Multi-unit Opname Methoden om neurale activiteit karakteriseren in de Locust (

Neuroscience

Your institution must subscribe to JoVE's Neuroscience section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

We tonen variaties van de extracellulaire multi-unit opname techniek om geur-reacties van de consument te karakteriseren in de eerste drie fasen van de ongewervelde olfactorische pad. Deze technieken kunnen gemakkelijk worden aangepast aan ensemble activiteit onderzocht andere neurale systemen.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Saha, D., Leong, K., Katta, N., Raman, B. Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits. J. Vis. Exp. (71), e50139, doi:10.3791/50139 (2013).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Detectie en interpretatie van olfactorische signalen zijn van cruciaal belang voor het voortbestaan ​​van veel organismen. Opmerkelijk is dat soorten over phyla suggereert opvallend vergelijkbaar olfactorische systemen die de biologische aanpak van de chemische detectie is geoptimaliseerd over evolutionaire tijd 1. In het insect olfactorische systeem, geurstoffen worden getransduceerd door olfactorische receptor neuronen (ORN) in de antenne, die chemische stimuli omzetten in treinen van actiepotentialen. Sensorische input van de ORNs wordt vervolgens doorgezonden naar een antennelid kwab (AL, een structuur analoog aan de vertebrate bulbus olfactorius). In de AL, neurale representaties voor geuren in de vorm van spatio-temporele patronen afvuren verdeeld over ensembles van de hoofdsom neuronen (PN, ook wel aangeduid als projectie neuronen) 2,3. De AL-uitgang wordt vervolgens verwerkt door Kenyon cellen (KCS) in de stroomafwaartse paddestoel lichaam (MB), een structuur in verband met olfactorisch geheugen en het leren 4,5. Haare, presenteren we elektrofysiologische opname technieken om geur-opgewekte neurale respons moet worden gecontroleerd in deze olfactorische circuits.

Eerst geven we een enkele sensillen opname methode om geur-reacties van de consument te bestuderen op het niveau van populaties van ORNs 6,7. We bespreken het gebruik van zout gevuld geslepen glazen pipetten als elektroden aan extracellulair monitoren ORN reacties. Vervolgens presenteren we een methode om extracellulair monitoren PN reacties met behulp van een commerciële 16-kanaals elektrode 3. Een soortgelijke benadering met behulp van een op maat gemaakte 8-kanaals gedraaide draad tetrode is aangetoond voor Kenyon cel opnames 8. Wij bieden informatie over onze experimentele opstelling en de huidige vertegenwoordiger van registratie van de sporen voor elk van deze technieken.

Protocol

1. Geur Voorbereiding en Levering

  1. Verdunde oplossingen geur in minerale olie volume om de gewenste concentratie te bereiken. Sla een 20 ml mengsel van minerale olie en de geurstof in een 60 ml glazen fles. Plaats twee injectienaalden een rubber stop (gauge 19), vanaf de onderkant en de andere van de top, een inlaat en een uitlaat lijn. Sluit de glazen fles met deze rubberen stop en voeg een speciaal ontworpen actieve kool filter op de inlaat lijn (Figuur 1A).
  2. Het koolstoffilter wordt gemaakt van twee 6 ml spuiten. Snijd de spuiten in de helft en verwijder de zuiger. Vul elk van de overige stukken met katoen en actieve kool voordat u ze aan elkaar met krimpkous.
  3. Sluit de afvoerleiding van de geur fles (met behulp van polyethyleen buis, ID 0,86 mm) om de plastic buis (Nalgene FEP Slangen, ID 5,8 mm) die een constante luchtstroom levert aan de overkant van de antenne (Figuur 1B
  4. Directe koolstof gefiltreerd, droge lucht (dragergas; debiet, 0,75 L / min) naar de sprinkhaan met een plastic buis geplaatst binnen enkele cm van de sprinkhaan antenne.
  5. Voor geur stimulatie verplaatsen een constant volume (0,1 L / min) van de statische headspace boven de geur oplossing in de fles. Dit wordt bereikt door het injecteren van een gelijke hoeveelheid ontvochtigde lucht in de fles met een Pico-pomp (WPI, PV-820). De dampen van de geur fles wordt geleid door de afvoerleiding op de luchtstroom buis (Figuur 1B).
  6. Verwijder de geleverde geur dampen door het plaatsen van een vacuüm trechter ~ 10 cm achter de sprinkhaan antenne.

2. Voorbereiding Locust Antenne voor Single sensillen opnemen

  1. Selecteer een jong-volwassen sprinkhaan van beide geslachten met volgroeide vleugels, maar voorafgaand aan de paring etappe van een drukke kolonie. Om de sprinkhaan te beperken, eerst amputeren zijn benen. Sluit de amputatie sites met weefsel lijm (Vetbond, 3M). Secure thij sprinkhaan op een speciaal ontworpen ruimte met behulp van een klein stukje isolatietape gedrapeerd rond haar thorax (figuur 2A).
  2. Onder een dissectie microscoop, een ondiepe groef in de was platform (Figuur 2A) voor antenneplaatsing. De antenne in de groef en te stabiliseren met batik was bij de twee uiteinden van de antenne (Figuur 2B, een electrowaxer wordt gebruikt voor het smelten van de was).
  3. Plaats een aardelektrode (gechloreerde zilverdraad) in de thorax (~ 1 cm afstand van het hoofd). Gebruik batik wax om zowel afdichting van de incisie en houd de grond draad op zijn plaats (Figuur 2A).

3. Single sensillen Opnemen op Geur-opgeroepen Reacties Monitor van olfactorische receptor neuronen (ORNs)

  1. Plaats de gestabiliseerde sprinkhaan antenne onder een stereomicroscoop (Leica M205C) op een trillingsisolatie tabel (TMC) (Figuur 3A). Zorg ervoor dat de basis van de opname sensillen duidelijkly zichtbaar zijn (Figuur 3B).
  2. Gebruik een micropipet trekker (Sutter P-1000) op glas elektrodes (impedantie 3 tot 10 MQ wanneer gevuld met sprinkhaan zoutoplossing 9, tip diameter 1 tot 3 urn) met behulp van een borosilicaatglas capillaire buis (OD 1,2 mm, ID 0,69 mm) te fabriceren.
  3. Plaats de glazen elektrode in een micropipet houder die is bevestigd aan een micromanipulator gemotoriseerde (Sutter MP-285). Steek de elektrode in de basis van een sensillen (Figuur 3B). Merk op dat elke sensillen kan 3 tot 50 ORNs bevatten sprinkhanen 10.
  4. Versterken het signaal (10.000 keer) met een AC versterker (Grass P-55). Filter het signaal tussen 0,3 tot 10,0 kHz en verwerven tegen een 15 kHz bemonsteringsfrequentie (figuur 3D) met een data acquisitie systeem (LabView, PCI-MIO-16E-4 DAQ kaarten; National Instruments).

4. Locust Dissection Procedure voor antennaal Lobe en Mushroom Body Recordings

  1. Volg de restraining procedures zoals beschreven in paragraaf 2.1. Plaats de sprinkhaan in een speciaal ontworpen geplaatst zoals aangegeven in figuur 4A en B.
  2. Om zoutoplossing perfuseren tijdens en na de dissectie procedure, een wax cup opgebouwd rond de sprinkhaan hoofd. De was moet beginnen kop boven de monddelen, en buiten de samengestelde ogen omvat het gebied tussen de twee antennes zoals weergegeven in figuur 4C.
  3. Om de antennes om door de wax cup, maak kleine tunnels aan beide zijden met kunststof (polyethyleen) slang (5 mm lang, ID 0.86 mm). Zorg ervoor dat de kunststof buis kan schuiven door de was beker. Dit laatste wordt bereikt door een rubber pakking die strak wikkelt rond de plastic buis maar is bevestigd aan de was-cup (Figuur 4C).
  4. Met epoxyhars, bevestig de basis van de antenne tot de onderkant van de plastic buis. Deze stap zorgt ervoor dat de antennes worden gehouden, ook nadat de omringendecuticula is verwijderd.
  5. Houd de was beker gevuld met een zoutoplossing 9 vanaf dit punt. Verwijder eerst een centraal rechthoekig gebied tussen de twee antennes (lange zijde van de rechthoek uitgelijnd met de achterwaartse as). Verwijder vervolgens cuticula in aangrenzende gebieden zonder de samengestelde ogen en cuticula aan de basis van de antenne (Figuur 4D).
  6. Met behulp van fijne tang, verwijder voorzichtig luchtzakken en vet lichamen rond de hersenen. Aan het einde van deze stap dient de sprinkhaan hersenen duidelijk zichtbaar (Figuur 4D). Merk op dat de hersengebieden die de geur-informatie (met lichtgele pigmentatie) verwerken, zijn gelegen tussen de twee antennes.
  7. In sprinkhanen de darm loopt onder de hersenen en langs de lengte van het lichaam. Om beweging van de darm te voorkomen dat potentieel destabiliserende de voorbereiding, trekt u de voordarm en snijd met behulp van fijne schaar. Maak een kleine incisie in de buik netboven het rectum en verwijder de darm door te trekken de dikke darm met grof tang. Om een ​​zoutoplossing lekkage te voorkomen, binden de buik direct anterior naar de incisie site met hechtdraad draden.
  8. Gebruik een kleine platform van dunne draad bekleed met een dunne laag van was op de hersenen te verhogen en te stabiliseren 11 tijdens elektrofysiologie zoals weergegeven in figuur 4D.
  9. Het insect hersenen bedekt met een dunne isolerende mantel die moet vóór experimenten worden verwijderd. Om desheath de hersenen, uitgespreid een kleine hoeveelheid van een enzym (0,3-0.4 mg protease, Sigma Aldrich) over het oppervlak van de hersenen met fijne forceps 9. Na ~ 5-10 seconden van enzym toepassing, spoel de hersenen met een zoutoplossing. Met behulp van super-fijne pincet heel zachtjes samen te knijpen en trek de schede omhoog en vervolgens scheuren te openen over de opname locaties (AL en MB; weergegeven in figuur 4E, F).

5. Multi-unit Opnamen van de antennaal Lobe ende Mushroom Lichaam

  1. Plaats de sprinkhaan preparaat (figuur 5A) onder een stereomicroscoop opgehangen aan een boom stand op een trillingsisolatie tabel.
  2. Zorg voor een constante zoutoplossing perfusiesnelheid (ongeveer 0,04 l / uur) gedurende het experiment. Gebruik een gechloreerde zilverdraad ondergedompeld in de zoutoplossing gevulde beker was de aardelektrode.
  3. Voor PN-opnamen, gebruik maken van een 16-kanaals silicium sonde (NeuroNexus Technologies, item # A2x2-tet-3mm-150-150-121-A16, Figuur 5B). Vóór elk experiment elektrolytisch de elektroden met goud weerstanden in het bereik 200-300 kQ bereiken. Gebruik de schakeling van figuur 7 voor galvaniseren.
  4. Plaats de elektrode dicht bij het ​​oppervlak van de antennelid kwab en voorzichtig plaats in het weefsel een manuele micromanipulator (WPI, M3301R) (Figuur 5D).
  5. Advance de elektrode in ~ 10 micrometer stappen. Wacht 2-3 min bij elke stap en evalueren van de te verwervend kwaliteit van het signaal. In een ideale opname site, extracellulaire signalen worden opgepikt door meerdere opname kanalen en een hoge signaal-ruisverhouding (SNR> 3-5 keer noise SDS) hebben.
  6. Voor KC-opnamen gebruikt u een op maat gemaakte gedraaide draad tetrode (Figuur 5C, stap-voor-stap fabricage procedure gepresenteerd in hoofdstuk 6). Elektrolytisch deze elektroden zoals besproken in stap 5.3. Plaats de tetrode op het oppervlak van de MB (Figuur 5E) als KC somata beperkt tot de oppervlakkige laag van de MB 8.
  7. Zowel PN en KC opnamen tegelijkertijd worden gemaakt van dezelfde sint preparaat zoals schematisch getoond in figuur 5A.
  8. Wacht ten minste 15 minuten na het vinden van de opnamelocatie tot een stabilisatie van de elektroden mogelijk te maken.
  9. Acquire alle extracellulaire signalen bij 15 KHz, filter tussen 0,3-6 kHz, en versterken (10.000 keer) met een 16-kanaals AC versterker (Biologie Elektronica Winkel; Caltech, Pasadena) (Figuur 6A, B).

6. Procedures voor Twisted draadelektrode Maak voor KC Recordings

  1. Om een multi-unit elektrode te ontwerpen voor KC-opnamen, gebruik dan geïsoleerde nikkel-chroom draad (RO800, 0.0005 "filament) 8.
  2. Als acht elektroden worden gewenst dan wikkel de draad rond een 10-15 cm lang stuk karton 4 keer. De uiteinden van het karton kan worden bedekt met plastic buis om de randen voorkomen snijden van de draad. Terwijl verpakking, zorg ervoor dat er weinig speling, maar zorg ervoor dat de draad niet strak staat. Wees voorzichtig met de draad als het breekt gemakkelijk.
  3. Leg de draden samen bovenaan het karton en met een stukje tape (Time Tape, T-534-RP) aan elkaar te houden. Snijd de strengen aan de andere kant. Verwijder de draden en de groep van de draden aan het afgesneden uiteinde en met behulp van een ander stuk van de tape.
  4. Met behulp van een titerplaat shaker (Thermo Scientific, Model 4625Q), wind de strengen aan elkaar (~ 72 omw / min gedurende 3min) tot een gedraaide draad vormen. De onderkant van de opgenomen strengen kan worden geklikt om de titer plaat rotor en de top kan worden geklikt om een ​​boom staan. Tijdens het wikkelen, moet de draad weinig speling, maar niet gespannen zijn.
  5. Smelt de isolatie met een heteluchtpistool (Weller 6966C) aan elkaar plakken van de individuele strengen en vormen een enkele draad. 3-4 slow passes (3-4 sec elk) over de lengte van de draad moet voldoende te verwarmen en versmelten de strengen. Laat vervolgens de draad van de bodem en laat hem om te ontspannen. Knip de draad in de buurt van de uiteinden van de tape te verwijderen.
  6. Het ene uiteinde van de draad door een 5-6 cm lang, glazen capillaire buis (OD 1,0 mm, 0,58 mm ID). Plagen elkaar de gedraaide draad aan het ene uiteinde met behulp van fijne pincet en verwijder de bekleding door heel kort torching het einde met een vlam. Deze stap moet zorgvuldig gebeuren; blootstellen van de draad om de vlam te lang zal de strengen te smelten en wirwar.
  7. Voorzichtig scheiden de 8 strengen aan de gevlamde einde eennd soldeer elke streng afzonderlijk in een 8-pens IC-voet. Smeer de bovenkant van de IC-voet met epoxy de strengen en glazen capillaire plaats houden. Plaats ook een kleine druppel epoxy aan de andere kant van het capillair om de draad op zijn plaats (figuur 5C).
  8. Snij vervolgens het uiteinde van de draad bij een 45 graden hoek met carbide schaar ongeveer 0,5 cm uit de capillaire punt.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Geur opgewekte responsen van een ORN twee verschillende alcoholen worden getoond in de figuur 3D. Afhankelijk van de opnameplaats (sensilla type, plaatsing van de elektrode) multi-unit opnames kan worden bereikt.

Een ruwe extracellulaire golfvorm van een AL opname is weergegeven in figuur 6A. Actiepotentialen of spikes van verschillende amplitudes afkomstig van verschillende PN worden waargenomen in deze spanning trace. Hoewel de sprinkhaan antennaal kwab heeft excitatoire projectie neuronen en remmende lokale neuronen, alleen PN genereren natrium voorkomen die kunnen extracellulair 3 worden gedetecteerd. Deze waarneming suggereert dat de multi-unit opnametechniek hier gepresenteerde worden gebruikt om selectief volgen de uitgang van de antennelid kwab circuits, waardoor een aantrekkelijk sprinkhanen invertebrate Modelmatige olfactorische codering.

Een voorbeeld van een paddestoel lichaam opname wordt in

Om enkele eenheid reacties isoleren van deze multi-unit opnames, voerden we off-line te sorteren (met de beste vier kanalen) op basis van gepubliceerde software geïmplementeerd in IGOR Pro (Wavemetrics) 12. Voorbeelden van PN en KC spike sortering worden getoond in figuur 6C en D respectievelijk.

Figuur 1
Figuur 1. Geur stimulatie. (A) Alle componenten nodig voor bereiden van een geur fles getoond. (B) de inlaat van de pomp en pico-de afvoeraansluiting van de geur fles om de geur afgiftebuis getoond. Een constante stroom van gedroogde lucht wordt gebruikt als het dragergas stroom en is gericht op de antenne tijdens experimenten.


Figuur 2. Bereiding van een sprinkhaan antenne voor enkele sensillen opnamen. (A) De sprinkhaan wordt geplaatst in een op maat gemaakte kamer met een aardelektrode geplaatst in de darm. (B) een methode om een ​​antenne met een wax platform gestabiliseerd wordt.

Figuur 3
Figuur 3. Single sensillen opnamen. (A) Een typische opname ingesteld. Een mengsel van draaggas en damp geur wordt via een afvoerbuis. ORN actiepotentialen worden opgenomen met behulp van een glazen elektrode. Geleverd geurstoffen worden verwijderd met behulp van een vacuüm trechter gelegen direct achter de antenne. (B) Elektrode plaatsing zoals gezien door de stereomicroscoop. Pijlen geven de plaatsing van de glazen elektrode aan de basis van een sensillen. (C) Een schematic van de interne sensillen opname aanpak. (D) Raw extracellulaire voltage sporen die reacties van ORN twee verschillende kleuren (2-octanol en 1-hexanol).

Figuur 4
Figuur 4. Locust dissectie procedure. (A) Een sprinkhaan wordt tegengehouden en geplaatst in een op maat ontworpen dissectie setup zoals afgebeeld. (B) bekijken van de sprinkhaan hoofd van boven. Zowel samengestelde ogen en antennes duidelijk zichtbaar (C) een was cup is opgebouwd rond de dissectie site zoutoplossing perfusie kunnen tijdens en na de dissectie proces. (D) De blootgestelde sint hersenen wordt weergegeven (de gele-gepigmenteerde zenuwweefsel). Een platform is geplaatst onder de hersenen zoals de hersenen stabiliseren. Een zoutoplossing perfusie buis is bevestigd aan de was cup. (E) Een schema van de sprinkhaan hersenen. (F) een vergroot beeld van de sprinkhaan hersenen na de dissectie waarop duidelijk de gebieden van belang: eentennal lobben (AL) en de paddestoel lichamen (MB). De antennaal zenuw (AN) bevat axon bundels die de ORN actiepotentialen te brengen van de antenne naar de antennaal kwab.

Figuur 5
Figuur 5. Multi-unit opnames van de antennaal kwab en de paddestoel lichaam. (A) Een schematische weergave van de opname-configuratie en de geur levering setup. (B) Een 16-kanaals NeuroNexus registratie-elektrode voor PN opnamen getoond. (C) Links paneel, een op maat gemaakte 8-kanaals gedraaide draad elektrode wordt weergegeven. Rechterpaneel, de elektrode en de verbindingen draden om de IC-voet worden weergegeven. (D) Plaatsing van de 16-kanaals registratie-elektrode in de AL. Alleen de onderste vier elektroden in elke schacht is ingebracht in het weefsel. (F) Plaatsing van de gedraaide draad elektrode in de oppervlakkige lagen MB voor KC opnamen getoond.


Figuur 6. Representatieve resultaten van een antennaal kwab (AL) en een paddestoel lichaam (MB) opnemen. (A) Een ruwe extracellulaire trace van een multi-unit AL opname werd gekozen. Een 4 s geur puls werd toegepast tijdens de periode aangegeven door de grijze vak. (B) Vergelijkbare plot maar toont rauw KC reactie op een geur. (C) Een voorbeeld van PN spike sorteren. Extracellulaire golfvormen van vier onafhankelijke kanalen van een meerkanaals elektrode getoond voor gepulst gebeurtenissen uit een PN. Afzonderlijke gebeurtenissen (zwart), gemiddelde (rood), en SDS (blauw) worden weergegeven voor beide cellen. Histogrammen verkregen door het projecteren van high-dimensionale PN event representaties (180 dimensionale vector verkregen door aaneenschakeling 3 ms-signalen van alle vier elektroden) op de lijn die hun middelen. Worden beschouwd als een goed isolated unit, zoals in casu, een bimodale verdeling met cluster centra ten minste vijfmaal de ruis SD elkaar verwacht voor elk paar tegelijk opgenomen cellen 12. (D) Een voorbeeld van KC spike sorteren wordt weergegeven.

Figuur 7
Figuur 7 Het galvaniseren opgezet:. Het schema toont verbindingen tussen de verschillende onderdelen worden getoond boven een beeld van de werkelijke setup. In het kort worden 3 Hz vierkante pulsen (5V amplitude) van een functie generator (MCP, SG 1639A) gebruikt om poort een stimulus isolator (WPI, A365), die vervolgens 5 uA van de huidige levert aan een elektrode impedantie tester (BAK Electronics, IMP- 2). De impedantie tester kan worden gebruikt om ofwel testen elektrode impedantie of kan een aantal pulsen van de stimulus isolator te worden toegepast op de elektrode voor vergulding. In beide gevallen wordt de multi-unit electrode gehouden immersed in een galvanische putje met goud-oplossing. Een schakelaar voor het selecteren van de elektrode kanaal te zijn verguld.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

De meeste zintuiglijke prikkels oproepen combinatorische reacties die worden verdeeld over ensembles van neuronen. Vandaar gelijktijdige bewaking van multi-neuron activiteit noodzakelijk om te begrijpen hoe stimulus-specifieke informatie wordt gerepresenteerd en verwerkt door neurale circuits in de hersenen. Hier hebben we aangetoond extracellulaire multi-unit opname technieken om geur-reacties van de consument te karakteriseren aan de eerste drie verwerkingscentra langs de insect olfactorische pad. We merken op dat de technieken hier gepresenteerde zijn gebruikt in een aantal eerdere studies over olfactorische codering en worden steeds een standaard praktijk op dit gebied 3,6,13-17. De combinatie van de technieken die hier kan men een systeem aanpak te ontwikkelen voor onderzoek naar het ontwerp en de computer principes van de ongewervelde olfactorisch systeem. Hier moeten we erkennen baanbrekende bijdragen van Gilles Laurent, Mark Stopfer, en hun collega's 2,3,8,9,13,16,18-21, die pionierde deze approaches te onthullen en toe te lichten een aantal fundamentele beginselen van de olfactorische codering.

Tenslotte zij opgemerkt dat optische technieken ook met succes gebruikt om ensemble activiteit te bestuderen in insect olfactorische circuits 22-27. Hoewel deze optische technieken voordelig wanneer het doel is om neurale activiteit gelijktijdig controleren over een groot aantal neuronen, elektrofysiologie technieken nog steeds de gouden standaard voor het opsporen van individuele actiepotentialen gewenst.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Geen belangenconflicten verklaard.

Acknowledgements

De auteurs willen graag de volgende bedanken voor de financiering van dit werk: royale-opstarten middelen van de faculteit Biomedische Technologie in Washington University, een McDonnell Center for Systems Neuroscience subsidie, een Office of Naval Research toekenning (Toekenning #: N000141210089) naar BR

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Electrophysiology Equipment
A.C. amplifier GRASS Model P55 for single sensillum recordings
Audio monitor (model 3300) A-M Systems 940000
Custom-made 16 channel pre-amplifier and amplifier Cal. Tech. Biology Electronics Shop for AL and MB recordings
Data acquisition unit National Instruments BNC-2090
Fiber optic light WPI SI-72-8
Light source 115 V WPI NOVA
Manual micromanipulator WPI M3301R for locust brain recordings
Stereomicroscope1 on boom stand Leica M80 for locust brain recordings
Stereomicroscope2 Leica M205C for single sensillum recordings
Vibration-isolation table TMC 63-500 series
Motorized micromanipulator Sutter Instruments MP285/T
Oscilloscope Tektronix TD2014B
Electrodes/Construction Tools
16-channel electrode NeuroNexus A2x2-tet-3mm-150-121 for antennal lobe recordings
Borosilicate capillary tubes with filament, ID 0.69 mm Sutter Instruments BF120-69-10 for making glass electrodes
Micropipette puller Sutter Instruments P-1000
Function generator Multimeter Warehouse SG1639A for gold-plating electrodes
Gold plating solution (non cyanide) SIFCO Industries NC SPS 5355
Impedance tester BAK Electronics Inc. IMP-2 for gold-plating electrodes
Switch rotary Electroswitch C7D0123N for gold-plating electrodes
Pulse isolator WPI A365 for gold-plating electrodes
Q series electrode holder Warner Instruments 64-1091
Silver wire 0.010" diameter A-M Systems 782500 ground electrode
8 pin DIP IC socket Digikey ED90032-ND
Borosilicate capillary tubes with filament, ID 0.58 mm Warner Instruments 64-0787
Heat gun Weller 6966C
Rediohm-800 wire Kanthal Precision Technologies PF002005
Titer plate shaker Thermo Scientific 4625Q twisting wires
Carbide scissors, 4.5" Biomedical Research Instr 25-1000 for cutting twisted tetrode wires
Fine point tweezers HECO 91-EF5-SA for teasing tetrode wires apart
Odor Delivery
6 ml syringe Kendall 1180600777 for custom designed activated carbon filter
Brown odor bottles Fisher 08-912-165
Charcoal BuyActivatedCharcoal.com GAC-48C
Desiccant Drierite 23005
Drierite gas drying jar Fischer Scientific 09-204
Heat shrink tubing 3M EPS-200 odor filter preparation
Hypodermic needle aluminum hub, gauge 19 Kendall 8881-200136 for providing inlet and outlet lines for odor bottles
Mineral oil Mallinckrodt Chemicals 6357-04 for odor dilution
Nalgene plastic tubing, 890 FEP Thermo Scientific 8050-0310 for carrier gas delivery
Pneumatic picopump WPI sys-pv820 for odor delivery
Polyethylene tubing ID 0.86 mm Intramedic 427421 for odor bottle outlet connections and saline profusion tubing
Stoppers Lab Pure 97041 for sealing odor bottles
Time tape PDC T-534-RP
Tubing luer Cole-Parmer 30600-66
Vacuum tube McMaster-Carr 5488K66
Preparation/Dissection
100 x 15 mm petri dish VWR International 89000-304
18 AWG copper stranded wire Lapp Kabel 4510013
22 AWG stranded hookup wire AlphaWire 1551 brain platform
Batik wax Jacquard 7946000
Dental periphery Wax Henry-Schein Dental 6652151
Electrowaxer Almore International 66000
Epoxy, 5 min Permatex 84101
Hypodermic needle aluminum hub Kendall 8881-200136
Protease from Streptomyces griseus Sigma-Aldrich P5147 for desheathing locust brain
Suture thread non-sterile Fisher NC9087024 for tying the abdomen after gut removal
Vetbond 3M 1469SB for sealing amputation sites
Dumont #1 forceps (coarse) WPI 500335
Dumont #5 titanium forceps (fine) WPI 14096
Dumont #5SF forceps (super-fine) WPI 500085 desheathing locust brain
10 cm dissecting scissors WPI 14393 for removing legs and wings
Vannas scissors (fine) WPI 500086 for removing cuticle, cutting the foregut
Saline Profusion
Extension set with rate flow regulator Moore Medical 69136 for regulating saline flow
IV administration set with Y injection site Moore Medical 73190 for regulating saline flow

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Ache, B. W., Young, J. M. Olfaction: diverse species, conserved principles. Neuron. 48, 417-430 (2005).
  2. Laurent, G., Wehr, M., Davidowitz, H. Temporal representations of odors in an olfactory network. Journal of Neuroscience. 16, 3837-3847 (1996).
  3. Stopfer, M., Jayaraman, V., Laurent, G. Odor identity vs. intensity coding in an olfactory system. Neuron. 39, 991-1004 (2003).
  4. Steven de Belle, J., Heisenberg, M. Associative odor learning in Drosophila abolished by chemical ablation of mushroom bodies. Science. 263, 692-695 (1994).
  5. Cassenaer, S., Laurent, G. Conditional modulation of spike-timing-dependent plasticity for olfactory learning. Nature. 482, 47-52 (2012).
  6. Hallem, E. A., Carlson, J. R. Coding of odors by a receptor repertoire. Cell. 125, 143-160 (2006).
  7. Raman, B., Joseph, J., Tang, J., Stopfer, M. Temporally diverse firing patterns in olfactory receptor neurons underlie spatiotemporal neural codes for odors. Journal of Neuroscience. 30, 1994-2006 (2010).
  8. Perez-Orive, J., et al. Oscillations and sparsening of odor representations in the mushroom body. Science. 297, 359-365 (2002).
  9. Naraghi, M., Laurent, G. Odorant-induced oscillations in the mushroom bodies of the locust. The Journal of Neuroscience. 14, 2993-3004 (1994).
  10. Ochieng, S. A., Hallberg, E., Hansson, B. S. Fine structure and distribution of antennal sensilla of the desert locust, Schistocerca gregaria (Orthoptera: Acrididae). Cell and Tissue Research. 291, 525-536 (1998).
  11. Burrows, M., Laurent, G. Synaptic Potentials in the Central Terminals of Locust Proprioceptive Afferents Generated by Other Afferents from the Same Sense Organ. Journal of Neuroscience. 13, 808-819 (1993).
  12. Pouzat, C., Mazor, O., Laurent, G. Using noise signature to optimize spike-sorting and to assess neuronal classification quality. Journal of Neuroscience Methods. 122, 43-57 (2002).
  13. Mazor, O., Laurent, G. Transient dynamics versus fixed points in odor representations by locust antennal lobe projection neurons. Neuron. 48, 661-673 (2005).
  14. Christensen, T. A., Pawlowski, V. A., Lei, H., Hildebrand, J. G. Multi-unit recordings reveal context dependent modulation of synchrony in odor-specific neural ensembles. Nature Neuroscience. 3, 927-931 (2000).
  15. Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae. J. Vis. Exp. (36), e1725 (2010).
  16. Geffen, M. N., Broome, B. M., Laurent, G., Meister, M. Neural Encoding of Rapidly Fluctuating Odors. Neuron. 61, 570-586 (2009).
  17. Ito, I., Ong, R. C., Raman, B., Stopfer, M. Sparse odor representation and olfactory learning. Nature Neuroscience. 11, 1177-1184 (2008).
  18. Laurent, G. Olfactory network dynamics and the coding of multidimensional signals. Nature Review Neuroscience. 3, 884-895 (2002).
  19. Brown, S. L., Joseph, J., Stopfer, M. Encoding a temporally structured stimulus with a temporally structured neural representation. Nature Neuroscience. 8, 1568-1576 (2005).
  20. MacLeod, K., Laurent, G. Distinct mechanism for synchronization and temporal patterning of odor-encoding neural assemblies. Science. 274, 976-979 (1996).
  21. Wehr, M., Laurent, G. Relationship between afferent and central temporal patterns in the locust olfactory system. The Journal of Neuroscience. 19, 381-390 (1999).
  22. Moreaux, L., Laurent, G. Estimating firing rates from calcium signals in locust projection neurons in vivo. Frontiers in Neural Circuits. 1, 1-13 (2007).
  23. Galizia, C. G., Joerges, J., Kuttner, A., Faber, T., Menzel, R. A semi-in-vivo preparation for optical recording of the insect brain. Journal of Neuroscience Methods. 76, 61-69 (1997).
  24. Galan, R. F., Sachse, S., Galizia, C. G., Hez, A. V. M. Odor-driven attractor dynamics in the antennal lobe allow for simple and rapid olfactory pattern classification. Neural Computation. 16, 999-1012 (2004).
  25. Kuebler, L. S., Schubert, M., Karpati, Z., Hansson, B. S., Olsson, S. B. Antennal Lobe Processing Correlates to Moth Olfactory Behavior. Journal of Neuroscience. 32, 5772-5782 (2012).
  26. Silbering, A. F., Bell, R., Galizia, C. G., Benton, R. Calcium Imaging of Odor-evoked Responses in the Drosophila Antennal Lobe. J. Vis. Exp. (61), e2976 (2012).
  27. Skiri, H. T., Galizia, C. G., Mustaparta, H. Representation of Primary Plant Odorants in the Antennal Lobe of the Moth Heliothis virescens Using Calcium Imaging. Chemical Senses. 29, 253-267 (2004).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics