Determinação da Microbial Extracelular Enzyme actividade nas águas, solos e sedimentos, utilizando alta taxa de transferência de microplaca Ensaios

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Summary

Procedimentos em microplacas são descritos para a análise colorimétrica ou fluorimétrica da atividade da enzima extracelular. Estes procedimentos permitem o rápido ensaio de tal atividade em um grande número de amostras ambientais dentro de um prazo administrável.

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Jackson, C. R., Tyler, H. L., Millar, J. J. Determination of Microbial Extracellular Enzyme Activity in Waters, Soils, and Sediments using High Throughput Microplate Assays. J. Vis. Exp. (80), e50399, doi:10.3791/50399 (2013).

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Abstract

Grande parte da ciclagem de nutrientes e processamento de carbono em ambientes naturais ocorre através da atividade de enzimas extracelulares produzidos por microorganismos. Assim, a medição da atividade dessas enzimas extracelulares pode dar insights sobre as taxas de processos de nível do ecossistema, como a decomposição da matéria orgânica ou de azoto e de mineralização do fósforo. Os ensaios de actividade da enzima extracelular em amostras ambientais tipicamente envolver a exposição das amostras de substratos colorimétricos ou fluorométricos artificiais e rastreando a taxa de hidrólise do substrato. Aqui nós descrevemos os métodos em microplacas para estes procedimentos que permitem a análise de um grande número de amostras dentro de um curto espaço de tempo. As amostras são deixados reagir com substratos artificiais dentro microplacas de 96 poços ou de poço profundo blocos de microplacas, e a actividade da enzima é subsequentemente determinada por absorção ou fluorescência do produto final resultante utilizando uma microplaca Reade típicor ou fluorímetro. Tais procedimentos de alto rendimento não só facilitar as comparações entre os locais ou ecossistemas espacialmente separadas, mas também reduzir substancialmente o custo de tais ensaios, reduzindo os volumes totais de reagentes necessários por amostra.

Introduction

Os microrganismos, tais como bactérias e fungos obter nutrientes e de carbono a partir de compostos orgânicos complexos, através da produção de enzimas extracelulares. Estas enzimas normalmente hidrolisar polímeros em subunidades menores que podem ser tomadas para a célula. Portanto, a nível ecológico, estas enzimas extracelulares microbianos são responsáveis ​​por grande parte da mineralização de nutrientes e decomposição da matéria orgânica, que ocorre em ambientes naturais. Enzimas tais como celobiohidrolase (CBH) e β-glucosidase são importantes para a degradação da celulose e do trabalho em uníssono para catalisar a hidrólise da celulose em glicose 1,2, o que proporciona um substrato de carbono utilizáveis ​​para a absorção e assimilação microbiana. A fosfatase enzima libera grupos fosfatos inorgânicos solúveis de organofosforados, essencialmente mineralização de fosfato e tornando-o disponível para uso pela maioria dos organismos 3. Outros enzimas, tais como a N-acetilglucosaminidase (NAGase), são important na degradação da quitina e pode fazer tanto carbono e nitrogênio disponível para aquisição microbiana 4.

Um dos procedimentos para o ensaio da atividade enzimática extracelular microbiana em ambientes naturais é o uso de p-nitrofenil artificial (p NP) substratos ligados, uma abordagem que foi originalmente desenvolvido para detectar a atividade da fosfatase do solo 5. Esta abordagem baseia-se na detecção de um produto final colorido, p-nitrofenol, o qual é libertado, quando o substrato artificial é hidrolisado pela enzima apropriada. O p-nitrofenol pode ser subsequentemente quantificados colorimetricamente através da medição da sua absorvância de cerca de 400-410 nm. Este método já foi utilizada para a detecção de outras enzimas tais como a NAGase 6, e tem sido utilizado em vários estudos procurando a actividade enzimática extracelular microbiana no solo e nos sedimentos 7-9.

Uma abordagem alternativa que era originally desenvolvido para avaliar a actividade de glicosidase extracelular em ambientes aquáticos 10,11 faz uso de 4-metilumbeliferona (MUB) substratos ligados. O produto final libertada (4-metilumbeliferona) é altamente fluorescente e pode ser detectada usando um fluorómetro, com uma configuração de excitação / emissão em torno de 360/460 nm. Uma variedade de substratos artificiais MUB-ligadas estão disponíveis, permitindo a medição fluorométrico da actividade de, pelo menos, como muitas enzimas (por exemplo, β-glicosidase, celobiohidrolase, Nagase, fosfatase), como pode ser testada utilizando o procedimento colorimétrico NP-substrato p. Outras enzimas extracelulares microbianos, tais como a leucina-aminopeptidase proteína-degradante, pode ser ensaiada fluorometricamente utilizando 7-amino-4-metilcumarina (COU) substratos ligados. Ambos MUB-e substratos COU-ligados foram utilizados para determinar a actividade da enzima em diferentes amostras terrestres e aquáticos 12,13.

Embora estudos anteriores têm described microplaca fluorométrica ou colorimétrico abordagens para determinar a atividade da enzima extracelular 14, há uma necessidade de uma apresentação clara de como conduzir tais ensaios. Aqui demonstramos procedimentos para a realização de técnicas de alto rendimento de microplacas para a análise da atividade da enzima extracelular em solos e sedimentos, utilizando a abordagem de substratos ligados ao NP p colorimétrico e em águas naturais usando o MUB fluorescente ligada técnica substratos. Nós nos concentramos na medição das atividades de β-glicosidase, NAGase e fosfatase como essas enzimas pode ser amarrado ao carbono, nitrogênio, fósforo e ciclismo, respectivamente. No entanto, os processos descritos aqui podem ser aplicados para a medição de outras enzimas extracelulares usando diferentes substratos artificiais.

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Protocol

Colorimétrico Análise da atividade da enzima extracelular em solos e sedimentos

1. Preparação do Substrato e Soluções Tampão de Análises colorimétrica de atividade enzimática

  1. H preparar 50 mM de tampão de acetato (pH 5,0-5,5) por mistura de 50 ml de 0,1 M de ácido acético (2,87 ml de ácido acético glacial em 500 ml de água), 150 ml de 0,1 M de acetato de sódio, e 200 ml de água destilada 2 O. Ajustar o pH para 5,0-5,5 com ácido acético 0,1 M, se necessário.
  2. Prepara-se uma solução de hidróxido de sódio 1 M (NaOH), em H2O destilada
  3. Preparar soluções de substrato ligado ao NP p em 50 mM de tampão acetato. Para ensaiar fosfatase preparar p NP-fosfato 5 mM em 50 mM de tampão de acetato, para ensaiar β-glicosidase preparar 5 mM de p-NP β-glucopiranósido; para ensaiar NAGase preparar 2 mM de pNP-β-N-acetylglucosaminide. Prepare todas as soluções de substrato em estéreis 15 ml ou 50 ml tubos de centrífuga. As soluções podem ser armazenadas a 4 ° C durante 2-3 semanas.

2. Determinação de um padrão para converter Absorbance para p NP Concentração

  1. Prepare soluções padrão de p-nitrofenol em 50 mM de tampão de acetato. Concentrações devem variar 0,025-1 mM.
  2. Transferência de três repetições de 100 ul de cada concentração de um de 96 cavidades de microplacas claro. Adicionar 10 ul de NaOH 1 M e 190 ul de H2O destilada a cada poço.
  3. Ficha de absorção a 410 nm utilizando um leitor de microplacas.
  4. Concentrações multiplicam na curva padrão de 0,3 para obter ^ moles NP p por 300 mL de volume de reação. Traçar uma curva de absorção versus mole de p NP. A inclinação da curva serve como o factor de conversão (C) que se relacionam absorvância a umole de p NP em cada reacção enzimática.

3. Conduzir o ensaio enzimático

  1. Para o solo, preparar uma pasta de cada amostra a ser ensaiada em um tubo de centrífuga de 15 ml estéril a uma concentrção de cerca de 1 g / ml -1 usando 50 mM de tampão de acetato. Para sedimentos, adicionar tampão acetato suficiente para fazer a pasta facilmente pipettable. O volume exacto de pasta necessária irá variar de acordo com o número de enzimas testadas, mas recomenda-se um mínimo de 5 ml. Vortex cada pasta até que todos os pedaços de solo ou sedimento se dispersaram e anote o volume final.
  2. Re-vórtice cada lama e pipetar imediatamente 150 pi em cada um de seis poços em um bloco de 96 poços deepwell (Figura 1). É importante vórtice completamente e frequência, a fim de manter as partículas do solo em suspensão. Deixar pelo menos duas cavidades por bloco vazio para servir como um controle de substrato. Nota: o clipe de fim de pontas de pipeta com uma tesoura antes de pipetar como suspensões de solo tendem a obstruir dicas. Preparar um bloco de 96 poços para cada enzima a ser testada.
  3. Deita aproximadamente 5 ml de tampão de acetato de dentro de um reservatório de pipeta e usar um pipetador de 8 canais para adicionar 150 ul do tampão para o last dois poços de cada amostra (estes serão controlos de tampão da amostra) e as duas cavidades de controlo de substrato (Figura 1)
  4. Despeje a cerca de 10 ml da solução apropriada de substrato p-NP para um reservatório de pipeta e usar um pipetador de 8 canais para adicionar 150 ul da solução de substrato para os primeiros quatro poços de cada amostra e as duas cavidades de controlo de substrato (Figura 1). Observe o tempo que a reação começa assim que é adicionado à solução de substrato.
  5. Incubar as placas a temperatura ambiente (22 ° C) durante 0,5-4 h. Tempo de incubação exacta vai variar dependendo do nível de actividade em amostras e a enzima a ser testada. Para a maioria dos solos e sedimentos, fosfatase e β-glicosidase requerem tempos de incubação de 0,5-1,5 h, enquanto NAGase e outras enzimas requerem tempos de incubação de> 2 horas.
  6. Enquanto ensaios estão incubando preparar claro microplacas de 96 poços de ler absorbância. Prepare uma microplaca para cada bloco deepwell (ou seja, para cada enzyme ensaiada). Pipetar 10 ul de NaOH 1 M e 190 ul de água destilada em cada poço da microplaca. Nota: NaOH retarda a reacção enzimática e eleva o pH o que melhora a cor da p NP libertado durante a reacção.
  7. Após a incubação, centrifugar os blocos de 96 poços a 2.000-5.000 x g durante 5 min para sedimentar as partículas do solo.
  8. Usar uma pipeta de canais múltiplos para retirar 100 ml de cada cavidade, tendo o cuidado de evitar a pelota, e transferi-la para a cavidade correspondente no preparado claro microplaca de 96 poços.
  9. Ligue o leitor de microplacas e configurar qualquer software necessário. Ficha de absorção a 410 nm. Se a absorção de um bem determinado for superior ao limite de detecção linear do leitor de placas, que bem diluir 1:1 com água e re-medida. Se a absorvância é ainda demasiado elevado, o ensaio deve ser repetido com um tempo de incubação mais curto.

4. Determinação da Massa Seca das Amostras

  1. Pipete 1 mL de cada sampl e lama em uma panela de alumínio previamente pesado.
  2. A seco em um forno de secagem de 75 ° C durante 48 horas e pesar. Subtrair o peso do recipiente a partir deste valor para obter a massa seca de solo ou de sedimento em 1 ml de suspensão. Multiplicar por um factor de 0,15 para determinar a massa seca da amostra em 150 ul adicionados a cada cavidade no ensaio de enzima.

5. Cálculo da atividade enzimática por Massa Seca de solo ou sedimento

  1. Calcular absorvância final de cada amostra subtraindo a absorvância da amostra de controlo a partir da absorvância da amostra de ensaio. Se os controles de substrato têm alta absorção (cerca de> 0.060), em seguida, subtrair aqueles também.
  2. Calcular a actividade da enzima em mole hr -1 g de massa seca -1 a partir da equação:

A atividade da enzima = / (massa C x tempo de incubação x amostra seca) absorção final

Análise fluorescente da atividade da enzima extracelular em Águas Naturais

tle "> 1. Preparação de substrato, Standard e Soluções Tampão para análises fluorométricos de atividade enzimática

  1. Preparar 200 uM soluções de substratos MUB-ligados (por exemplo, 4-MUB-β-glucopiranósido, 4-MUB-fosfato, 4-MUB-N-acetil-β-D-glucosaminida) por dissolução do substrato apropriado na estéril (autoclavado) destilada H 2 O em estéreis 15 ml ou 50 ml tubos de centrífuga. Enrole tubos em papel de alumínio para excluir a luz e armazenar na geladeira antes de usar. Os substratos devem ser estáveis ​​durante pelo menos 1 semana se armazenada desta maneira.
  2. Prepara-se uma norma MUB fazendo uma solução de estoque de 100 mM de 4-metilumbeliferona em estéril H2O destilada Loja refrigerado em âmbar ou garrafa embrulhada em papel alumínio. Imediatamente antes do uso, dilui-se a solução de estoque 100 mM por 1/10 em H 2 O estéril para fazer uma solução de trabalho de 10 pM para os ensaios enzimáticos.
  3. Prepara-se uma solução de reserva de tampão de bicarbonato a 100 mM por dissolução de 8,4 g de NaHCO <sub> 3 em 1 LH 2 O e autoclavagem. Dilui-se esta solução de reserva de 1/20 em H 2 O estéril conforme necessário para produzir uma solução de trabalho de 5 mM para os ensaios enzimáticos.

2. Organizar amostras de água em uma Preto microplacas de 96 poços

  1. Organizar uma microplaca para cada enzima, seguindo o exemplo mostrado na Figura 2. Note-se que para permitir a replicação adequada, os padrões e os controlos, este processo pode-se testar a actividade de uma enzima única para até nove amostras de água sobre uma microplaca de 96 poços preta.
  2. Deita aproximadamente 5 ml da primeira amostra para um reservatório de pipeta e usar um pipetador de 8 canais para pipette200 ul em todos os poços na coluna 1 da microplaca (s). Descarte as pontas de pipeta usados ​​e repita conforme necessário para cada amostra de água para encher colunas 1-9.

3. Configuração de Amostra, Padrão, Quench e Controles de substrato

  1. Estabelecer controles para explicar amostras, padrãos, substrato e têmpera na mesma microplaca preta como as amostras (Figura 2).
  2. Controlos exemplo contêm água da amostra e tampão de bicarbonato, e não são utilizados para os cálculos de actividade mas irá demonstrar leitura consistência ao longo do curso do experimento. Os controlos consistem de têmpera de água da amostra e uma quantidade padrão de marcação fluorescente e são usados ​​para medir a fluorescência de difracção em água da amostra. Substrato e controlos padrão são feitas de tampão ou ligada ao substrato ou a etiqueta fluorescente padrão, respectivamente, e bicarbonato.
  3. Despeje cerca de 5 ml de 5 mM de tampão bicarbonato em um reservatório pipeta limpa. Pipetar 50 ul de tampão para poços de 1 a 9, em linhas D e E, para formar dois replicar poços de controlo de amostra por amostra. Dicas Mudança de pipetas, em seguida, transferir 200 mL de tampão bicarbonato de poços de 10 a 12 em linhas A e H.
  4. Reduza a iluminação do ambiente, escurecendo ou desligar lights como o padrão fluorescente é sensível à luz.
  5. Despeje a cerca de 5 ml de 10 mM de 4-metilumbeliferona num reservatório pipeta limpa. Pipetar 50 mL em poços de 1 a 12 na Linha H, e em poços de 1 a 9 em linhas G e F para formar três repetições de controles de têmpera por amostra e controles globais padrão. Ou colocar a microplaca no escuro ou cobrir com uma tampa opaca para reduzir a degradação de luz MUB.
  6. Ligue o fluorímetro e set-up de qualquer software necessário para estar pronto para ler antes de adicionar o substrato. Nota: algumas lâmpadas fluorómetro pode exigir um tempo de aquecimento de 3 min ou mais.
  7. Deita aproximadamente 5 ml de substrato MUB ligada apropriado (por exemplo, 4-MUB-fosfato) para um reservatório de pipeta limpa. Use uma pipeta de 12 canais de pipeta 50 ul em poços de 1 a 12 na linha A, e em poços de 1 a 9 em linhas B e C para formar três ensaios de réplicas para cada amostra e três controles de substrato. Immediately avançar para o passo 4.1, fluorescência de gravação.

4. Gravação de fluorescência

  1. Ler a fluorescência inicial imediatamente após a adição do substrato para a microplaca. Após a leitura de fluorescência, incubar a microplaca à temperatura ambiente (22 ° C), quer no escuro ou coberta com uma tampa opaca para reduzir a degradação pela luz do MUB.
  2. O tempo de incubação necessário para medir a actividade da enzima potencial máximo em uma amostra de água dependerá da concentração de enzima na amostra. Uma vez que este efeito é desconhecido antes do ensaio está completado, a microplaca terá de ser lida a vários intervalos de tempo. Tipicamente, a leitura em intervalos de 10-15 minutos ao longo de 1 hora é aceitável para muitas enzimas, embora as amostras com actividade muito elevada para certos enzimas pode pico antes de 10 min.
  3. Continuar a leitura de fluorescência na microplaca a seus intervalos designados para, pelo menos, 1 hora. Certifique-se de manter a microplaca cobertos ou no escuro entre a leituras.

5. Cálculo da atividade da enzima por volume de água

  1. Para cada amostra em cada intervalo de tempo calcular as: média de fluorescência da amostra inicial (poços D e E), a fluorescência da amostra média final (poços AC), a média de fluorescência padrão (poços H10-11), ea média de saciar controle de fluorescência (poços FG).
  2. Para cada intervalo de tempo, calcular a actividade enzimática em nmol hr -1 -1 ml a partir da equação:

A atividade da enzima = (média de fluorescência da amostra - média de fluorescência da amostra inicial) / ((média padrão de fluorescência / 0,5 mol) x (média saciar controle de fluorescência / média padrão de fluorescência) x (0,2 ml) x (tempo em horas))

  1. Examine os valores de atividade calculados para cada passo de tempo. Determinar a actividade potencial final a partir do intervalo de tempo com a actividade mais elevada. Se os valores de atividade continuam a aumentar, em seguida, podem ser necessários passos de tempo mais tarde, se valores de atividade cair throughout o curso da execução, em seguida, executar novamente com passos mais curtos. Atividade final é em nmol de substrato consumido hr -1 -1 ml, mas pode ser ampliado para expressar como ^ moles hr -1 L -1.

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Representative Results

Solos e sedimentos aquáticos têm tipicamente níveis apreciáveis ​​de actividade da enzima extracelular, como resultado de comunidades microbianas acoplados (biofilmes) que crescem na superfície das partículas. Figura 3 mostra como esta actividade muda dependendo do tamanho das partículas obtidas a partir da superfície do sedimento de um terceiro fluxo de ordem no norte Mississippi, EUA. Um estudo anterior demonstrou que as comunidades bacterianas em partículas de sedimentos deste fluxo pode ser dividido em três grupos distintos, com base na análise da sua estrutura molecular comunidade: aqueles em 0.063 mm, as partículas em 0,125, 0,25 e 0,5 milímetros de partículas, e aqueles em 1 milímetro partículas 15. Análise dos padrões de atividade da enzima extracelular suporta esta conclusão, com fosfatase (Figura 3A), sendo semelhante em 0,125, 0,25 e 0,5 milímetros de partículas, mas muito maior sobre as frações 1 e 0,063 milímetros, quando medido por meio da técnica de substrato ligado ao NP p. Outras enzimas tais como β-glicosidase (Figura 3B), e NAGase (Figura 3C) mostram picos semelhantes sobre as partículas mais finas, mas não estão aumentados em 1 mm de partículas, destacando o fato de que diferentes enzimas podem apresentar diferentes distribuições ambientais e estes podem ser elucidada utilizando este ensaio. As barras de erro relativamente baixos mostram que ensaios colorimétricos de atividade enzimática em sedimentos são reprodutíveis e, portanto, passíveis de análise estatística ao comparar diferentes amostras ambientais.

Águas naturais tendem a ter menor atividade da enzima extracelular por ml de solos ou sedimentos fazer por g. Como tal, eles devem ser ensaiadas fluorometricamente utilizando substratos MUB-ligados. Figura 4 mostra como a actividade de fosfatase a enzimas (Figura 4A), β-glicosidase (Figura 4B), e NAGase (Figura 4C) varia com a profundidade de uma lagoa no norte do Mississippi, EUAA. O lago (Boondoggle Lake) é conhecido por ser pobre em nutrientes, 16, que também é sugerido pela relativamente elevada actividade de fosfatase (Fig. 4A), uma enzima que produz microorganismos, a fim de adquirir o fosfato a partir de compostos orgânicos. Para todas as três enzimas testadas, as amostras coletadas na superfície da água (0 cm) e 50 cm de profundidade mostrou atividade semelhante, enquanto a atividade foi elevada na amostra de 100 cm. Esta amostra foi feita essencialmente a partir da interface água-sedimento, e a presença de partículas de sedimento na amostra provavelmente contribui para o aumento da actividade visto na amostra, especialmente para β-glicosidase e NAGase. Tal como acontece com os substratos de p NP, as barras de erro mostram o baixo que, mesmo com apenas três leituras repetidos, a reprodutibilidade dos ensaios fluorométricos utilizando substratos MUB é alta.

Note-se que as unidades para a Figura 4 estão em nmoles de substrato consumido enquanto que aqueles para a Figura 3são em umoles de substrato consumida, mesmo se o tamanho por unidade é comparável (quer por ml ou por g). Isso realça o facto de solos e sedimentos tendem a ter a actividade extracelular muito maior do que as águas naturais (as actividades de cada uma das enzimas específicas na Figura 3 são, aproximadamente, 10-100x mais elevada do que a actividade da enzima equivalente na Figura 4). Demonstra também o aumento da sensibilidade da técnica substrato MUB-ligada, e a necessidade de se utilizar esta técnica para testar a actividade enzimática extracelular em amostras de água.

Figura 1
Figura 1. Esquema sugerido de blocos de 96 poços bem profunda para o ensaio da atividade enzimática extracelular em solos ou sedimentos, utilizando os colorimétricos p s-linked NPtécnica ubstrate. Cada poço deve receber um total de 300 mL, composta de pasta de amostra, solução de substrato, ou tampão acetato, dependendo se se trata de uma corrida de amostra, controle de amostra, ou controle de substrato.

Figura 2
Figura 2. Disposição sugerida de 96 poços preto microplacas para o ensaio da atividade enzimática extracelular em amostras de água utilizando a técnica de substrato MUB-linked fluorométrica. Nove amostras podem ser dispostas verticalmente na placa (A) cada um ocupando oito poços. Estes oito poços são usados ​​para corridas de exemplo, controlos de amostragem, e extingue-se os controlos, enquanto os poços restantes são utilizados para o controle de substratos e padrões MUB (B).

Figura 3 Figura 3. Actividade da enzima extracelular em diferentes tamanhos de partículas de sedimentos da superfície recolhidos a partir de uma pequena corrente de norte Mississippi, EUA. Cada fracção de tamanho de partícula foi analisada para a actividade de fosfatase (A), β-glicosidase (B), e de NAGase (C) a seguir a procedimento colorimétrico p NP-substrato. Atividade é relatado em substrato ^ moles consumido h -1 g de massa seca de sedimento -1 e é a média (+ SE) de três leituras idênticas, por fração de tamanho de partícula.

Figura 4
Figura 4. Atividade da enzima extracelular na água tomada em três difrentes profundidades (0, 50 e 100 cm) a partir de um lago raso no norte de Mississippi, EUA. água foi analisada para a atividade de fosfatase (A), β-glicosidase (B), e NAGase (C) após o MUB-substrato procedimento fluorimétrico. Atividade é relatado em substrato nmoles consumidos h -1 ml de água -1 e é a média (+ SE) de três leituras réplicas por amostra.

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Discussion

Determinar a atividade de uma variedade de enzimas extracelulares microbianas em solos e sedimentos pode fornecer informações úteis sobre as taxas de mineralização de nutrientes e processamento de matéria orgânica 17. No entanto, os solos podem variar em seus níveis de umidade, por isso é importante para padronizar a atividade de peso seco de solo. Isso requer uma etapa de secagem adicional (normalmente de dois dias) além de simplesmente medir a atividade da enzima. Assim, em contraste com os ensaios de actividade enzimática em amostras de água que fornecem resultados quase instantânea, ensaios de confiança da actividade da enzima no solo e nos sedimentos demorar alguns dias. Para alguns solos, pode até ser mais apropriado para expressar a atividade por grama de matéria orgânica ou de massa seca livre de cinzas, o que requer um passo adicional incineração (normalmente 2 horas a 500 ° C) para além do processo de secagem. Independentemente disso, o passo mais importante no ensaio colorimétrico de actividade enzimática do solo ou de sedimento é a retirada do sobrenadante a partir do bloco de poços profundos fepois de centrifugação no final do período de incubação. Porque este processo baseia-se na medição da absorção, mesmo na presença de algumas partículas do solo dispersos na microplaca final pode levar a resultados falsos. Velocidades de centrifugação mais elevadas (> 5.000 xg) pode ajudar a atenuar este problema, mas em nossas centrífugas experiência que aceitam microplacas geralmente têm limites de rotação abaixo deste limiar, e os próprios blocos não podem tolerar velocidades muito mais altas. Essencialmente, este passo do ensaio em particular requer uma combinação de cuidado e velocidade de usar uma pipeta multi-canal para transferir rapidamente a quantidade necessária de sobrenadante a partir do bloco de poços profundos para a microplaca.

Os ensaios de actividade da enzima extracelular em amostras de água não tem nem a necessidade de um período de secagem nem o passo de centrifugação, o último porque tanto a reacção enzima-substrato e medição de fluorescência do produto final ocorrem na mesma microplaca. Como tal, estes umssays são tipicamente mais rápido e pode inicialmente parecer mais fácil de executar. No entanto, eles têm suas próprias limitações em que, sempre que possível, o padrão MUB e substratos MUB-ligadas não deve ser exposto à luz. Em nossa experiência, escurecendo as luzes tanto uma possível durante a pipetagem e incubar as microplacas no escuro (ou coberto com uma tampa opaca) é uma necessidade. Porque estes ensaios também requerem as placas a serem lidos em vários pontos de tempo, isto resulta muitas vezes na necessidade de comutação mais rápido entre as placas quando ensaiando várias enzimas ao mesmo tempo. Por exemplo, a fim de ensaiar nove amostras de água para a actividade de seis enzimas simultaneamente (ou seja, utilizando seis diferentes microplacas), torna-se necessário para ler uma placa de cada 2 min durante 1 hora, a fim de garantir que cada chapa individual é lido a cada 10 -15 min (neste caso, a cada 12 minutos). Cuidados devem ser tomados para manter o controle de placa especial que está sendo lido, bem como para garantir que nenhum líquido é derramado from da placa, uma vez que é transferido para dentro e para fora do fluorímetro de microplacas. Quando ensaiando várias enzimas de uma vez, também é importante ter em mente o tempo que leva para o leitor de microplacas para ler, na verdade, a placa e escalonar a leitura intervalos de acordo. Um último problema com o ensaio de fluorescência da actividade enzimática extracelular em amostras de água é quando se trabalha com amostras turvos. As amostras de água que contêm partículas em suspensão deve ser agitado antes inicialmente verter para o reservatório de pipeta e misturada novamente, retirando e ejetar com a pipeta antes de ser carregada na microplaca. Números mais elevados de partículas em uma amostra também normalmente resulta em uma maior supressão do sinal fluorescente, bem como a importância dos controles de atenuação para cada amostra não pode ser suficiente sublinhado.

Enquanto substratos MUB-e p-NP ligadas mostram tipicamente valores max V semelhante para as enzimas ambientais, os valores de K mpode ser diferente, e enzimas, tais como β-glucosidases e fosfatases podem ter maior afinidade para os substratos MUB-ligados do que os seus análogos ligados NP-14 p. Por isso, substratos MUB ligados tendem a ser mais sensíveis do que aqueles ligados a p NP, o que sugere que seria uma escolha melhor usar a mensuração da atividade enzimática em solos e sedimentos. No entanto o produto final fluorogénico que é medido durante os ensaios MUB é sujeito a têmpera potencial em alguns extractos de solo, e leituras de fluorescência pode ser instável ao longo do tempo 12. Solos e sedimentos também tendem a ter atividade enzimática extracelular mais elevada do que as águas naturais, de modo que o aumento da sensibilidade dos ensaios MUB ligados fluorométricos podem oferecer pouca vantagem sobre os métodos p NP colorimétricos dados os problemas potenciais com têmpera ao analisar certos solos. Como uma nota lateral, os substratos ligados ao NP p ea norma NP p si são geralmente mais affordable do que suas contrapartes MUB; uma razão adicional para o seu uso se aplicam restrições orçamentais.

Talvez o aspecto mais importante de ser capaz de testar a atividade enzimática extracelular microbiana em ambientes aquáticos e terrestres é que enquanto estas técnicas medir processos fisiológicos microbianos, estes processos têm uma influência directa sobre as transformações a nível do ecossistema de carbono e nutrientes. Preços de decomposição da matéria orgânica foram diretamente ligada à atividade de celulases extracelulares em sedimentos 18,19, de modo que medições rápidas de atividade da enzima potencialmente facilitar a determinação do instantâneo nas taxas de decomposição in situ em amostras ambientais. Utilizando abordagens de alto rendimento de microplacas permite a medição simultânea da actividade da enzima em maiores números de amostras do que as abordagens mais típicos único tubo, de modo que a variação da actividade da enzima (e, por extensão, os processos de nível ecossistema) em response a fatores como a profundidade de 20 ou perturbações ambientais 9,21 pode ser examinado. Da mesma forma, os ensaios de enzimas envolvidas na ciclagem de nutrientes, tais como fosfatase e NAGase, pode fornecer insights sobre limitação de nutrientes em ambientes específicos, por exemplo, a importância relativa de fósforo orgânico em azoto orgânico durante o desenvolvimento do solo 8.

Porque as atividades enzimáticas foram medidas em amostras ambientais por mais de trinta anos, as comparações entre estudos utilizando meta-análises avançadas estão agora se tornando possível. Tais estudos sugerem que, em escala global, a atividade da enzima e, portanto, as taxas de decomposição da matéria orgânica e mineralização de nutrientes, são vinculados a pH, disponibilidade de substrato e nutrientes estequiometria 17. Ao mesmo tempo, a utilização de um protocolo baseado em microplacas começou a permitir a análise de padrões de escala fina na actividade da enzima através de técnicas de mapeamento geoestatísticos 22

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Disclosures

Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.

Acknowledgments

Financiamento para aspectos deste trabalho foi fornecida por várias fontes, incluindo o Departamento de Agricultura dos Estados Unidos Acordo de Cooperação específico 58-6408-1-595 ea National Science Foundation (prêmio 1.049.911).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
REAGENTS AND MATERIALS
Glacial acetic acid Various suppliers
Sodium acetate Various suppliers
Sodium hydroxide Various suppliers
p-Nitrophenol Fisher BP612-1 Alternates available
p-Nitrophenyl (pNP)-phosphate Sigma N3234 pNP-substrate
pNP-β-glucopyranoside Sigma N7006 pNP-substrate
pNP-β-N-acetylglucosaminide Sigma N9376 pNP-substrate
Clear 96-well microplates Fisher 12-563-301 Alternates available
96-well deep well blocks Costar 3958 Alternates available
Aluminum weigh pans Various suppliers
Sterile 15 ml centrifuge tubes Various suppliers
Sterile 50 ml centrifuge tubes Various suppliers
4-Methylumbelliferone Sigma M1381
4-Methylumbelliferyl (MUB)-phosphate Sigma M8883 MUB-substrate
4-MUB-glucopyranoside Sigma M3633 MUB-substrate
4-MUB-N-acetylglucosaminide Sigma M2133 MUB-substrate
Sodium bicarbonate Various suppliers
Black 96-well microplate Costar 3792
Pipette reservoir Various suppliers
EQUIPMENT
Centrifuge Eppendorf 5810R
Centrifuge rotor Eppendorf A-4-81 For microplates/deep-well blocks
Microplate reader BioTek Synergy HT Alternates available
Microplate fluorometer BioTek FLx 800 Alternates available
8-channel pipettor Various suppliers

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References

  1. Ljungdahl, L. G., Eriksson, K. -E. Ecology of microbial cellulose degradation. Advances in microbial ecology. 8, 237-299 (1985).
  2. Sinsabaugh, R. L., Antibus, R. K., Linkins, A. E., Mclaugherty, C. A., Rayburn, L., Repert, D., Weiland, T. Wood decomposition over a first-order watershed: mass loss as a function of lignocellulase activity. Soil biology and biochemistry. 24, 743-749 (1992).
  3. Dalal, R. C. Soil organic phosphorus. Advances in agronomy. 29, 83-113 (1977).
  4. Sinsabaugh, R. L., Moorhead, D. L. Resource allocation to extracellular enzyme production: a model for nitrogen and phosphorus control of litter decomposition. Soil biology and biochemistry. 26, 1305-1311 (1995).
  5. Tabatabai, M. A., Bremner, J. M. Use of p-nitrophenyl phosphate for assay of soil phosphatase activity. Soil biology and biochemistry. 1, 301-307 (1969).
  6. Parham, J. A., Deng, S. P. Detection, quantification and characterization of β-glucosaminidase activity in soil. Soil biology and biochemistry. 32, 1183-1190 (2000).
  7. Kuperman, R. G., Carreiro, M. M. Soil heavy metal concentrations, microbial biomass and enzyme activities in a contaminated grassland ecosystem. Soil biology and biochemistry. 29, 179-190 (1997).
  8. Olander, L. P., Vitousek, P. M. Regulation of soil phosphatase and chitinase activity by N and P availability. Biogeochemistry. 49, 175-190 (2000).
  9. Jackson, C. R., Vallaire, S. C. Effects of salinity and nutrient enrichment on microbial assemblages in Louisiana wetland sediments. Wetlands. 29, 277-287 (2009).
  10. Hoppe, H. -G. Significance of exoenzymatic activities in the ecology of brackish water: measurements by means of methylumbelliferyl-substrates. Marine ecology progress series. 11, 299-308 (1983).
  11. Somville, M. Measurement and study of substrate specificity of exoglucosidase activity in eutrophic water. Applied and environmental microbiology. 48, 1181-1185 (1984).
  12. Freeman, C., Liska, G., Ostle, N. J., Jones, S. E., Lock, M. A. The use of fluorogenic substrates for measuring enzyme activity in peatlands. Plant and soil. 175, 147-152 (1995).
  13. Sinsabaugh, R. L., Findlay, S., Franchini, P., Fischer, D. Enzymatic analysis of riverine bacterioplankton production. Limnology and oceanography. 42, 29-38 (1997).
  14. Marx, M. -C., Wood, M., Jarvis, S. C. A microplate fluorometric assay for the study of enzyme diversity in soils. Soil biology and biochemistry. 33, 1633-1640 (2001).
  15. Jackson, C. R., Weeks, A. Q. Influence of particle size on bacterial community structure in aquatic sediments as revealed by 16S rRNA gene sequence analysis. Applied and environmental microbiology. 74, 5237-5240 (2008).
  16. Canion, A. K., Ochs, C. The population dynamics of freshwater armored dinoflagellates in a small lake in Mississippi. Journal of freshwater ecology. 20, 617-626 (2005).
  17. Sinsabaugh, R. L., Lauber, C. L., et al. Stoichiometry of soil enzyme activity at global scale. Ecology letters. 11, 1252-1264 (2008).
  18. Jackson, C. R., Foreman, C. M., Sinsabaugh, R. L. Microbial enzyme activities as indicators of organic matter processing rates in a Lake Erie coastal wetland. Freshwater biology. 34, 329-342 (1995).
  19. Jackson, C. R., Vallaire, S. C. Microbial activity and decomposition of fine particulate organic matter in a Louisiana cypress swamp. Journal of the north american benthological society. 26, 743-753 (2007).
  20. Jackson, C. R., Liew, K. C., Yule, C. M. Structural and functional changes with depth in microbial communities in a tropical Malaysian peat swamp forest. Microbial ecology. 57, 402-412 (2009).
  21. Rietl, A. J., Jackson, C. R. Effects of the ecological restoration practices of prescribed burning and mechanical thinning on soil microbial enzyme activities and leaf litter decomposition. Soil biology and biochemistry. 50, 47-57 (2012).
  22. Smart, K. A., Jackson, C. R. Fine scale patterns in microbial extracellular enzyme activity during leaf litter decomposition in a stream and its floodplain. Microbial ecology. 58, 591-598 (2009).

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