Multi-единицы Запись методы для характеристики нейронной активности в Locust (

Neuroscience

Your institution must subscribe to JoVE's Neuroscience section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Мы демонстрируем изменения внеклеточного многоквартирных техника съемки, чтобы охарактеризовать запах вызывал ответ в течение первых трех этапах беспозвоночных обонятельных путей. Эти методы могут быть легко адаптированы для изучения ансамбля деятельность в других нейронных систем.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Saha, D., Leong, K., Katta, N., Raman, B. Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits. J. Vis. Exp. (71), e50139, doi:10.3791/50139 (2013).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Обнаружение и интерпретация обонятельные сигналы имеют решающее значение для выживания многих организмов. Примечательно, что виды на филы были поразительно похожи обонятельной системы предполагая, что биологический подход к химической зондирования была оптимизирована в течение эволюционного времени 1. В насекомого обонятельной системы, отдушки трансдуцированных обонятельными рецепторами нейронов (ORN) в антенне, которые преобразуют химические раздражители в поездах потенциалов действия. Сенсорный ввод с ORNs затем передаются на усиков доли (AL; структуру, аналогичную позвоночных обонятельные луковицы). В AL, нейронных представлений для запаха в форме пространственно-временной модели стрельбы распределены по ансамблей основных нейронов (векселей; также называют проекцией нейронов) 2,3. Выход AL впоследствии обработанные клетки Кеньон (КЦ) в нижнем тело гриба (MB), структуры, связанной с обонятельной памяти и обучения 4,5. Еее, мы представляем электрофизиологические методы записи для мониторинга запах вызывал нервных реакций в этих обонятельных схемы.

Во-первых, мы представляем один метод записи сенсиллы для изучения запахов вызванных ответов на уровне популяций ORNs 6,7. Мы обсудим использование солевого раствора заполнены заостренные стеклянных пипеток в качестве электродов для мониторинга внеклеточно ORN ответов. Далее мы представляем метод внеклеточно мониторинг PN ответы с помощью коммерческого 16-канальный электрод 3. Аналогичный подход с использованием заказных 8-канальный витая тетрод продемонстрировали Kenyon клетки записей 8. Мы предлагаем детали нашей экспериментальной установки и настоящим представителем записи следов для каждого из этих методов.

Protocol

1. Подготовка запах и доставки

  1. Развести запаха решений в минеральном масле по объему для достижения желаемого уровня концентрации. Храните 20 мл смеси минерального масла и одоранта в 60 мл стеклянную бутылку. Вставьте две иглы шприца в резиновую пробку (манометрическое 19), один снизу, а другой сверху, чтобы обеспечить вход и выход линии. Закройте стеклянную бутылку с резиновой пробкой и прикрепить специально разработанный фильтр с активированным углем на входе линии (рис. 1А).
  2. Угольный фильтр осуществляется с помощью двух 6 шприцов мл. Разрежьте пополам шприцы и выбросить плунжера конца. Заполните каждый из оставшихся частей с хлопком и активированного угля перед подключением их вместе с помощью термоусадочной трубки.
  3. Подключить линии выхода запах бутылку (с использованием полиэтиленовых труб, ID 0,86 мм) в пластиковой трубки (Nalgene FEP труб, ID 5,8 мм), что обеспечивает постоянный поток воздуха через антенны (рис. 1б
  4. Прямая углерод-фильтром, осушенный воздух (газ-носитель; расход, 0,75 л / мин) в сторону саранчи с помощью пластиковой трубки помещены в течение нескольких см от саранчи антенны.
  5. Для стимуляции запах, сворачивайте постоянного объема (0,1 л / мин) от статического пространство над запах раствора в бутылке. Это достигается путем введения равное количество осушенный воздух в бутылку, используя Pico-насос (WPI, PV-820). Пары от запаха бутылки направляются через выходную линию на трубе воздушный поток (рис. 1б).
  6. Снимите доставлен паров запахов, создав вакуум воронку ~ 10 см за саранчой антенны.

2. Подготовка Locust антенна для однократной записи сенсиллы

  1. Выберите молодых и взрослых саранчи обоего пола с полностью выросли крылья, но до спаривания этапе от переполненных колоний. Чтобы сдержать саранчи, в первую ампутировать ноги. Печать ампутации сайтов с ткани клеем (Vetbond, 3M). Безопасные тОн саранчи в специально созданных камерой с помощью небольшой кусок изоленты вспыхнут вокруг своей грудной клетки (рис. 2A).
  2. Под микроскопом рассечение, сделать мелкий паз в воск платформы (рис. 2A) для размещения антенны. Установить антенну в паз и стабилизировать его с помощью батик воск на двух концах антенны (рис. 2В; electrowaxer используется для плавления воска).
  3. Вставьте заземляющий электрод (хлорированном серебряной проволоки) в грудной клетке (~ 1 см от головы). Используйте батик воск, как для герметизации разреза и удерживать провод заземления на месте (рис. 2A).

3. Однократной записи сенсиллы по контролю Запах-вызванных ответов от обонятельных нейронов рецептора (ORNs)

  1. Поместите стабилизировалась саранчи антенны под стереомикроскопом (Leica M205C) на столе виброизоляции (TMC) (рис. 3А). Убедитесь, что база записи сенсиллы ясноют видимой (рис. 3В).
  2. С помощью микропипетки съемник (Саттер Р-1000) для изготовления стеклянных электродов (сопротивление 3-10 МОм при заполнении саранчи солевой 9, диаметром кончика 1-3 мкм) с использованием боросиликатного стекла капиллярная трубка (диаметр 1,2 мм, 0,69 мм ID).
  3. Поместите стеклянный электрод в микропипетки держатель, который крепится к моторизованным микроманипулятора (Sutter MP-285). Аккуратно вставить электрод в базе сенсиллы (рис. 3В). Заметим, что каждый сенсиллы может содержать 3-50 ORNs в саранча 10.
  4. Усиление сигнала (10000 раз) с помощью усилителя переменного тока (Grass P-55). Фильтр сигнала между 0,3 - 10,0 кГц и приобрести на 15 кГц частотой дискретизации (рис. 3D) с использованием системы сбора данных (LabView, PCI-MIO-16E-4 DAQ карты, National Instruments).

4. Locust Dissection Порядок усиков доли и записей теле гриба

  1. Следуйте restrainiнг процедуры, как описано в разделе 2.1. Установите саранчи в специально разработанных камеры, как показано на рисунке 4A и B.
  2. Чтобы заливать солевые во время и после процедуры вскрытия, построить воск чашку вокруг саранчи голову. Воск чашка должна начинаться чуть выше устья частей, и выходят за рамки сложных глаз охватывает область между двумя антеннами, как показано на рисунке 4С.
  3. Для того чтобы антенна проходит через воск чашки, создают небольшие туннели с обеих сторон с использованием пластиковых (полиэтилен) трубы (5 мм, 0,86 мм ID). Убедитесь, что пластиковая трубка может скользить через воском чашку. Последнее достигается с помощью резиновой прокладкой, плотно оборачивается вокруг пластиковой трубки, но прикреплена к восковой чашки (рис. 4в).
  4. Использование эпоксидной смолы, приложите основание антенны на нижнем конце пластиковой трубы. Этот шаг гарантирует, что антенны удерживаться на месте даже после того, как окружающиекутикула удаляется.
  5. Держите воск кубок, наполненный солевым раствором 9 от этого момента. Начните с удаления центральной прямоугольной области между двумя антеннами (длинная сторона прямоугольника в соответствие с передне-задней оси). Затем удалите кутикулу в соседних регионах, не нарушая сложные глаза и кутикулу у основания антенны (рис. 4D).
  6. Использование тонких щипцов, осторожно удалите воздушные мешки и жира тела, окружающей мозг. В конце этого шага, саранча мозга должно быть четко видно (рис. 4D). Обратите внимание, что области мозга, которые обрабатывают обонятельной информации (светло-желтая пигментация) расположен между двумя антеннами.
  7. В саранчи кишечник проходит ниже мозга и вдоль тела. Для предотвращения движения кишечника от потенциально дестабилизирующих подготовки, осторожно потяните кишки и вырезать его с помощью тонких ножниц. Сделайте небольшой надрез в брюшной полости тольковыше прямой кишки и удалить кишечник, потянув за заднюю кишку с грубыми щипцами. Для предотвращения утечки солевого, связать живот сразу перед разрезом сайт с швом нитями.
  8. Используйте небольшой платформе изготовлены из тонкой проволоки, покрытой тонким слоем воска, чтобы поднять мозга и стабилизировать его 11 во время электрофизиологии как показано на рисунке 4D.
  9. Насекомое мозга покрыты тонким изолирующую оболочку, которая должна быть удалена перед экспериментами. Для desheath мозга, мягко распространяться небольшое количество фермента (0.3-0.4 мг протеазы, Sigma Aldrich) на поверхности мозга с помощью тонких щипцов 9. После ~ 5-10 с фермента приложений, промыть мозг полностью с физиологическим раствором. Использование супер-тонкий пинцет очень осторожно зажимать и тянуть оболочку и затем разорвать ее открыть на запись местах (AL и МБ; показано на рисунке 4E, F).

5. Multi-единицы Записи из усиков доли иГриб тела

  1. Поместите саранчи подготовки (рис. 5А) под стереомикроскопом отстранен от бума стенд на столе изоляции вибрации.
  2. Поддерживайте постоянную скорость перфузии солевым (около 0,04 л / ч) на протяжении всего эксперимента. Используйте хлорированном серебряной проволоки погружен в заполненные физиологическим раствором воска чашку в качестве основного электрода.
  3. Для записи PN используется 16-канальный кремниевый зонд (NeuroNexus Technologies, пункт № A2x2-тет-3мм-150-150-121-A16, рис 5B). Перед каждым экспериментом, гальванизировать электроды с золотом для достижения сопротивления в 200-300 кОм. С помощью схемы, показанной на рисунке 7 для гальваники.
  4. Поместите электрод близко к поверхности усиков доли и аккуратно вставьте его в ткани с помощью ручного микроманипулятора (WPI, M3301R) (рис. 5D).
  5. Переход электрода в ~ 10 мкм шаги. Подождите 2-3 минут на каждом шагу и оценки приобретаютD качество сигнала. В идеальном сайте записи, внеклеточные сигналы будут подобраны несколько каналов записи и будет иметь высокое отношение сигнал-шум (SNR> 3-5 раза шума SDS).
  6. Для записи KC, используют заказные витой провод тетрода (рис. 5C, шаг за шагом, изготовление процедура представлена ​​в разделе 6). Гальванического эти электроды, как описано в пункте 5.3. Поместите тетрод на поверхность MB (Рис. 5E), как KC somata ограничивается поверхностным слоем MB 8.
  7. Оба PN и KC записи могут быть сделаны одновременно с подготовкой саранчи же, как схематически показано на рисунке 5а.
  8. Подождите не менее 15 минут после нахождения место съемки, чтобы стабилизация электродов.
  9. Приобретать все внеклеточные сигналы на частоте 15 кГц, фильтр между 0.3-6 кГц, и усилить (10000 раза), используя 16-канальный усилитель переменного тока (биология магазин электроники, Калифорнийский технологический институт, Пасадена, Калифорния) (Рисунок 6а, б).

6. Процедуры для витой Сварочная проволока для записи KC

  1. Чтобы создать многоквартирных электродов для записи KC, используйте изолированный провод никеля хрома (RO800, 0,0005 "нити) 8.
  2. Если восемь электродов желаемого затем обернуть проволоку вокруг 10-15 см в длину кусок картона в 4 раза. Концы картона может быть покрыта пластиковой трубки, чтобы предотвратить края от резки проволоки. В то время как упаковка, убедитесь, что есть немного вялый, но убедитесь, что провода не натянуты. Обращайтесь с проводом тщательно, как он легко ломается.
  3. Букет провода вместе в верхней части картона и использовать кусок ленты (лента времени, Т-534-RP), чтобы держать их вместе. Разрежьте нити на другом конце. Снимите жилы и группа провода на срез, а с помощью другой кусок ленты.
  4. Использование титр шейкере (Thermo Scientific, модель 4625Q), ветер нити вместе (~ 72 об / мин в течение 3мин) с образованием одной витой проволоки. В нижней части лентой нити можно закрепить на роторе пластины титров и верхнюю можно закрепить к буму стенде. В процессе намотки, провод должен иметь немного вялый, но не быть натянута.
  5. Растопить изоляцию вместе с тепловой пушкой (Weller 6966C) придерживаться отдельные пряди вместе и образуют единый провод. 3-4 медленных проходов (3-4 сек каждый) по всей длине провода должно быть достаточно, чтобы нагреть и соединить нити вместе. Затем отпустите провод от дна и дайте ему отдохнуть. Обрезать провода рядом с концами, чтобы удалить ленту.
  6. Вставьте один конец провода через 5-6 см длиной, стекло капиллярная трубка (диаметр 1,0 мм, 0,58 мм ID). Tease, кроме витой провод на одном конце с помощью тонкой пинцет и удалите покрытие на очень кратко поджог конца с помощью пламени. Этот шаг должен быть выполнен тщательно, подвергая провод к пламени слишком долго будет вызывать нити таять и клубок.
  7. Аккуратно отделить от 8 нитей на пылали концай пайки каждую прядь отдельно в 8-контактный разъем IC. Пальто верхней части IC розетка с эпоксидным держать нити и стеклянный капилляр на месте. Также поместите небольшую каплю эпоксидной на другом конце капилляра провести провода в месте (рис. 5С).
  8. Наконец, обрежьте кончик проволоки на угол 45 градусов с карбидом ножницами около 0,5 см от капиллярной чаевых.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Запах, вызвала реакцию одного ORN к двум различным спирты показано на рисунке 3D. В зависимости от записи месте (сенсилл типа, размещение электродов) многоквартирных записи могут быть достигнуты.

Сырье внеклеточной сигнал от записи AL показано на рис 6А. Потенциалы действия или шипами различной амплитуды, происходящих из различных сетей портов можно наблюдать в этом напряжении следа. Несмотря на то, саранча усиков имеет доли возбуждающих нейронов проекции и тормозных нейронов местные, только векселя генерировать натрия шипы, которые могут быть обнаружены внеклеточно 3. Это наблюдение позволяет предположить, что многоквартирного техника съемки, представленные здесь может быть использован для выборочного контроля на выходе антенны схем доли, в результате чего саранча привлекательной моделью для изучения беспозвоночных обонятельные кодирования.

Например гриба регистрирующий орган показано в

Чтобы выделить одну единицу ответов от этих многоквартирных записи, мы провели автономном шипованные сортировки (с лучшими четырех каналов), используя опубликованные программного обеспечения, реализованного в IGOR Pro (Wavemetrics) 12. Примеры сортировки PN и KC шипованные показаны на рис 6C и D, соответственно.

Рисунок 1
Рисунок 1. Запах стимуляции. (A) Все компоненты, необходимые для подготовки запах бутылку показано. (B) на входе в связи с пико-насос и выходе соединения с запахом бутылка с трубкой доставки запах показано. Постоянный поток осушенного воздуха используется в качестве потока газа-носителя и направлена ​​на антенны во время экспериментов.


Рисунок 2. Подготовка саранчи антенны для одной записи сенсиллы. (A) саранча находится в заказ камере с боковой электрод помещается в кишечнике. (B) метод для стабилизации антенны, используя воск платформы показано на рисунке.

Рисунок 3
Рисунок 3. Одноместный записи сенсиллы. (A) типичная запись создана. Смесь газа-носителя и запах пара подается через поставку труб. Потенциалов ORN действия записываются с использованием стеклянного электрода. Поставляются пахучих веществ удаляются с помощью вакуумного воронки расположены прямо за антенной. (B) размещения электродов, как видно через стереомикроскопа. Стрелки указывают на размещение кончика стеклянного электрода на базе сенсиллы. (C) схемытик единый подход записи сенсиллы. (D) Raw внеклеточной следы напряжения показывает ответы ORN к двум различным запахам (2-октанол и 1-гексанола).

Рисунок 4
Рисунок 4. Locust рассечение процедуры. (A) саранча сдерживается и расположены в специально разработанных рассечение установки, как показано на рисунке. (B) Вид саранчи голову выше. Оба сложные глаза и усики хорошо видно (C) воск чашку построен вокруг вскрытие сайт, чтобы солевой перфузии во время и после вскрытия процесса. (D) подвергается саранчи мозга показали (желтый пигмент нервной ткани). Платформа находится под мозгом, как показано для стабилизации мозга. Солевой трубки перфузии прикреплен к воском чашку. (E) схема саранчи мозга. (F) увеличенное изображение саранчи мозга после вскрытия, ясно показывающая регионах, представляющих интерес:tennal долей (AL) и тела грибов (МБ). Усиков нерва () содержит пучки аксонов, которые передают ORN потенциалы действия от антенны до антенны доли.

Рисунок 5
Рисунок 5. Multi-блок записи из усиков доли и грибов тела. (A) схема, показывающая конфигурацию записи и настройки запах доставки. (B) 16-канальной записи NeuroNexus электрода используется для PN записи показан. (C) Левая панель, на заказ 8-канальный витая электродной проволоки показано. Правая панель, конец электрода и подключения проводов к разъему IC показано. (D) Размещение 16-канальной записи электрода в AL. Только нижняя четырех электродов в каждом хвостовиком вставляют в ткань. (F) Размещение витой электродной проволокой в ​​поверхностных слоях Мб для KC записи показан.


Рисунок 6. Представитель результаты усиков доли (AL) и грибов тела (MB) записи. (A) сырья внеклеточной след от многоквартирных AL записи показано на рисунке. Запах импульса 4 сек была применена во время срока, указанного в сером поле. (B) Похожие сюжета, но показывающий сырья KC ответы на запах. (C) пример сортировки PN шип. Внеклеточных сигналов от четырех независимых каналов многоканального электрода показаны пики для всех событиях, связанных с одним PN. Отдельные события (черный), средний (красный) и СД (синие) показаны как для клеток. Гистограммы получить проектирование многомерных PN события представлений (180 мерные вектор, полученный путем объединения 3 мс сигналы от всех четырех электродов) на линии, соединяющей их средства. Чтобы считаться хорошо IsolaТед единицы, так как в этом случае бимодального распределения центров кластеров по крайней мере в пять раз больше шума SD друг от друга, как ожидается, для каждой пары одновременно записывать клеток 12. (D) пример сортировки KC шип показано на рисунке.

Рисунок 7
Рисунок 7 гальванических создана. Схема, показывающая связь между различными компонентами показано выше картину фактической установки. Вкратце, 3 Гц прямоугольных импульсов (5В амплитуды) от функции генератора (MCP, SG 1639A) используется для ворот стимул изолятор (WPI, A365), который затем доставляет 5 мкА тока на электроде тестер сопротивления (БАК Electronics, IMP- 2). Сопротивление тестер может работать либо проверить сопротивление электрода или разрешить импульсы тока от стимула изолятора, которые должны применяться к электроду для золотым напылением. В обоих случаях многоквартирных электрод хранится импогруженных в гальванических также содержащих золото решения. Переключатель позволяет выбрать электрод канал, чтобы быть позолоченными.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Большинство сенсорные раздражители вызывают комбинаторных ответов, которые распределены по ансамбли нейронов. Таким образом, одновременный мониторинг нескольких нейронной активности необходимо понять, как стимул конкретной информации представлены и обработаны с помощью нейронных цепей в мозгу. Здесь мы продемонстрировали внеклеточной многоквартирных записи методов для характеристики запаха вызванных ответов на первые три процессинговых центров по насекомых обонятельные пути. Отметим, что методы, представленные здесь, были использованы в ряде предыдущих исследований на обонятельные кодирования и становится стандартной практикой в этой области 3,6,13-17. Комбинируя методы, представленные здесь, можно разработать подход системы к изучению дизайна и компьютерной принципы беспозвоночных обонятельной системы. Здесь мы должны признать, семенных вклад Жиль Лоран, Марк Stopfer и их коллеги 2,3,8,9,13,16,18-21, которые были пионерами этих подхоЧес выявить и осветить несколько основополагающих принципов обонятельные кодирования.

Наконец, стоит отметить, что оптические методы также успешно используется для изучения активности в ансамбле насекомых обонятельные схемы 22-27. Хотя эти оптические методы выгодно, когда целью является одновременно контролировать нейронной активности на большое количество нейронов, электрофизиологических методов по-прежнему являются «золотым стандартом» при обнаружении индивидуальных потенциалов действия желательно.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Нет конфликта интересов объявлены.

Acknowledgements

Авторы хотели бы поблагодарить за финансирование этой работы: щедрое запуска средства из кафедрой биомедицинской инженерии в Университете Вашингтона, McDonnell центр неврологии системы грантов, Управление военно-морских исследований Грант (Grant #: N000141210089) в BR

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Electrophysiology Equipment
A.C. amplifier GRASS Model P55 for single sensillum recordings
Audio monitor (model 3300) A-M Systems 940000
Custom-made 16 channel pre-amplifier and amplifier Cal. Tech. Biology Electronics Shop for AL and MB recordings
Data acquisition unit National Instruments BNC-2090
Fiber optic light WPI SI-72-8
Light source 115 V WPI NOVA
Manual micromanipulator WPI M3301R for locust brain recordings
Stereomicroscope1 on boom stand Leica M80 for locust brain recordings
Stereomicroscope2 Leica M205C for single sensillum recordings
Vibration-isolation table TMC 63-500 series
Motorized micromanipulator Sutter Instruments MP285/T
Oscilloscope Tektronix TD2014B
Electrodes/Construction Tools
16-channel electrode NeuroNexus A2x2-tet-3mm-150-121 for antennal lobe recordings
Borosilicate capillary tubes with filament, ID 0.69 mm Sutter Instruments BF120-69-10 for making glass electrodes
Micropipette puller Sutter Instruments P-1000
Function generator Multimeter Warehouse SG1639A for gold-plating electrodes
Gold plating solution (non cyanide) SIFCO Industries NC SPS 5355
Impedance tester BAK Electronics Inc. IMP-2 for gold-plating electrodes
Switch rotary Electroswitch C7D0123N for gold-plating electrodes
Pulse isolator WPI A365 for gold-plating electrodes
Q series electrode holder Warner Instruments 64-1091
Silver wire 0.010" diameter A-M Systems 782500 ground electrode
8 pin DIP IC socket Digikey ED90032-ND
Borosilicate capillary tubes with filament, ID 0.58 mm Warner Instruments 64-0787
Heat gun Weller 6966C
Rediohm-800 wire Kanthal Precision Technologies PF002005
Titer plate shaker Thermo Scientific 4625Q twisting wires
Carbide scissors, 4.5" Biomedical Research Instr 25-1000 for cutting twisted tetrode wires
Fine point tweezers HECO 91-EF5-SA for teasing tetrode wires apart
Odor Delivery
6 ml syringe Kendall 1180600777 for custom designed activated carbon filter
Brown odor bottles Fisher 08-912-165
Charcoal BuyActivatedCharcoal.com GAC-48C
Desiccant Drierite 23005
Drierite gas drying jar Fischer Scientific 09-204
Heat shrink tubing 3M EPS-200 odor filter preparation
Hypodermic needle aluminum hub, gauge 19 Kendall 8881-200136 for providing inlet and outlet lines for odor bottles
Mineral oil Mallinckrodt Chemicals 6357-04 for odor dilution
Nalgene plastic tubing, 890 FEP Thermo Scientific 8050-0310 for carrier gas delivery
Pneumatic picopump WPI sys-pv820 for odor delivery
Polyethylene tubing ID 0.86 mm Intramedic 427421 for odor bottle outlet connections and saline profusion tubing
Stoppers Lab Pure 97041 for sealing odor bottles
Time tape PDC T-534-RP
Tubing luer Cole-Parmer 30600-66
Vacuum tube McMaster-Carr 5488K66
Preparation/Dissection
100 x 15 mm petri dish VWR International 89000-304
18 AWG copper stranded wire Lapp Kabel 4510013
22 AWG stranded hookup wire AlphaWire 1551 brain platform
Batik wax Jacquard 7946000
Dental periphery Wax Henry-Schein Dental 6652151
Electrowaxer Almore International 66000
Epoxy, 5 min Permatex 84101
Hypodermic needle aluminum hub Kendall 8881-200136
Protease from Streptomyces griseus Sigma-Aldrich P5147 for desheathing locust brain
Suture thread non-sterile Fisher NC9087024 for tying the abdomen after gut removal
Vetbond 3M 1469SB for sealing amputation sites
Dumont #1 forceps (coarse) WPI 500335
Dumont #5 titanium forceps (fine) WPI 14096
Dumont #5SF forceps (super-fine) WPI 500085 desheathing locust brain
10 cm dissecting scissors WPI 14393 for removing legs and wings
Vannas scissors (fine) WPI 500086 for removing cuticle, cutting the foregut
Saline Profusion
Extension set with rate flow regulator Moore Medical 69136 for regulating saline flow
IV administration set with Y injection site Moore Medical 73190 for regulating saline flow

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Ache, B. W., Young, J. M. Olfaction: diverse species, conserved principles. Neuron. 48, 417-430 (2005).
  2. Laurent, G., Wehr, M., Davidowitz, H. Temporal representations of odors in an olfactory network. Journal of Neuroscience. 16, 3837-3847 (1996).
  3. Stopfer, M., Jayaraman, V., Laurent, G. Odor identity vs. intensity coding in an olfactory system. Neuron. 39, 991-1004 (2003).
  4. Steven de Belle, J., Heisenberg, M. Associative odor learning in Drosophila abolished by chemical ablation of mushroom bodies. Science. 263, 692-695 (1994).
  5. Cassenaer, S., Laurent, G. Conditional modulation of spike-timing-dependent plasticity for olfactory learning. Nature. 482, 47-52 (2012).
  6. Hallem, E. A., Carlson, J. R. Coding of odors by a receptor repertoire. Cell. 125, 143-160 (2006).
  7. Raman, B., Joseph, J., Tang, J., Stopfer, M. Temporally diverse firing patterns in olfactory receptor neurons underlie spatiotemporal neural codes for odors. Journal of Neuroscience. 30, 1994-2006 (2010).
  8. Perez-Orive, J., et al. Oscillations and sparsening of odor representations in the mushroom body. Science. 297, 359-365 (2002).
  9. Naraghi, M., Laurent, G. Odorant-induced oscillations in the mushroom bodies of the locust. The Journal of Neuroscience. 14, 2993-3004 (1994).
  10. Ochieng, S. A., Hallberg, E., Hansson, B. S. Fine structure and distribution of antennal sensilla of the desert locust, Schistocerca gregaria (Orthoptera: Acrididae). Cell and Tissue Research. 291, 525-536 (1998).
  11. Burrows, M., Laurent, G. Synaptic Potentials in the Central Terminals of Locust Proprioceptive Afferents Generated by Other Afferents from the Same Sense Organ. Journal of Neuroscience. 13, 808-819 (1993).
  12. Pouzat, C., Mazor, O., Laurent, G. Using noise signature to optimize spike-sorting and to assess neuronal classification quality. Journal of Neuroscience Methods. 122, 43-57 (2002).
  13. Mazor, O., Laurent, G. Transient dynamics versus fixed points in odor representations by locust antennal lobe projection neurons. Neuron. 48, 661-673 (2005).
  14. Christensen, T. A., Pawlowski, V. A., Lei, H., Hildebrand, J. G. Multi-unit recordings reveal context dependent modulation of synchrony in odor-specific neural ensembles. Nature Neuroscience. 3, 927-931 (2000).
  15. Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae. J. Vis. Exp. (36), e1725 (2010).
  16. Geffen, M. N., Broome, B. M., Laurent, G., Meister, M. Neural Encoding of Rapidly Fluctuating Odors. Neuron. 61, 570-586 (2009).
  17. Ito, I., Ong, R. C., Raman, B., Stopfer, M. Sparse odor representation and olfactory learning. Nature Neuroscience. 11, 1177-1184 (2008).
  18. Laurent, G. Olfactory network dynamics and the coding of multidimensional signals. Nature Review Neuroscience. 3, 884-895 (2002).
  19. Brown, S. L., Joseph, J., Stopfer, M. Encoding a temporally structured stimulus with a temporally structured neural representation. Nature Neuroscience. 8, 1568-1576 (2005).
  20. MacLeod, K., Laurent, G. Distinct mechanism for synchronization and temporal patterning of odor-encoding neural assemblies. Science. 274, 976-979 (1996).
  21. Wehr, M., Laurent, G. Relationship between afferent and central temporal patterns in the locust olfactory system. The Journal of Neuroscience. 19, 381-390 (1999).
  22. Moreaux, L., Laurent, G. Estimating firing rates from calcium signals in locust projection neurons in vivo. Frontiers in Neural Circuits. 1, 1-13 (2007).
  23. Galizia, C. G., Joerges, J., Kuttner, A., Faber, T., Menzel, R. A semi-in-vivo preparation for optical recording of the insect brain. Journal of Neuroscience Methods. 76, 61-69 (1997).
  24. Galan, R. F., Sachse, S., Galizia, C. G., Hez, A. V. M. Odor-driven attractor dynamics in the antennal lobe allow for simple and rapid olfactory pattern classification. Neural Computation. 16, 999-1012 (2004).
  25. Kuebler, L. S., Schubert, M., Karpati, Z., Hansson, B. S., Olsson, S. B. Antennal Lobe Processing Correlates to Moth Olfactory Behavior. Journal of Neuroscience. 32, 5772-5782 (2012).
  26. Silbering, A. F., Bell, R., Galizia, C. G., Benton, R. Calcium Imaging of Odor-evoked Responses in the Drosophila Antennal Lobe. J. Vis. Exp. (61), e2976 (2012).
  27. Skiri, H. T., Galizia, C. G., Mustaparta, H. Representation of Primary Plant Odorants in the Antennal Lobe of the Moth Heliothis virescens Using Calcium Imaging. Chemical Senses. 29, 253-267 (2004).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics