他们的同事2,3,8,9,13,16,18-21这些approa,谁率先开创性的贡献CHES揭示和阐明的嗅觉编码的一些基本原则。

最后,值得一提的是,光学技术也被成功地用于研究整体活动在昆虫嗅觉电路22-27。虽然这些光学技术是有利的,当我们的目标是在大量的神经元,同时监测神经活动,电生理技术仍然是'黄金标准'时的个别动作电位的检测所需的。

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

没有利益冲突的声明。

Acknowledgements

作者想感谢以下为这项工作提供资金:大方的启动资金从生物医学工程系,美国华盛顿大学,麦中心系统神经科学经费,办公室美国海军研究资助(批准编号:N000141210089)到BR

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Electrophysiology Equipment
A.C. amplifier GRASS Model P55 for single sensillum recordings
Audio monitor (model 3300) A-M Systems 940000
Custom-made 16 channel pre-amplifier and amplifier Cal. Tech. Biology Electronics Shop for AL and MB recordings
Data acquisition unit National Instruments BNC-2090
Fiber optic light WPI SI-72-8
Light source 115 V WPI NOVA
Manual micromanipulator WPI M3301R for locust brain recordings
Stereomicroscope1 on boom stand Leica M80 for locust brain recordings
Stereomicroscope2 Leica M205C for single sensillum recordings
Vibration-isolation table TMC 63-500 series
Motorized micromanipulator Sutter Instruments MP285/T
Oscilloscope Tektronix TD2014B
Electrodes/Construction Tools
16-channel electrode NeuroNexus A2x2-tet-3mm-150-121 for antennal lobe recordings
Borosilicate capillary tubes with filament, ID 0.69 mm Sutter Instruments BF120-69-10 for making glass electrodes
Micropipette puller Sutter Instruments P-1000
Function generator Multimeter Warehouse SG1639A for gold-plating electrodes
Gold plating solution (non cyanide) SIFCO Industries NC SPS 5355
Impedance tester BAK Electronics Inc. IMP-2 for gold-plating electrodes
Switch rotary Electroswitch C7D0123N for gold-plating electrodes
Pulse isolator WPI A365 for gold-plating electrodes
Q series electrode holder Warner Instruments 64-1091
Silver wire 0.010" diameter A-M Systems 782500 ground electrode
8 pin DIP IC socket Digikey ED90032-ND
Borosilicate capillary tubes with filament, ID 0.58 mm Warner Instruments 64-0787
Heat gun Weller 6966C
Rediohm-800 wire Kanthal Precision Technologies PF002005
Titer plate shaker Thermo Scientific 4625Q twisting wires
Carbide scissors, 4.5" Biomedical Research Instr 25-1000 for cutting twisted tetrode wires
Fine point tweezers HECO 91-EF5-SA for teasing tetrode wires apart
Odor Delivery
6 ml syringe Kendall 1180600777 for custom designed activated carbon filter
Brown odor bottles Fisher 08-912-165
Charcoal BuyActivatedCharcoal.com GAC-48C
Desiccant Drierite 23005
Drierite gas drying jar Fischer Scientific 09-204
Heat shrink tubing 3M EPS-200 odor filter preparation
Hypodermic needle aluminum hub, gauge 19 Kendall 8881-200136 for providing inlet and outlet lines for odor bottles
Mineral oil Mallinckrodt Chemicals 6357-04 for odor dilution
Nalgene plastic tubing, 890 FEP Thermo Scientific 8050-0310 for carrier gas delivery
Pneumatic picopump WPI sys-pv820 for odor delivery
Polyethylene tubing ID 0.86 mm Intramedic 427421 for odor bottle outlet connections and saline profusion tubing
Stoppers Lab Pure 97041 for sealing odor bottles
Time tape PDC T-534-RP
Tubing luer Cole-Parmer 30600-66
Vacuum tube McMaster-Carr 5488K66
Preparation/Dissection
100 x 15 mm petri dish VWR International 89000-304
18 AWG copper stranded wire Lapp Kabel 4510013
22 AWG stranded hookup wire AlphaWire 1551 brain platform
Batik wax Jacquard 7946000
Dental periphery Wax Henry-Schein Dental 6652151
Electrowaxer Almore International 66000
Epoxy, 5 min Permatex 84101
Hypodermic needle aluminum hub Kendall 8881-200136
Protease from Streptomyces griseus Sigma-Aldrich P5147 for desheathing locust brain
Suture thread non-sterile Fisher NC9087024 for tying the abdomen after gut removal
Vetbond 3M 1469SB for sealing amputation sites
Dumont #1 forceps (coarse) WPI 500335
Dumont #5 titanium forceps (fine) WPI 14096
Dumont #5SF forceps (super-fine) WPI 500085 desheathing locust brain
10 cm dissecting scissors WPI 14393 for removing legs and wings
Vannas scissors (fine) WPI 500086 for removing cuticle, cutting the foregut
Saline Profusion
Extension set with rate flow regulator Moore Medical 69136 for regulating saline flow
IV administration set with Y injection site Moore Medical 73190 for regulating saline flow

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Ache, B. W., Young, J. M. Olfaction: diverse species, conserved principles. Neuron. 48, 417-430 (2005).
  2. Laurent, G., Wehr, M., Davidowitz, H. Temporal representations of odors in an olfactory network. Journal of Neuroscience. 16, 3837-3847 (1996).
  3. Stopfer, M., Jayaraman, V., Laurent, G. Odor identity vs. intensity coding in an olfactory system. Neuron. 39, 991-1004 (2003).
  4. Steven de Belle, J., Heisenberg, M. Associative odor learning in Drosophila abolished by chemical ablation of mushroom bodies. Science. 263, 692-695 (1994).
  5. Cassenaer, S., Laurent, G. Conditional modulation of spike-timing-dependent plasticity for olfactory learning. Nature. 482, 47-52 (2012).
  6. Hallem, E. A., Carlson, J. R. Coding of odors by a receptor repertoire. Cell. 125, 143-160 (2006).
  7. Raman, B., Joseph, J., Tang, J., Stopfer, M. Temporally diverse firing patterns in olfactory receptor neurons underlie spatiotemporal neural codes for odors. Journal of Neuroscience. 30, 1994-2006 (2010).
  8. Perez-Orive, J., et al. Oscillations and sparsening of odor representations in the mushroom body. Science. 297, 359-365 (2002).
  9. Naraghi, M., Laurent, G. Odorant-induced oscillations in the mushroom bodies of the locust. The Journal of Neuroscience. 14, 2993-3004 (1994).
  10. Ochieng, S. A., Hallberg, E., Hansson, B. S. Fine structure and distribution of antennal sensilla of the desert locust, Schistocerca gregaria (Orthoptera: Acrididae). Cell and Tissue Research. 291, 525-536 (1998).
  11. Burrows, M., Laurent, G. Synaptic Potentials in the Central Terminals of Locust Proprioceptive Afferents Generated by Other Afferents from the Same Sense Organ. Journal of Neuroscience. 13, 808-819 (1993).
  12. Pouzat, C., Mazor, O., Laurent, G. Using noise signature to optimize spike-sorting and to assess neuronal classification quality. Journal of Neuroscience Methods. 122, 43-57 (2002).
  13. Mazor, O., Laurent, G. Transient dynamics versus fixed points in odor representations by locust antennal lobe projection neurons. Neuron. 48, 661-673 (2005).
  14. Christensen, T. A., Pawlowski, V. A., Lei, H., Hildebrand, J. G. Multi-unit recordings reveal context dependent modulation of synchrony in odor-specific neural ensembles. Nature Neuroscience. 3, 927-931 (2000).
  15. Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae. J. Vis. Exp. (36), e1725 (2010).
  16. Geffen, M. N., Broome, B. M., Laurent, G., Meister, M. Neural Encoding of Rapidly Fluctuating Odors. Neuron. 61, 570-586 (2009).
  17. Ito, I., Ong, R. C., Raman, B., Stopfer, M. Sparse odor representation and olfactory learning. Nature Neuroscience. 11, 1177-1184 (2008).
  18. Laurent, G. Olfactory network dynamics and the coding of multidimensional signals. Nature Review Neuroscience. 3, 884-895 (2002).
  19. Brown, S. L., Joseph, J., Stopfer, M. Encoding a temporally structured stimulus with a temporally structured neural representation. Nature Neuroscience. 8, 1568-1576 (2005).
  20. MacLeod, K., Laurent, G. Distinct mechanism for synchronization and temporal patterning of odor-encoding neural assemblies. Science. 274, 976-979 (1996).
  21. Wehr, M., Laurent, G. Relationship between afferent and central temporal patterns in the locust olfactory system. The Journal of Neuroscience. 19, 381-390 (1999).
  22. Moreaux, L., Laurent, G. Estimating firing rates from calcium signals in locust projection neurons in vivo. Frontiers in Neural Circuits. 1, 1-13 (2007).
  23. Galizia, C. G., Joerges, J., Kuttner, A., Faber, T., Menzel, R. A semi-in-vivo preparation for optical recording of the insect brain. Journal of Neuroscience Methods. 76, 61-69 (1997).
  24. Galan, R. F., Sachse, S., Galizia, C. G., Hez, A. V. M. Odor-driven attractor dynamics in the antennal lobe allow for simple and rapid olfactory pattern classification. Neural Computation. 16, 999-1012 (2004).
  25. Kuebler, L. S., Schubert, M., Karpati, Z., Hansson, B. S., Olsson, S. B. Antennal Lobe Processing Correlates to Moth Olfactory Behavior. Journal of Neuroscience. 32, 5772-5782 (2012).
  26. Silbering, A. F., Bell, R., Galizia, C. G., Benton, R. Calcium Imaging of Odor-evoked Responses in the Drosophila Antennal Lobe. J. Vis. Exp. (61), e2976 (2012).
  27. Skiri, H. T., Galizia, C. G., Mustaparta, H. Representation of Primary Plant Odorants in the Antennal Lobe of the Moth Heliothis virescens Using Calcium Imaging. Chemical Senses. 29, 253-267 (2004).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics