Multi-unidade Métodos de gravação para caracterizar a atividade neural no Locust (

Neuroscience

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Summary

Nós demonstramos as variações da técnica de gravação extracelular de multi-unidade para caracterizar odor evocadas respostas nas três primeiras etapas da via olfactiva invertebrado. Estas técnicas podem ser facilmente adaptados para examinar a actividade conjunto de outros sistemas neurais também.

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Saha, D., Leong, K., Katta, N., Raman, B. Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits. J. Vis. Exp. (71), e50139, doi:10.3791/50139 (2013).

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Abstract

Detecção e interpretação de sinais olfativos são críticos para a sobrevivência de muitos organismos. Notavelmente, espécies em filos têm notavelmente semelhantes sistemas olfativos sugerindo que a abordagem biológica para sensoriamento químico foi otimizado ao longo do tempo evolutivo 1. No sistema de insecto olfactivo, odorantes são transduzidas por neurónios receptores olfactivos (ORN) na antena, que convertem a estímulos químicos em trens de potenciais de acção. Entrada sensorial dos ORNs é então enviada para o lobo antenal (AL; uma estrutura análoga ao bulbo olfativo de vertebrados). Na AL, representações neurais para odores assumir a forma de espaço-temporais padrões de disparo distribuídos em conjuntos de neurônios principais (PNs, também referido como neurônios de projeção) 2,3. A saída AL é posteriormente processado por células de Kenyon (KCS) no corpo de cogumelo a jusante (MB), uma estrutura associada com a memória e aprendizagem olfactiva 4,5. Suae, apresentamos as técnicas de gravação eletrofisiológicos para monitorar odor evocadas respostas neurais nesses circuitos olfativos.

Em primeiro lugar, apresenta-se um método de gravação única sensillum para estudar as respostas evocadas de odor ao nível das populações de ORNs 6,7. Discute-se o uso de soro fisiológico cheios pipetas de vidro afiados como eletrodos para monitorar as respostas extracelularmente ORN. A seguir, apresentamos um método para monitorar as respostas extracelularmente PN usando um eletrodo de 16 canais comerciais 3. Uma abordagem semelhante, usando uma custom-made tetrode fio de 8 canais torcida é demonstrado para Kenyon célula gravações 8. Nós fornecemos detalhes de nossa montagem experimental e traços representativos presentes de gravação para cada uma destas técnicas.

Protocol

1. Preparação odor e Entrega

  1. Soluções diluídas de odor em óleo mineral, em volume, para atingir o nível desejado de concentração. Armazenar uma mistura de 20 ml de óleo mineral e o odorante num frasco de vidro de 60 ml. Insira duas agulhas de seringa em um tampão de borracha (calibre 19), um a partir da parte inferior e o outro a partir do topo, para proporcionar uma entrada e uma linha de saída. Selar a garrafa de vidro com rolha de borracha e deste anexar um personalizada filtro de carvão activado para a linha de entrada (Figura 1A).
  2. O filtro de carbono é feito utilizando duas seringas 6 ml. Corte as seringas ao meio e descarte final êmbolo. Preencha cada um dos pedaços restantes com algodão e carvão ativado antes de conectá-los em conjunto, utilizando tubo termorretráctil.
  3. Ligue a linha de saída da garrafa odor (utilizando tubagem de polietileno, ID 0,86 milímetros) para o tubo de plástico (Nalgene Tubing FEP, ID 5,8 mm), que fornece um fluxo de ar constante através da antena (Figura 1B
  4. Directa carbono-filtrada ar desumidificado (gás portador; caudal, 0,75 L / min) na direcção do locusta, utilizando um tubo de plástico colocados dentro de poucos cm da antena gafanhoto.
  5. Para a estimulação odor, deslocar um volume constante (0,1 L / min) do espaço de cabeça acima da solução estática odor na garrafa. Isto é conseguido através da injecção de uma quantidade igual de ar desumidificado dentro da garrafa utilizando uma bomba de Pico (WPI, PV-820). Os vapores do frasco odor são dirigidos através da linha de saída de fluxo de ar no tubo (Figura 1B).
  6. Remover os vapores de odores emitidos pela colocação de um funil de vácuo ~ 10 cm atrás da antena gafanhoto.

2. Preparando Antena Locust para Gravação Sensillum Único

  1. Selecione um gafanhoto jovens adultos de ambos os sexos com totalmente crescidas asas, mas antes da fase de acasalamento de uma colônia lotado. Para conter o gafanhoto, primeiro amputar suas pernas. Selar os locais de amputação com adesivo de tecido (Vetbond, 3M). T seguroele gafanhotos para uma câmara projetado utilizando um pequeno pedaço de fita isolante envolto em torno de seu tórax (Figura 2A).
  2. Sob um microscópio de dissecação, fazer um sulco raso na plataforma de cera (Figura 2A), para a colocação da antena. Coloque a antena no interior da ranhura e estabilizá-lo usando cera batik nas duas extremidades da antena (Figura 2B; uma electrowaxer é utilizado para fundir a cera).
  3. Inserir um eletrodo de aterramento (fio de prata clorada) no tórax (~ 1 cm de distância da cabeça). Use cera batik tanto o selo do local da incisão e segure o fio terra no lugar (Figura 2A).

3. Gravação Sensillum única para acompanhar Odor evocadas respostas dos neurônios receptores olfativos (ORNs)

  1. Coloque a antena locust estabilizado sob um estereomicroscópio (Leica M205C) sobre uma mesa de isolamento de vibrações (TMC) (Figura 3A). Certifique-se de que a base do sensillum gravação é claraly visível (Figura 3B).
  2. Use um extrator micropipeta (Sutter P-1000) para o fabrico de eléctrodos de vidro (impedância de 3-10 MQ quando preenchidos com a solução salina locust 9, ponta 1-3 um de diâmetro) usando um tubo capilar de vidro de borossilicato (1,2 mm OD, ID 0,69 milímetros).
  3. Coloque o eléctrodo de vidro num suporte de micropipeta que está anexado a um micromanipulador motorizado (Sutter MP-285). Insira cuidadosamente o eléctrodo na base de uma sensillum (Figura 3B). Note-se que cada sensillum pode conter 3-50 ORNs em gafanhotos 10.
  4. Amplificar o sinal (10000 vezes) usando um amplificador AC (Grass P-55). Filtrar o sinal entre 0,3-10,0 kHz e adquirir a uma taxa de amostragem de 15 kHz (Figura 3D), utilizando um sistema de aquisição de dados (LabView, cartões de PCI-MIO-16E-4 DAQ; National Instruments).

4. Procedimento Locust Dissecção para o lobo antenal e gravações corpo Cogumelo

  1. Siga o restraining procedimentos como descrito na seção 2.1. Posicionar o gafanhoto em uma câmara desenhada de encomenda, como se mostra na Figura 4A e B.
  2. Para perfundir salina durante e após o procedimento de dissecção, construir uma xícara de cera ao redor da cabeça de gafanhotos. O copo de cera deve começar logo acima das partes da boca, e ultrapassam os olhos compostos que abrangem a região entre a duas antenas, como mostrado na Figura 4C.
  3. Para permitir que as antenas de passar através do copo de cera, criar pequenos túneis em ambos os lados utilizando plástico (polietileno) tubagem (5 mm de comprimento, 0,86 mm de diâmetro interno). Certifique-se que o tubo plástico pode deslizar através da taça de cera. Este último é conseguido através de uma junta de borracha, que envolve estreitamente o tubo de plástico, mas está ligado à taça de cera (Figura 4C).
  4. Usando a resina epóxi, anexar a base das antenas para a extremidade inferior do tubo de plástico. Este passo assegura que as antenas são mantidas no lugar, mesmo depois de a envolventecutícula é removido.
  5. Mantenha o copo cera preenchido com solução salina 9 a partir deste ponto. Começar pela remoção de uma região central rectangular entre as antenas de dois (lado mais comprido do rectângulo alinhada com o eixo ântero-posterior). Subsequentemente, remover cutícula nas regiões vizinhas, sem perturbar os olhos compostos e cutícula na base da antena (Figura 4D).
  6. Usando uma pinça fina, retire sacos aéreos e corpos de gordura que envolvem o cérebro. No final desta etapa, o cérebro locust deve ser claramente visto (Figura 4D). Note-se que as regiões do cérebro que processam a informação olfactiva (com pigmentação amarela clara) estão situados entre as antenas de dois.
  7. Em gafanhotos intestino corre abaixo do cérebro e ao longo do comprimento do corpo. Para impedir o movimento do intestino de potencialmente desestabilizar a preparação, puxe o estômago e cortar com uma tesoura fina. Fazer uma pequena incisão no abdómen apenasacima do recto e remover o intestino do intestino posterior, puxando com pinças grosseiras. Para evitar uma fuga de solução salina, amarrar o abdômen imediatamente anterior ao local da incisão com fios de sutura.
  8. Use uma pequena plataforma feita de um arame fino revestido com uma fina camada de cera para elevar o cérebro e estabilizá-la durante 11 electrofisiologia, como mostrado na Figura 4D.
  9. O cérebro de insectos é coberta por uma fina bainha de isolamento que tem de ser removido antes da experimentação. Para desheath cérebro, delicadamente espalhar uma pequena quantidade de uma enzima (protease 0,3-,4 mg, Sigma Aldrich) ao longo da superfície do cérebro com uma pinça fina 9. Depois de ~ 5-10 s de aplicação de enzima, lavar o cérebro completamente com solução salina. Usando super-finos fórceps muito aperte suavemente e puxe a bainha e, subsequentemente, rasgá-lo aberto sobre os locais de gravação (AL e MB; mostrado na Figura 4E, F).

5. Gravações multi-unidade do lobo antenal eCorpo Cogumelo

  1. Coloque a preparação locust (Figura 5A), sob um estereomicroscópio suspenso de um suporte de lança colocada sobre uma mesa de isolamento de vibrações.
  2. Manter uma taxa constante de perfusão de solução salina (cerca de 0,04 L / h) durante toda a experiência. Use um fio de prata clorada imerso no copo cheio de cera salina como o eletrodo terra.
  3. Para gravações PN, use um de 16 canais de silício sonda (NeuroNexus, item # A2x2-tet-3mm-150-150-121-A16, Figura 5B). Antes de cada experiência, galvaniza os eléctrodos de ouro para conseguir impedâncias na gama de 200-300 kW. Usar o circuito mostrado na Figura 7 para a galvanoplastia.
  4. Posicionar o eléctrodo próximo da superfície do lobo antenal e inseri-lo suavemente para dentro do tecido utilizando um micromanipulador manual (WPI, M3301R) (Figura 5D).
  5. Avançar o eletrodo em ~ 10 passos jam. Espere 2-3 minutos em cada etapa e avaliar a adquirird qualidade do sinal. Em um local ideal a gravação, sinais extracelulares será apanhada por vários canais de gravação e terá uma relação sinal-para-ruído elevado (SNR> 3-5 vezes o ruído SDs).
  6. Para gravações de KC, use uma custom-made tetrode fio torcido (Figura 5C; passo-a-passo procedimento de fabricação apresentado na Seção 6). Galvaniza estes eléctrodos como discutido no passo 5.3. Coloque a tetrode sobre a superfície do MB (Figura 5E), como KC somata estão restritas à camada superficial do MB 8.
  7. Ambos PN e gravações KC podem ser feitas simultaneamente de preparação locust mesma como mostrado esquematicamente na Figura 5A.
  8. Espere pelo menos 15 minutos depois de encontrar o local de gravação para permitir a estabilização dos eletrodos.
  9. Adquira todos os sinais extracelulares em 15 KHz, filtro entre 0,3-6 KHz, e amplificar (10.000 vezes) usando um amplificador de 16 canais AC (Biologia Eletrônica Shop; Caltech, em Pasadena, CA) (A Figura 6A, B).

6. Procedimentos para tornar arame trançado para gravações de KC

  1. Para criar uma unidade de multi-eletrodo para gravações de KC, use fio de cromo isolados níquel (RO800, 0,0005 filamento ") 8.
  2. Se oito eletrodos são desejados em seguida, enrole o fio em torno de um pedaço 10-15 cm de comprimento de papelão 4 vezes. As extremidades do cartão pode ser coberto com tubo de plástico para evitar que as arestas de corte do fio. Enquanto embalagem, certifique-se há pouco de folga, mas garantir que o fio não é tenso. Lidar com o fio com cuidado, pois quebra facilmente.
  3. Bunch os fios juntos no topo da cartolina e usar um pedaço de fita (fita Tempo, T-534-RP) para mantê-los juntos. Corte os fios na outra extremidade. Retire os fios de arame e agrupar os fios no final corte bem usando outro pedaço de fita.
  4. Usando um título agitador de placas (Thermo Scientific, modelo 4625Q), o vento os fios juntos (~ 72 rev / min para 3min), para formar um fio torcido. A parte inferior das costas gravadas pode ser cortada para a placa de titulação de rotor e a parte superior pode ser preso a um suporte de barra. Durante sinuoso, o fio deve ter pouco de folga, mas não devemos ser tenso.
  5. Derreta o isolamento juntamente com uma pistola de calor (Weller 6966C) para furar as costas individuais juntos e formar um único fio. 3-4 passagens lentas (3-4 segundos cada) ao longo do comprimento do fio deve ser suficiente para aquecer e fundir os fios juntos. Em seguida, solte o fio a partir do fundo e permitir que ele relaxe. Apare o fio perto das extremidades para remover a fita.
  6. Insira uma extremidade do fio através de um tubo de vidro de 5-6 cm de comprimento, capilar (OD 1,0 mm, 0,58 mm ID). Desmembrar o fio torcido em uma extremidade com uma pinça fina e remover o revestimento de forma muito breve torching final utilizando uma chama. Esta etapa deve ser feito com cuidado, expondo o fio à chama por muito tempo fará com que os fios derretam e emaranhado.
  7. Suavemente separar os 8 fios na extremidade de um inflamadoª solda fio cada um separadamente em um soquete IC 8 pinos. Revestir a parte superior do encaixe IC com epoxi para segurar os fios de vidro capilar e no lugar. Também colocar uma pequena gota de epoxy na outra extremidade do capilar para manter o fio no lugar (Figura 5C).
  8. Finalmente, corte a ponta do fio a um ângulo de 45 graus com o carboneto de tesoura de cerca de 0,5 cm da ponta capilar.

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Representative Results

Respostas evocadas de odor de um único ORN para dois álcoois diferentes são apresentados na Figura 3D. Dependendo do local de gravação (sensilas tipo, a colocação do eléctrodo) com várias unidades gravações podem ser alcançados.

Uma forma de onda em bruto extracelular de uma gravação AL é mostrado na Figura 6A. Os potenciais de acção ou picos de amplitudes diferentes provenientes de diferentes PNs pode ser observado neste rastreio de tensão. Embora o lobo antenal locust tem neurónios de projecção excitatórios e inibitórios neurónios locais, apenas PNs gerar picos de sódio que podem ser detectados extracelularmente 3. Esta observação sugere que a técnica de gravação multi-unidade aqui apresentada pode ser utilizada para selectivamente controlar a saída dos circuitos do lobo antenal, tornando gafanhotos um modelo atractivo para estudar invertebrado codificação olfactivos.

Um exemplo de um corpo de cogumelo gravação é mostrado na

Para isolar respostas unitárias destas gravações multi-unidade, foi realizada off-line, triagem pico (com os quatro melhores canais) usando um software publicado implementado em IGOR Pro (Wavemetrics) 12. Exemplos de PN e KC triagem espigão são mostradas na Figura 6C, e D, respectivamente.

Figura 1
Figura 1. Estimulação odor. (A) Todos os componentes necessários para a preparação de um frasco de odor são mostrados. (B) A ligação de entrada da bomba de pico e a ligação de saída da garrafa odor para o tubo de entrega odor são mostrados. Um fluxo constante de ar desidratado é usado como a corrente de gás portador e é direccionada para a antena durante as experiências.


Figura 2. Preparação de uma antena de gafanhoto para gravações sensillum individuais. (A) A alfarroba é colocado numa câmara feitos com um eléctrodo de terra colocado no intestino. (B) Um método para estabilizar uma antena, utilizando uma plataforma de cera é mostrado.

Figura 3
Figura 3. Sensillum gravações individuais. (A) Uma gravação típico configurado. Uma mistura de gás portador e vapor de odor é fornecido através de um tubo de entrega. Potenciais de ação ORN são gravados usando um eletrodo de vidro. Odorants entregues são removidos com um funil de vácuo situado atrás da antena. (B) A colocação do eletrodo, como visto através do microscópio estereoscópico. As setas indicam a localização da ponta do eléctrodo de vidro à base de um sensillum. (C) Um esquematic da abordagem única sensillum gravação. (D)-primas vestígios de tensão extracelulares que mostram as respostas de um a dois ORN odores diferentes (2-octanol e 1-hexanol).

Figura 4
Figura 4. Procedimento de dissecção Locust. (A) Um gafanhoto é contido e posicionado em uma configuração de dissecção de design personalizado, como mostrado. (B) Vista da cabeça de gafanhotos de cima. Ambos os olhos compostos e antenas pode ser vista claramente (C) Um copo de cera é construído em torno do local de dissecção para permitir a perfusão de solução salina, durante e após o processo de dissecção. (D) Um cérebro de gafanhotos é mostrada exposta (o tecido amarelo pigmentado neural). Uma plataforma é colocado abaixo do cérebro, como mostrado para estabilizar o cérebro. Um tubo de perfusão de solução salina está ligado à taça de cera. (E) Um esquema do cérebro gafanhoto. (F) A imagem ampliada do cérebro locust após a dissecação claramente que mostra as regiões de interesse: alobos tennal (AL) e os órgãos de cogumelos (MB). O nervo antenal (AN) contém feixes de axônios, que transmitem os potenciais de ação ORN da antena para o lobo antenal.

Figura 5
Figura 5. Multi-unit gravações do lobo antenal e do corpo de cogumelos. (A) A esquemáticos mostrando a configuração de gravação e configuração de entrega odor. (B) A 16-canal eléctrodo de registo NeuroNexus utilizado para gravações PN é mostrado. (C) O painel esquerdo, um feito de 8 canais arame trançado é mostrado. Painel da direita, a ponta do eletrodo e as conexões de cabos para a tomada IC são mostrados. (D) A colocação do eletrodo de gravação de 16 canais na AL. Apenas os quatro eléctrodos de fundo em cada haste são inseridos no tecido. (F) A colocação do eléctrodo de fio torcido em camadas superficiais MB para KC gravações é mostrado.


Figura 6. Resultados representativos de um lobo antenal (AL) e um corpo de cogumelos (MB) de gravação. (A) Um rastreio bruto extracelular a partir de uma unidade de gravação multi-AL é mostrado. Um pulso 4 s odor foi aplicado durante o período de tempo indicado pelo caixa cinza. (B) enredo semelhante, mas mostrando-primas KC respostas a um odor. (C) Um exemplo de classificação PN espiga. Formas de onda extracelular a partir de quatro canais independentes de um eléctrodo de canais múltiplos são apresentados para todos os eventos spiking provenientes de uma única PN. Eventos individuais (preto), média (vermelho), e SDS (azul) são mostrados para ambas as células. Histogramas obtidos pela projeção de alta-dimensional representações de eventos PN (180 vetor dimensional obtida pela concatenação de 3 ms sinais de todos os quatro eletrodos) sobre a linha que liga os seus meios. Para ser considerado um bem-isolamentoted unidade, como no presente caso, uma distribuição bimodal com centros do conjunto, pelo menos, cinco vezes o ruído SD apart é esperado para cada par de células, simultaneamente, gravados 12. (D) Um exemplo de KC triagem espiga é mostrado.

Figura 7
Figura 7 A galvanoplastia configurar:. O diagrama de circuito mostrando as conexões entre os diferentes componentes são mostrados acima uma imagem da configuração real. Resumidamente, 3 Hz quadrado pulsos (5V amplitude) a partir de um gerador de funções (MCP, SG 1639A) são usados ​​para a porta de um isolador de estímulo (WPI, A365), que então entrega 5 mA de corrente para um dispositivo de teste de impedância do eléctrodo (BAK Electronics, IMP- 2). O aparelho de teste de impedância pode ser operado para testar ou a impedância do eléctrodo ou permitir que os impulsos de corrente a partir do isolador de estímulo a aplicar ao eléctrodo de revestimento de ouro. Em ambos os casos, o eléctrodo multi-unidade é mantida immersed num poço contendo solução electrolítica ouro. Um interruptor permite a seleção do canal de eletrodos para ser banhado a ouro.

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Discussion

Estímulos sensoriais mais evocar respostas combinatórias que são distribuídos em conjuntos de neurônios. Por isso, a monitorização simultânea de múltiplos neurónios actividade é necessário compreender como estímulo específico informação é representada e processado por circuitos neuronais no cérebro. Aqui, nós demonstramos extracelulares técnicas de multi-unidade de gravação para caracterizar odor evocadas respostas para os três primeiros centros de processamento ao longo da via inseto olfativo. Notamos que as técnicas aqui apresentadas têm sido utilizados em vários estudos anteriores sobre a codificação olfativas e está a tornar-se uma prática padrão neste campo 3,6,13-17. Combinando as técnicas aqui apresentadas podem desenvolver uma abordagem de um sistema para investigar os princípios de design e computação do sistema olfativo de invertebrados. Aqui, temos de reconhecer contribuições seminais feitas por Gilles Laurent, Stopfer Marcos, e seus colegas 2,3,8,9,13,16,18-21, pioneiro estes approaches para revelar e esclarecer vários princípios fundamentais da codificação olfativos.

Finalmente, é importante notar que as técnicas ópticas também têm sido usadas com sucesso para estudar a atividade em conjunto insetos circuitos olfativos 22-27. Embora essas técnicas ópticas são vantajosos quando o objetivo é monitorar simultaneamente a atividade neural em um grande número de neurônios, as técnicas de eletrofisiologia ainda são o "padrão ouro" quando a detecção de potenciais de ação individuais é desejado.

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Disclosures

Não há conflitos de interesse declarados.

Acknowledgements

Os autores gostariam de agradecer o seguinte para financiar este trabalho: generoso arranque fundos do Departamento de Engenharia Biomédica da Universidade de Washington, um McDonnell Centro para Sistemas de Neurociência concessão, um Office of Naval Research Grant (Grant #: N000141210089) para BR

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Electrophysiology Equipment
A.C. amplifier GRASS Model P55 for single sensillum recordings
Audio monitor (model 3300) A-M Systems 940000
Custom-made 16 channel pre-amplifier and amplifier Cal. Tech. Biology Electronics Shop for AL and MB recordings
Data acquisition unit National Instruments BNC-2090
Fiber optic light WPI SI-72-8
Light source 115 V WPI NOVA
Manual micromanipulator WPI M3301R for locust brain recordings
Stereomicroscope1 on boom stand Leica M80 for locust brain recordings
Stereomicroscope2 Leica M205C for single sensillum recordings
Vibration-isolation table TMC 63-500 series
Motorized micromanipulator Sutter Instruments MP285/T
Oscilloscope Tektronix TD2014B
Electrodes/Construction Tools
16-channel electrode NeuroNexus A2x2-tet-3mm-150-121 for antennal lobe recordings
Borosilicate capillary tubes with filament, ID 0.69 mm Sutter Instruments BF120-69-10 for making glass electrodes
Micropipette puller Sutter Instruments P-1000
Function generator Multimeter Warehouse SG1639A for gold-plating electrodes
Gold plating solution (non cyanide) SIFCO Industries NC SPS 5355
Impedance tester BAK Electronics Inc. IMP-2 for gold-plating electrodes
Switch rotary Electroswitch C7D0123N for gold-plating electrodes
Pulse isolator WPI A365 for gold-plating electrodes
Q series electrode holder Warner Instruments 64-1091
Silver wire 0.010" diameter A-M Systems 782500 ground electrode
8 pin DIP IC socket Digikey ED90032-ND
Borosilicate capillary tubes with filament, ID 0.58 mm Warner Instruments 64-0787
Heat gun Weller 6966C
Rediohm-800 wire Kanthal Precision Technologies PF002005
Titer plate shaker Thermo Scientific 4625Q twisting wires
Carbide scissors, 4.5" Biomedical Research Instr 25-1000 for cutting twisted tetrode wires
Fine point tweezers HECO 91-EF5-SA for teasing tetrode wires apart
Odor Delivery
6 ml syringe Kendall 1180600777 for custom designed activated carbon filter
Brown odor bottles Fisher 08-912-165
Charcoal BuyActivatedCharcoal.com GAC-48C
Desiccant Drierite 23005
Drierite gas drying jar Fischer Scientific 09-204
Heat shrink tubing 3M EPS-200 odor filter preparation
Hypodermic needle aluminum hub, gauge 19 Kendall 8881-200136 for providing inlet and outlet lines for odor bottles
Mineral oil Mallinckrodt Chemicals 6357-04 for odor dilution
Nalgene plastic tubing, 890 FEP Thermo Scientific 8050-0310 for carrier gas delivery
Pneumatic picopump WPI sys-pv820 for odor delivery
Polyethylene tubing ID 0.86 mm Intramedic 427421 for odor bottle outlet connections and saline profusion tubing
Stoppers Lab Pure 97041 for sealing odor bottles
Time tape PDC T-534-RP
Tubing luer Cole-Parmer 30600-66
Vacuum tube McMaster-Carr 5488K66
Preparation/Dissection
100 x 15 mm petri dish VWR International 89000-304
18 AWG copper stranded wire Lapp Kabel 4510013
22 AWG stranded hookup wire AlphaWire 1551 brain platform
Batik wax Jacquard 7946000
Dental periphery Wax Henry-Schein Dental 6652151
Electrowaxer Almore International 66000
Epoxy, 5 min Permatex 84101
Hypodermic needle aluminum hub Kendall 8881-200136
Protease from Streptomyces griseus Sigma-Aldrich P5147 for desheathing locust brain
Suture thread non-sterile Fisher NC9087024 for tying the abdomen after gut removal
Vetbond 3M 1469SB for sealing amputation sites
Dumont #1 forceps (coarse) WPI 500335
Dumont #5 titanium forceps (fine) WPI 14096
Dumont #5SF forceps (super-fine) WPI 500085 desheathing locust brain
10 cm dissecting scissors WPI 14393 for removing legs and wings
Vannas scissors (fine) WPI 500086 for removing cuticle, cutting the foregut
Saline Profusion
Extension set with rate flow regulator Moore Medical 69136 for regulating saline flow
IV administration set with Y injection site Moore Medical 73190 for regulating saline flow

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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