In situ transversal reto abdominal miocutâneo: um modelo de rato de miocutâneo Isquemia Traumatismo por Reperfusão

1Department of Surgery, Royal Infirmary of Edinburgh, 2Department of Nephrology, Royal Infirmary of Edinburgh
Medicine

Your institution must subscribe to JoVE's Medicine section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

Welcome!

Enter your email below to get your free 10 minute trial to JoVE!





By clicking "Submit", you agree to our policies.

 

Summary

Transferência de tecido livre é amplamente utilizado em cirurgia reconstrutiva para restaurar a forma ea função após ressecção oncológica e trauma. Pré-Condicionamento este tecido antes da cirurgia pode melhorar o resultado. Este artigo descreve uma

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Edmunds, M. C., Wigmore, S., Kluth, D. In situ Transverse Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A Rat Model of Myocutaneous Ischemia Reperfusion Injury. J. Vis. Exp. (76), e50473, doi:10.3791/50473 (2013).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Transferência de tecido livre é o padrão ouro da cirurgia reconstrutiva para reparar defeitos complexos não passíveis de opções de locais ou aqueles que necessitam de tecido composto. Lesão por isquemia-reperfusão (IRI) é uma causa conhecida de falha de retalho livre parcial e não tem nenhum tratamento eficaz. Estabelecer um modelo de laboratório esta lesão pode custar caro tanto financeiramente como mamíferos maiores são convencionalmente usados ​​e na especialização exigida pela dificuldade técnica desses procedimentos requer tipicamente empregando um microsurgeon experiente. Esta publicação e vídeo demonstram o uso eficaz de um modelo de IRI em ratos, que não requer perícia microcirurgia. Este procedimento é um modelo in situ de um miocutâneo transverso abdominal (TRAM) aba onde são utilizadas pinças atraumáticas para reproduzir a lesão de isquemia-reperfusão associados a esta cirurgia. Um scanner a laser Doppler (LDI) é empregada para avaliar a perfusão aba eo processamento de imagem software, Imagem J para avaliar a área percentual pele sobrevivência como desfecho primário de lesão.

Introduction

O objetivo deste protocolo é demonstrar um modelo confiável e reprodutível da lesão de isquemia-reperfusão observados na transferência de tecido livre para permitir estratégias de intervenção a ser investigado.

Transferência de tecido livre é definido como o descolamento vascular de um bloco isolado de tecido seguido de transplante autólogo de tecido que com anastomose dos vasos seccionados da aba para vasos nativos no local do receptor. O procedimento é conhecido como ITF e do tecido a ser transferida denominada o retalho livre.

Transferência de tecido livre é a abordagem padrão-ouro para a correção de defeitos complexos, compostos onde as opções locais são inadequados ou inexistentes. 1-4 Isquemia reperfusão (IRI) é inevitável em transferência livre de tecidos, contribui para bater falha 5,6 e não tem tratamento eficaz. A natureza eletiva de cirurgias retalho livre permite a administração de farmacologicamenteagentes CAL para precondição contra IRI.

IRI resulta em alterações de fluxo através da microcirculação por activação e disfunção endotelial metabólica, 7 aumento da permeabilidade capilar e edema intersticial 7 subsequente, o influxo de células inflamatórias, 8 de libertação de mediadores inflamatórios, as espécies de oxigénio reactivas 9 e deposição de complemento 10 Este processo complexo de hipóxia. e subsequente reperfusão, finalmente, conduz à morte celular. Um modelo de miocutâneo IRI permite a eficácia do pré-condicionamento estratégias em resultados clínicos para ser avaliado. Trabalhos recentes validou o uso de modelos animais de estudos IRI como um substituto para o IRI humano comparando as alterações moleculares observados em seres humanos e animais de dados existentes 10,11.

O rato miocutâneo transverso do músculo reto abdominal (TRAM) retalho foi descrita pela primeira vez em 1987, em alemão e 12 em 199313 em Inglês. Este modelo ganhou grande popularidade 13-25 como um modelo mais barato, robusto para investigar diferentes estratégias para reduzir IRI associada com a transferência de tecido livre. 14,17-22 A maioria destes estudos foram concebidos como retalhos TRAM unipedicled com base na profunda, inferior, . epigástrica pedículo vascular 15-18,20-22 comparação dos dados destes estudos é dificultada pelo uso de diferentes ilhas cutâneas porte (10,5-30 cm 2) e diferentes comprimentos de acompanhamento pós-operatório (2 - 10 dias). O percentual total área de necrose média aba no braço desses estudos de controle é de 69 ± 6,2% (média ± SEM). Deve notar-se que todos estes seis papéis empregar o músculo rectus abdominis como um portador para o pedículo vascular, mas não expõem, dividir e microanastomose ou prender os vasos. Zhang et al. 23 descreveram um verdadeiro, livre TRAM rato com base nos vasos epigástricos superiores em que o fvoltas foram levantadas, vasos dividido ea retalho miocutâneo transferidos e microanastomosed aos vasos virilha. Esta técnica difícil exigiu a microanastomoses de 0,45-0,5 vasos de calibre mm. Apenas quinze foram realizadas e destas, 67% sobreviveram. 23 O modelo descrito por Zhang et al. 23 é um excelente modelo para o retalho TRAM livre humano como ele realmente reflete a lesão sofrida durante a ITF. Os outros modelos publicados de um retalho TRAM rato refletir com mais precisão as lesões sofridas durante um TRAM pediculado humana, mas não refletem com precisão o IRI como estes aba em não submeter-se a um período de isquemia seguida de reperfusão como o pedículo vascular nunca é preso ou dividido e microanastomoses executadas. Este protocolo e vídeo descreve um novo modelo de transferência de tecido livre usando o TRAM rato em que o IRI é replicado usando microclamps. Este reproduz mais fielmente IRI do que os antecessores TRAM pedículo, mas é tecnicamente mais fácil do que performing a microanastomose. Microclamps têm sido largamente utilizados pelos investigadores transplantados para recriar IRI associada com o transplante de órgãos sólidos; 26-33 contudo, esta é a primeira vez que foi descrito no retalho TRAM rato.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Toda cirurgia é realizada de acordo com as diretrizes estabelecidas pelo Ministério do Interior do Reino Unido e da Universidade de Departamento de Serviços de Veterinária de Edimburgo.

1. Surgical set-up Procedimento Notas

  1. Mude para scrubs limpas cirúrgicas, avental, gorro e máscara esfoliante. Limpe todas as superfícies da sala de operações, incluindo equipamentos com clorexidina a 2% em 70% de álcool isopropílico.
  2. Antes da cirurgia, todos os fornecimentos autoclave e instrumentos cirúrgicos que serão utilizados no processo. Embalagens esterilizadas por operação deve incluir: 3 cortinas, gaze, algodão aplicadores ponta, lençóis silicone e os instrumentos cirúrgicos, consulte a tabela de materiais cirúrgicos específicos e ferramentas e Figura 1. Pesa-se o rato e medir o volume apropriado de buprenorfina (0,04 mg / kg) a ser administrado por via subcutânea uma hora antes de completar o procedimento. Lay out, 3 x 1 ml seringas para administração de fluidos por via subcutânea durante surgery, 2 x 6-0 Vicryl, 1 x 5-0 suturas Ethilon, um marcador estéril com régua e um bisturi descartável 10 lâmina, 4-5 pares de luvas estéreis e uma unidade de cautério de mão.
  3. Ponto 4 x 10 ml estéril, 0,9% de solução salina frascos num banho de água aquecido a 37 ° C. Isto irá ser utilizado para a substituição de fluidos por via subcutânea (1 ml / kg / h) e para lavar o local cirúrgico. Configure o cobertor homeotérmicos, sonda retal, lâmpada de calor, microscópio cirúrgico e anestésico rig. Ligue o laser e seu software, set-up um outro equipamento anestésico e coloque uma almofada de calor debaixo do tapete preto em que o animal irá lançar durante a varredura.
  4. Use ratos machos Lewis, pesando 250-300 g. Ratos Casa para 7 dias, com comida e água ad libitum com 12 hr ciclos claro-escuro, antes de qualquer cirurgia é realizada.

2. Anestesia e preparação da pele

  1. Coloque o rato em câmara de indução do equipamento de anestesia e administrar 4% isoflurano com 1l/min O 2 para2-3 min para induzir a anestesia. Remover o rato anestesiado a partir da câmara, e colocá-lo na posição supina, esteira aquecida limpa. Manter isoflurano a 1,5%, utilizando um cone de nariz. Aplicar agente lacrilube ou semelhante para evitar a abrasão da córnea durante o procedimento. Realizar um teste pitada pé-pad para garantir que o animal está devidamente anestesiados antes de prosseguir. Repita esse último teste antes de cada grande passo no processo e ajustar a concentração de anestésico inalatório em conformidade.
  2. Estreitamente raspar a abdominal anterior utilizando uma máquina de barbear de modo que toda a superfície abdominal é exposta. Aplicar depilar creme para a duração recomendado pelo fornecedor. Remover o creme e enxaguar a pele com solução salina estéril aquecido para remover todos os vestígios do creme. Aplicar clorexidina 2% em 70% de álcool isopropílico para a pele e deixe secar antes de prosseguir. Esta é a preparação da pele normal em nossa unidade com base na evidência atual para infecção de sítio cirúrgico. Favor 34 discuss com o seu Departamento de Veterinária que é um procedimento padrão em sua unidade antes de eleger um protocolo de preparação da pele.
  3. Coloque duas cortinas de ambos os lados do rato e cuidar para mantê-los estéreis. Calçar luvas estéreis e com a ajuda de um assistente abrir as embalagens esterilizadas. Coloque todos os instrumentos em uma cortina e as suturas, gazes, aplicadores de algodão, folhas de silicone e caneta marcador estéril com régua na outra.
  4. Identificar a linha média utilizando processo xifóide e a cauda como pontos de referência. Marcar a linha média. Meça 0,8 centímetros abaixo do processo xifóide e marcar este ponto. Desenhar uma linha perpendicular à linha média a partir deste ponto. Tomando a linha média como o centro da marca aba out 1 e 2 cm à esquerda e à direita da linha média. Desenhar linhas verticais paralelas à linha média a partir dos pontos. Medida 4 cm abaixo da linha horizontal original e chamar uma outra paralela a ela. Seguindo estas instruções de 4 x 4 cm aba dividida em quatro tiras iguais é delineada(Ver Figura 2).

3. Laser Doppler

  1. Mova cuidadosamente o rato para o cone do nariz do segundo equipamento anestésico no scanner de LDI. Continuar a anestesia com 1,5% de isoflurano, 1l/min O 2. Ligue o laser e siga as instruções do fabricante para iniciar a digitalização. Depois de salvar o arquivo digitalizado devolver o rato de volta para a primeira plataforma e re-introduzir a sonda retal do cobertor homeotérmicos usando parafina branca e macia como um lubrificante.

. 4 Em TRAM situ - Modelo miocutâneo do IRI

  1. Re-esfrega as mãos e colocar luvas estéreis frescos. Corte um círculo de 5 cm de diâmetro no centro do campo estéril restante e coloque este sobre o abdômen exposto para criar um campo estéril drapeado.
  2. Realizar uma incisão ao longo do bordo lateral esquerdo, marcado (Figura 3A e B). Hemostasia. Fazer incisões semelhantes as linhas horizontaispara a esquerda da linha média. Hemostasia.
  3. A sobrejacente gordura da bainha do músculo reto inferior esquerdo deve ser visível. Utilizando uma pinça e tesouras íris multa cuidadosamente começar por baixo dessa gordura. Tome cuidado para não danificar os perfuradores que vem através do, bainha do músculo reto anterior esquerda. O avião se abriu por essa dissecação é que, imediatamente acima da fáscia da parede abdominal anterior. Continuar dissecando neste plano ao redor das margens demarcadas. Na fossa ilíaca esquerda, encontra-se o grande, superficial ilíaca circunflexo navios de estes podem ser presos ou cauterizada. Em seguida, estender a dissecção medial com cautela e apenas na medida em que a margem lateral do músculo reto abdominal esquerdo. Há uma mudança de cor óbvio neste ponto do rosa ao quase branco (Figura 3C). Irrigar cuidadosamente a área com soro fisiológico estéril e verifique se a hemostasia foi alcançado antes de colocar uma gaze úmida sobre a área.
  4. Repita o procedimento no lado contralateral, mas desta vez estender toa linha alba (linha média). Tome cuidado para identificar e cauterizar todos os perfuradores musculocutâneo que surgem no centro do músculo reto abdominal direito (Figura 3D). Se isso não for feito corretamente, pode resultar em um hematoma pós-operatório e os resultados espúrios. Da mesma forma hemostasia, irrigar e colocar uma gaze úmida sobre a aba levantada.
  5. Voltar para a margem inferior do músculo reto anterior esquerda (Figura 3E e F). Cauterizar o perfurador mais inferior visto. Prossiga para cortar uma pequena janela (cerca de 0,6 centímetros x 0,6 cm) na bainha do músculo reto anterior usando microtesoura e apontou curvo fórceps Graeffe. Blunt dissecar lentamente pela margem lateral do músculo até que o músculo se afina, mas antes da bainha posterior é violada. Em seguida, gire a pinça e sem corte dissecar medial até o ventre do músculo está no topo da borda curvada do fórceps e as pontas são livres na margem medial. Alimente aproximadaly seis centímetros de 5-0 Ethilon nas mandíbulas dos fórceps e amarrar o músculo reto abdominal inferior. Após a conclusão desta etapa, o retalho miocutâneo é isolado em um navio-os dominante vasos epigástricos superiores profundas. Cubra com uma gaze úmida.
  6. Corte a folhas de silicone em ovais com cantos suaves, (Figura 3G). Estes devem ser grande o suficiente para cobrir a maior parte da área exposta sob as porções fasciocutâneos do retalho. No entanto, deve ser tomado cuidado para assegurar que o bordo da pele pode ser fechado sem qualquer tensão e a curva medial da oval pode ter que ser emparelhado de volta para evitar que o fluxo através dos perfuradores prejudicando restantes. Estes são então suturado no lugar com 6-0 Vicryl (Figura 3H). Cubra com uma gaze úmida.
  7. Usando simples interrompido 'peg out' 5-0 Ethilon suturas a aba para reduzir o calor e perda de água (Figura 3I). Cubra com uma gaze úmida.
  8. Estender a ferida superiormente à esquerda doprocesso xifóide (Fig. 3I). Sutura isto para o quadrante superior esquerdo, para melhorar o campo de visão.
  9. Cortar toda a gordura sobrejacente para revelar o, à esquerda, bainha do músculo reto anterior superior. Cortar um pequeno (0,6 cm x 0,6 centímetros) nesta janela bainha (Figura 3J). Estender a ferida medial até que uma alteração na trajectória da fibra muscular da vertical para a consistência e oblíquas a partir cuidadosamente embalados para fibrilas soltas é visto.
  10. Insira as pinças curvas com cuidado entre esses dois músculos e abrir um avião por dissecção romba. Corte com cuidado para baixo apenas na medida em que a superfície superior de estas pinças curvas cortando o ventre do músculo reto abdominal esquerdo para revelar o, artéria subjacente profunda superiores e veia epigástrica (Figura 3K).
  11. Usando micro-instrumentos e de alta potência no microscópio cirúrgico, separe cuidadosamente a artéria e veia e retirar toda a gordura ao redor.
  12. Aplicar grampos Acland atraumáticas para a umartery e veia (B-1, tipo "V") e iniciar o temporizador de contagem regressiva para o período de isquemia de 30 min. Irrigar o pedículo preso e cobrir com gaze. Não foram utilizados vasodilatadores, tais como verapamil ou pabavarine mas deve espasmos nos vasos seja um problema, estes fármacos devem ser considerados.
  13. Administrar o buprenorfina (0,04 mg / kg) e aquecido, solução salina estéril (1 ml / kg / hr).
  14. Começando no canto superior esquerdo, suturar o retalho no lugar com 6-0 subcuticulares Vicryl parar e amarrar no processo xifóide.
  15. Quando o tempo de 30 min de isquemia é longo, remova cuidadosamente os grampos e irrigar o pedículo com soro fisiológico aquecido. Verifique se o fluxo foi restabelecido. Por favor, note que este tempo de isquemia foi estipulado pela autoridade UK Home Office. Os investigadores que trabalham em outras autoridades pode ser capaz de estender esse tempo. Estendendo o tempo de isquemia provavelmente vai levar a pior evolução clínica.
  16. Suturar as bordas do corte do reto de volta no lugar com Vicryl 6-0.Tome cuidado para não aplicar muita tensão, pois isso pode levar a torção dos vasos.
  17. Complete a sutura subcutânea tendo o cuidado de enterrar todos os nós abaixo da pele (Figura 3K).
  18. Limpe a área da ferida e deixe-a secar. Redesenhar as zonas na aba.
  19. Re-examinar o animal para obter uma imagem pós-operatório.
  20. Voltar a aplicar lacrilube para os olhos do animal e colocar num incubador aquecido (37 ° C) durante 1 hora para se recuperar antes de retornar para a unidade de produção.

Etapas críticas dentro do protocolo

O cerne do processo está em identificar os vasos epigástricos profundos superiores. Isto é mostrado claramente no filme que a acompanha. Em breve, uma janela é cortada na aponeurose anterior para expor as fibras musculares subjacentes que será a todo o comprimento. Ao alargar a dissecção superficial da aponeurose anterior medial uma mudança na trajectória da fibra muscular é observada from longitudinal oblíqua. Inserir rombas, curvado, fórceps Graeffe (ou similar), na intersecção dos dois feixes de fibras musculares. Blunt dissecar lateralmente. Cortar, utilizando micro tesouras, sobre a superfície superior das pinças curvas realizadas neste plano entre os feixes de fibras musculares. Na remoção da pinça Graeffe a artéria epigástrica profunda, superior e veia será observada no ponto central do corpo do músculo rectus abdominis. Retirar a gordura recobre os navios que utilizam micro instrumentos e aplicar os grampos.

As porções fasciocutâneos do retalho TRAM de ratos são finas o suficiente para permitir a aba para tomar como um enxerto de pele de espessura total. Para evitar isso e garantir que este é um verdadeiro modelo do IRI uma fina folha de silicone flexível é colocado debaixo das porções fasciocutâneos da aba 35. Esta etapa tem sido adotado por outros pesquisadores que realizam modelos TRAM de ratos. 17,21,25

Rats mastigar atranós gh para se certificar de todas as suturas são subcuticular e todos os nós estão enterrados. No cumprimento meticuloso autocannabilism sutura de retalhos como relatado por outros pesquisadores podem ser evitados. 24

Após a administração de buprenorfina reduzir a manutenção da anestesia com isoflurano a 1% (1l/min O 2).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Modelos de ratos são mais econômicos do que os modelos animais maiores, 36 são resistentes à doença na natureza e podem ser manipulados geneticamente. Animais de pele solta, como roedores, foram pensados ​​para ter um arranjo diferente de fornecimento de sangue cutâneo comparação com os animais esfolados fixos, como os seres humanos e porcos. Em animais de pele soltas, a pele é fornecida principalmente por vasos sanguíneos cutâneos directos que passam pela gordura subcutânea da pele que se sobrepõe (Figura 4) Por outro lado, os animais pelados fixados derivar fornecimento de sangue através dos vasos cutâneos que percorrem os músculos subjacentes para fornecer o tegumento sobrejacente através perfurantes musculocutâneos (Figura 4). Consequentemente, havia a preocupação de se os animais soltos de pele poderia ser usado em pesquisas aba. No entanto, o trabalho de Taylor em angiosomes mostrou que havia áreas discretas da pele do rato que são fornecidas de uma maneira análoga como o ser humano através musculocutâneos perfurantes. Oparede abdominal anterior em que o miocutâneo reto transversal (TRAM) retalho é baseado é uma dessas áreas 37,36,15.

Anatomia relevante

Os e profundas, vasos epigástricos superiores são o pedículo vascular dominante em ratos e de seis a dez perfurantes passar através da bainha do músculo reto anterior para fornecer o tegumento sobrejacente. 13,15 Os vasos epigástricos profundos superiores no rato entrar no músculo reto abdominal no nível do xifóide e continuar, diminuindo de calibre, para o púbis. As margens laterais do abdômen anterior são fornecidos pelos vasos ilíacos epigástrica e circunflexo superficiais inferiores e superiores. 37 Há uma sobreposição fisiológicas entre os territórios fornecidos por estes ramos cutâneos diretos e as áreas de tegumento fornecidos pelos perfuradores musculocutâneo via vasos de estrangulamento. Este 38 é consistente com os territórios vasculares anatômicas e fisiológicasdescrito no ser humano, no entanto, no ser humano o pedículo vascular dominante é o inferior ao invés de a artéria epigástrica superior 39.

Transversa do músculo reto abdominal miocutâneo (TRAM) aba

O transverso do músculo reto abdominal retalho foi descrita pela primeira vez para a reconstrução após ressecção radical do câncer de mama em 1974. 40 Este retalho miocutâneo é baseado em vasos sanguíneos epigástricas profundas e incorpora uma parte dos músculos reto abdominal e integument sobrejacente. Ao longo deste artigo, o TRAM será dividido em quatro áreas iguais chamadas zonas. Eles são numerados de I a IV, conforme Schlefen et al tal que: Zona I (ZI) é o tegumento que recobre o músculo reto abdominal fornecidos directamente pelo pedículo vascular; Zona II (ZII) descreve o tegumento que recobre o músculo reto abdominal contralateral; Zone. III (ZIII) a área lateral para a Zona I e Zona IV (ZIV) a área lateral para a Zona II (ver 41.

Laser Doppler-avaliação da perfusão sanguínea

Laser Doppler fornece um meio não invasivo de avaliação da circulação sanguínea no retalho. 42-45 Uma fonte de luz monocromática é emitida a partir da cabeça de laser. Esta luz incidente (azul na Figura 6) é deslocado por eritrócitos dentro do tecido. O grau de mudança está relacionada com a velocidade dos eritrócitos. A luz deslocado (verde na Figura 6) é detectada pelo fotodetector na cabeça do scanner e convertida em uma medição da perfusão. Estes são apresentados em unidades arbitrárias, unidades de perfusão (PU), e os dados convertidos em uma imagem bem como um mapa, em que o tempo de perfusão é graduada de alto a baixo, e cada valor designado de uma cor (Figura 7). O mapa de cores gerado ilustra perfusão relativa entre as diferentes áreas do retalho. Cada instrumento é cuidadosamente calibrado such que as comparações podem ser feitas entre os sujeitos, quando o mesmo scanner é empregada

Os ratos foram submetidos a imagiologia de perfusão de laser Doppler utilizando um LD12 Moor (Moor Instruments, Essex, Reino Unido) digitalizador pré-operatório, imediatamente após a cirurgia e às 24 e 48 horas após a cirurgia.

Utilizando o software fornecido com o leitor LDI uma região de interesse (ROI) pode ser sobreposto na imagem do LDI ea perfusão de que a área média calculada (Figura 7).

A análise da porcentagem de área de necrose desfecho primário J imagem

Imagem J é um open-access programa de processamento de imagem cortesia do National Institutes of Health.46 Isso pode ser usado para medir áreas e, posteriormente, calcular a área da pele a porcentagem de cada zona que é normal ou totalmente contendo necrose em cada momento (Figura 8) .

A avaliação dos danos

Omaiores taxas de necrose da pele foram encontrados na zona IV (ver dados representativos nas Figuras 9 e 10), de acordo com outros estudos. 16,22,24,25,47 Estes resultados correspondem ao padrão de necrose informou clinicamente em retalhos TRAM humanos, confirmando que esta é uma representação fiel do problema clínico. 14 A percentagem de área aba necrose total foi de 37,86 ± 5,4% (média ± SEM).

Alterações no sangue da pele

LDI digitalização de perfusão foi utilizado para avaliar o fluxo sanguíneo no modelo TRAM. Este é um método simples, não invasivo e reprodutível de avaliação da perfusão (Figuras 9 e 11). Perfusão diminuiu para 58,4 ± 0,49% (n = 10, média ± SEM), imediatamente após a operação, 56,98 ± 0,41% às 24 h e 92,4 ± 0,6% em comparação com os valores pré-operatório para a totalidade da aba. As áreas da aba wi ª menor perfusão no pós-operatório e 24 scans hr imediatas indicam as áreas onde a necrose será posteriormente desenvolver em 48 horas (veja a Figura 9).

Figura 1
Figura 1. Equipamento de set-up. A sonda câmara de indução anestésica com vermelho são vistos atrás da mesa. O rato é deitado de costas, com anestesia mantida através de um cone do nariz. Uma lâmpada de calor é utilizado para aumentar a temperatura ambiente. Acima do rato é o microscópio de operação. Para o lado esquerdo do rato é uma cortina com uma gaze esterilizada, suturas, etc Para a direita do rato é um campo estéril com os instrumentos cirúrgicos. Temperatura central é mantida através de um cobertor homeotérmicos (debaixo do rato) e sonda retal conectado ao dispositivo aparelho de Harvard (caixa preta na frente do recipiente de agulhas).

/ "Alt =" 50473/50473fig3.jpg Figura 3 "/>
Figura 2. Demarcando as fronteiras aba e zonas. Depilada O rato é colocado em decúbito dorsal. A linha média está identificada e marcada (linha azul tracejada). Uma linha é marcada perpendicular à linha média 0,8 centímetros abaixo do processo xifóide. 4 linhas são traçadas paralelamente à linha mediana, a 1 cm de distância. A última linha é traçada paralelamente e quatro centímetros abaixo da segunda linha para completar o quadrado. Clique aqui para ver a figura maior .

Figura 4
Figura 3. Passo-a-passo abordagem cirúrgica. O retalho é delineado como descrito anteriormente (3A). A margem lateral esquerda é uma incisão (3B) e dissecção continuou medial no plane imediatamente superficial com a parede abdominal anterior fáscia à margem lateral do músculo rectus esquerda (3C). As mesmas etapas são realizadas no lado contralateral, mas a dissecação continuou medial à linha alba (linha média), (3D). Cauterizar os perfuradores musculocutâneo decorrentes do centro do músculo reto abdominal direito. Uma pequena janela é cortado no aspecto inferior do músculo reto abdominal esquerdo (3E) e do reto inferior amarrado (3F). Folhas de silicone é então cortado e suturado no lugar debaixo das porções fasciocutâneos do retalho (3G H). O retalho é então 'atrelado' out (3-I). Passos (3G e I) pode ser realizada antes ou depois dos passos (3E e F). Uma pequena janela é cortado no aspecto superior do, bainha do músculo reto anterior esquerdo (3-J). O músculo é então expostacuidadosamente examinada. A mudança na trajetória das fibras musculares do paralelo à oblíquo e bem embalado para fibrilas embalados frouxamente será visto medial. Passe a pinça Graeffe curvas entre estes planos musculares e neutralizar dissecar lateralmente. Reduzir o tempo sobre a superfície fechada, superior destas pinças para expor o pedículo vascular. Retire a gordura ao redor e expor os vasos para fixação. Coloque grampos Acland na artéria e veia (3K) e contagem regressiva do período de tempo de isquemia. Comece sutura subcuticular deixar a área imediatamente acima dos grampos até a última. Remover os grampos após o período concedido appose e as extremidades livres do músculo rectus abdominis esquerda. Conclua as suturas subcuticulares (3L).

Figura 5
Figura 4. Fornecimento de sangue cutânea em animais esfolados fixos e soltos. Fornecimento de sangue cutâneo no loosde e mamíferos, como ratos pele é predominantemente via ramos cutâneos diretos ao invés de perfuradores musculocutâneo como em mamíferos pele fixos, como os seres humanos e porcos. Por esta razão, os ratos não foram tradicionalmente preferido para pesquisa cirúrgica plástica. Isso tem sido demonstrado ser uma noção desatualizados e áreas específicas do rato, tais como a parede abdominal anterior são fornecidos por perfuradores musculocutâneo e são, portanto, áreas adequadas para uso de modelos com abas. Clique aqui para ver a figura maior .

Figura 6
Figura 5. Zonas do transverso abdominal miocutâneo como descrito por Schlefen et al., Em 1983. A seta vermelha indica o pedículo vascular (neste caso, os vasos profundos esquerda, superior epigástrica). Os numerais romanos azuis mostram tHe 4 zonas numerados de I-IV, com base na sua posição relativa para a anastomose vascular, tais que: A zona I (ZI) é o tegumento que cobre o músculo rectus abdominis alimentado directamente pela pedículo vascular; Zona II (ZII) descreve o tegumento que cobre o contralateral reto abdominal; Zona III (ZIII) a área lateral para a Zona I e Zona IV (ZIV) lateral zona II.

Figura 7
Figura 6. Scanner a Laser Doppler. Moor scanner de LD12 avalia perfusão através do envio de uma luz monocromática (setas azuis) fontes que se deslocou pelos eritrócitos em movimento dentro da pele. O grau de mudança está relacionada com a velocidade dos eritrócitos. Esta luz deslocado (setas verdes) é detectado por foto-scanner e a perfusão em que a área calculada. Um espelho o feixe move-se então de uma forma sequencial de modo a que toda a parede abdominal anterior pode serdigitalizada em aproximadamente 7 min.

Figura 2
Figura 7. Avaliação da perfusão média utilizando software LDI. Selecione o ícone do polígono a partir da barra de ferramentas (seta vermelha), em seguida, a região de interesse (ROI) ferramenta de seleção (retângulo com a cruz azul, dois ícones à direita da ferramenta polígono). Usando o mouse desenhar todo o ROI, nesta figura todos os quatro zonas são marcadas. Antes de passar para a próxima ROI clique no retângulo com o quadrado azul novamente. Uma vez que todo o ROI desejado são selecionados pressione o ícone estatísticas no centro da barra de ferramentas (o ícone de um bloco de notas com números sobre ele) e as estatísticas de média de perfusão para cada ROI pop-up em uma nova janela, como mostrado.

Figura 8. Análise J imagem.

> Figura 8-1
Figura 8-1. Ferramenta em linha reta imagem J-Select. Selecione a ferramenta em linha reta, desenhe uma linha no centro do retalho, como mostrado. Clique aqui para ver a figura maior .

Figura 8-2
Figura 8-2. Imagem em escala de J-Set 1. Selecione Analisar a partir da barra de ferramentas e no menu drop-down selecione escala definida. Clique aqui para ver a figura maior .

upload/50473/50473fig8-3.jpg "alt =" Figura 8-3 "fo: content-width =" 5 polegadas "fo: src =" / files/ftp_upload/50473/50473fig8-3highres.jpg "/>
Figura 8-3. Imagem J-Set escala 2. Na janela pop-up para definir a escala de 4 cm. Clique aqui para ver a figura maior .

Figura 8-4
Figura 8-4. Imagem J-Selecione a ferramenta polígono e zona de contorno de interesse. Selecione ferramenta polígono (ícone de destaque) e delinear a zona de interesse. O perímetro total da zona IV é descrito neste exemplo. Clique aqui para ver a figura maior .

lways "> Figura 8-5
Figura 8-5. Imagem área J-Medida 1. Selecione Analisar a partir da barra de ferramentas e no menu selecione Medir para baixo. Clique aqui para ver a figura maior .

Figura 8-6
Figura 8-6. Imagem área J-Medida 2. A área será exibido em uma janela de resultados em separado. Clique aqui para ver a figura maior .

pg "alt =" Figura 8-7 "fo: content-width =" 5 polegadas "fo: src =" / files/ftp_upload/50473/50473fig8-7highres.jpg "/>
Figura 8-7. Imagem J-Repeat para a área de necrose total. Repita as duas etapas anteriores, mas desta vez apenas delinear a área necrosada. Este exemplo mostra a necrose completa na zona IV delineado. Para calcular a área percentual de necrose completa dividir este valor pelo antigo e multiplique por 100. Clique aqui para ver a figura maior .

Figura 9
Figura 9. Montagem de imagens representativas deste procedimento Legenda:. Cada linha representa um assunto diferente. Fotografias (esquerda) e imagem correspondente LDI (direita) são apresentados nas quatro momentos diferentes (de lepé para a direita: pré-operatório, pós-operatório, às 24 horas e às 48 horas após a cirurgia). É evidente que a necrose ocorre consistentemente em zonas ZIV e III. A escala de cores na parte inferior direita mostra as cores e suas unidades de perfusão correspondentes. Red-alta perfusão, azul-baixa perfusão). Clique aqui para ver a figura maior .

Figura 10
Figura 10. Representativas necrose resultados pele expresso como uma percentagem do total da área de retalho 48 hr Legenda:. Percentagem área de necrose completa da aba avaliado clinicamente e medido usando o software Image J a 48 horas. A média e SEM mostrado, n = 10.

Figura 11
Figura 11. Represultados-sentante Laser Doppler Legenda:. Laser Doppler para mostrar a perfusão médio medido em unidades de perfusão do retalho em indivíduos controle pré-operatório, pós-operatório, em 24 e 48 horas. A média e SEM mostrado, n = 10.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Modificações e resolução de problemas

O protocolo aqui apresentado reproduz o IRI visto na transferência de tecido livre em um sistema experimental que permite ainda mais a compreensão do processo e que proporciona um meio para investigar os meios de melhoramento IRI e melhorar o resultado. Isto pode ser facilmente modificado para produzir uma lesão mais severa, se baseado na não-dominante, profundamente, epigástrica inferior pedículo, ou se o tempo de isquemia foram aumentadas.

Limitações da técnica

A parede abdominal anterior do rato tem muito menos gordura subcutânea do que a parede abdominal anterior da maioria das mulheres submetidas à cirurgia de retalho TRAM para a reconstrução da mama. O modelo descrito no presente texto é especificamente concebido como um modelo de lesão por isquemia-reperfusão em retalhos miocutâneas de modo que os efeitos de tratamentos de pré-condicionamento pode ser avaliada utilizando a necrose da pele e perfusão como medidas de resultados. Oprocedimento previsto no presente artigo não é especificamente os problemas do modelo, tais como necrose de gordura que são incorridos em retalhos TRAM humanos quando abas com componentes de gordura significativas são deliberadamente colhidas para criar a projeção para as grandes reconstruções de mama.

A observação directa in vivo da microcirculação não é demonstrada neste protocolo, mas foi descrito no modelo do músculo cremaster 48 e uma aba de osteomyocutaneous. 7,49-51 O modelo é um modelo de Bonde tecido miocutâneo, se os pesquisadores estão particularmente interessados ​​em abas osteomyocutaneous este modelo não é adequado, mas de um modelo alternativo tem sido descrita na literatura. 50

Significativas relativamente a outros métodos

Modelos TRAM de ratos mais publicados usar o músculo reto abdominal em torno do pedículo vascular escolhido como um portador para o pedículo vascular. 13-22,24,25 Eles não accurately reflectir o IRI como a aba nunca é submetido a um certo período de isquemia, seguido de reperfusão. Portanto, em relação a esses papéis o modelo detalhado neste protocolo dá reproduzível, controlada IRI miocutâneo. Os pesquisadores também realizaram esta como retalho livre para os vasos virilha 23 No entanto, esta técnica é extremamente exigentes quanto a, artéria epigástrica profunda superior, e medida veia 0,45 e 0,5 mm, respectivamente. Este protocolo representa um modelo simples.

As aplicações futuras

Pesquisa em melhorar o resultado na transferência de tecido livre tem focado principalmente em estratégias de pré-condicionamento. Estas estratégias são empregados ou iniciadas antes da cirurgia com o objetivo de "formação" do tecido transferido para suportar melhor a cirurgia transferência livre do tecido e este resultado melhorar. Há duas maneiras principais em que isso pode ser alcançado:. Pré-condicionamento farmacológico ou isquêmico 52 Muito desse trabalho temforam realizados em porcos, que são mais caros para a casa e mais difícil de trabalhar do que ratos. O protocolo descrito no presente documento pode ser usado para testar estas estratégias em animais de laboratório que é fácil de casa e trabalhar com e em que existe a possibilidade de trabalhar com animais geneticamente manipulados.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Não temos divulgações.

Acknowledgements

Este trabalho foi financiado pelo Conselho de Pesquisa Médica concessão G1000299.

O autor correspondente gostaria de agradecer a Gary Borthwick, da Universidade de Edimburgo, para auxiliar durante a cirurgia.

Os autores gostariam de agradecer o conselho de Helen Douglas e Iain Mackay e que nos permite observar a sua epigástrica inferior profunda (DIEP) procedimento aba (Canniesburn Unidade de Cirurgia Plástica, Glasgow Royal Infirmary, 84 Castle Street, Glasgow G4 0SF, UK).

Os autores também gostariam de agradecer a Gary Blackie na Universidade de Edimburgo, por sua ajuda na produção do vídeo para este artigo.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Moor LD12 laser doppler imaging scanner http://gb.moor.co.uk/product/moorldi2-laser-doppler-imager/8
Complete homeothermic blanket system with flexible probe. Small. 230 VAC, 50 Hz 507221F www.harvardapparatus.com
Graeffe forceps 0.8 mm tips curved 11052-10 2, http://www.finescience.de
Acland clamps 00398 V B-1 ’V’ pattern clamps used on both artery and vein. http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf
Clamp applicator CAF-4 http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf
Gemini cautery unit 726067 www.harvardapparatus.com
Micro-vessel dilators 11 cm 0.3 mm tips 00124 D-5a.2 http://www.merciansurgical.com
Micro Jewellers Forceps 11cm angulated 00109 JFA-5b http://www.merciansurgical.com
Micro Jewellers Forceps 11 cm straight 00108 JF-5 http://www.merciansurgical.com
Acland Single Clamps B-1V (Pair) 396 http://www.merciansurgical.com
Micro Scissors Round Handles 15 cm Straight 67 http://www.merciansurgical.com
Iris Scissors 11.5 cm Curves EASY-CUT EA7613-11 http://www.merciansurgical.com
Mayo Scissors 14 cm Straight Chamfered Blades EASY-CUT EA7652-14 http://www.merciansurgical.com
Derf Needle Holders 12 cm TC 703DE12 http://www.merciansurgical.com
Ethilon 5-0 W1618 http://www.farlamedical.co.uk/
Vicryl rapide 6-0 W9913 http://www.millermedicalsupplies.com/
Instrapac - Adson Toothed Forceps (Extra Fine) 7973 http://www.millermedicalsupplies.com/
Castroviejo needle holders 12565-14 http://s-and-t.ne
Heat Lamp http://www.chicken-house.co.uk
Silicone sheeting 0.3 mm translucent http://www.silex.co.uk/
Image J software http://rsbweb.nih.gov/ij/
Zeiss OPMI pico http://www.zeiss.co.uk/
Operating microscope
Vet tech solution isofluorane rig http://www.vet-tech.co.uk/
Vet tech solution isofluorane rig http://www.vet-tech.co.uk/

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Wang, X., et al. Free anterolateral thigh adipofascial flap for hemifacial atrophy. Ann. Plast. Surg. 55, (6), 617-622 (2005).
  2. Eckardt, A., Fokas, K. Microsurgical reconstruction in the head and neck region: An 18-year experience with 500 consecutive cases. J. Cranio. Maxill. Surg. 31, (4), 197-201 (2003).
  3. Yazar, S., et al. Safety and reliability of microsurgical free tissue transfers in paediatric head and neck reconstruction - a report of 72 cases. J. Plast. Reconstr. Aes. 61, (7), 767-771 (2008).
  4. Blondeel, P. N., Landuyt, K. H. V., Monstrey, S. J. Surgical-technical aspects of the free diep flap for breast reconstruction. Operat. Tech. Plast. Reconstr. Surg. 6, (1), 27-37 (1999).
  5. Siemonow, M., Arslan, E. Ischaemia/reperfusion injury: A review in relation to free tissue transfers. Microsurgery. 24, 468-475 (2004).
  6. Wang, W. Z. Investigation of reperfusion injury and ischaemic preconditioning in microsurgery. Microsurgery. 29, 72-79 (2009).
  7. Rucker, M., et al. Reduction of inflammatory response in composite flap transfer by local stress conditioning-induced heat-shock protein 32. Surgery. 129, (3), 292-301 (2001).
  8. Cetinkale, O., et al. Involvement of neutrophils in ischemia-reperfusion injury of inguinal island skin flaps in rats. Plast. Reconstr. Surg. 102, (1), 153-160 (1998).
  9. Korthuis, R. J., Granger, D. N., Townsley, M. I., Taylor, A. E. The role of oxygen-derived free radicals in ischemia-induced increases in canine skeletal muscle vascular permeability. Circ. Res. 57, (4), 599-609 (1985).
  10. Eisenhardt, S. U., et al. Monitoring molecular changes induced by ischemia/reperfusion in human free muscle flap tissue samples. Ann. Plast. Surg. 68, (2), 202-208 (2012).
  11. Dragu, A., et al. Gene expression analysis of ischaemia and reperfusion in human microsurgical free muscle tissue transfer. J. Cell. Mol. Med. 15, (4), 983-993 (2011).
  12. Tilgner, A., Herrberger, U. [myocutaneous flap models in the rat. Anatomy, histology and preparation technic of the myocutaneous rectus abdominis flap]. Z. Versuchstierkd. 29, (5-6), 231-236 (1987).
  13. Dunn, R. M., Huff, W., Mancoll, J. The rat rectus abdominis myocutaneous flap: A true myocutaneous flap model. Ann. Plast. Surg. 31, (4), 352-357 (1993).
  14. Clugston, P. A., Perry, L. C., Fisher, J., Maxwell, G. P. A rat transverse rectus abdominis musculocutaneous flap model: Effects of pharmacological manipulation. Ann. Plast. Surg. 34, (2), 154-161 (1995).
  15. Ozgentas, H. E., Shenaq, S., Spira, M. Development of a tram flap model in the rat and study of vascular dominance. Plast. Reconstr. Surg. 94, (7), 1012-1017 (1994).
  16. Doncatto, L. F., da Silva, J. B., da Silva, V. D., Martins, P. D. Cutaneous viability in a rat pedicled tram flap model. Plast. Reconstr. Surg. 119, (5), 1425-1430 (2007).
  17. Lineaweaver, W. C., et al. Vascular endothelium growth factor, surgical delay, and skin flap survival. Ann. Surg. 239, (6), 866-873 (2004).
  18. Rezende, F. C., et al. Electroporation of vascular endothelial growth factor gene in a unipedicle transverse rectus abdominis myocutaneous flap reduces necrosis. Ann. Plast. Surg. 64, (2), 242-246 (2010).
  19. Zacchigna, S., et al. Improved survival of ischemic cutaneous and musculocutaneous flaps after vascular endothelial growth factor gene transfer using adeno-associated virus vectors. Am. J. Pathol. 167, (4), 981-991 (2005).
  20. Zhang, F., et al. Improvement of skin paddle survival by application of vascular endothelial growth factor in a rat tram flap model. Ann. Plast. Surg. 46, 314-319 (2010).
  21. Hijjawi, J., et al. Platelet-derived growth factor β, but not fibroblast growth factor 2, plasmid DNA improves survival of ischemic myocutaneous flaps. Arch. Surg. 139, (2), 142-147 (2004).
  22. Wong, M. S., et al. Basic fibroblast growth factor expression following surgical delay of rat transverse rectus abdominis myocutaneous flaps. Plast. Reconstr. Surg. 113, (7), 2030-2036 (2004).
  23. Zhang, F., et al. Microvascular transfer of the rectus abdominis muscle and myocutaneous flap in rats. Microsurgery. 14, (6), 420-423 (1993).
  24. Hallock, G. G., Rice, D. C. Comparison of tram and diep flap physiology in a rat model. Plast Reconstr Surg. 114, (5), 1179-1184 (2004).
  25. Qiao, Q., et al. Patterns of flap loss related to arterial and venous insufficiency in the rat pedicled tram flap. Annals of Plastic Surgery. 43, (2), 171 (1999).
  26. Persy, V. P., Verhulst, A., Ysebaert, D. K., De Greef, K. E., De Broe, M. E. Reduced postischemic macrophage infiltration and interstitial fibrosis in osteopontin knockout mice. Kidney Int. 63, (2), 543-553 (2003).
  27. Li, Y., et al. Overexpression of cgmp-dependent protein kinase i (pkg-i) attenuates ischemia-reperfusion-induced kidney injury. Am. J. Physiol. Ren. Physiol. 302, (5), 561-570 (2012).
  28. Hunter, J. P., et al. Effects of hydrogen sulphide in an experimental model of renal ischaemia-reperfusion injury. Brit. J. Surg. 99, (12), 1665-1671 (2012).
  29. Hamada, T., Fondevila, C., Busuttil, R. W., Coito, A. J. Metalloproteinase-9 deficiency protects against hepatic ischemia/reperfusion injury. Hepatology. 47, (1), 186-198 (2008).
  30. Duarte, S., Hamada, T., Kuriyama, N., Busuttil, R. W., Coito, A. J. Timp-1 deficiency leads to lethal partial hepatic ischemia and reperfusion injury. Hepatology. 56, (3), 1074-1085 (2012).
  31. Shen, X. D., et al. Cd154-cd40 t-cell costimulation pathway is required in the mechanism of hepatic ischemia/reperfusion injury, and its blockade facilitates and depends on heme oxygenase-1 mediated cytoprotection. Transplantation. 74, (3), 315-319 (2002).
  32. Liu, J., et al. Endoplasmic reticulum stress modulates liver inflammatory immune response in the pathogenesis of liver ischemia and reperfusion injury. Transplantation. 94, (3), 211-217 (2012).
  33. Pan, G. Z., et al. Bone marrow mesenchymal stem cells ameliorate hepatic ischemia/reperfusion injuries via inactivation of the mek/erk signaling pathway in rats. J. Surg. Res. 178, (2), 935-948 (2012).
  34. Darouiche, R. O., et al. Chlorhexidine-alcohol versus povidone-iodine for surgical-site antisepsis. New. Engl. J. Med. 362, (1), 18-26 (2010).
  35. Fukui, A., Inada, Y., Murata, K., Tamai, S. Plasmatic imbibition" in the rabbit flow-through venus flap, using horseradish peroxidase and fluoroscein. J. Reconstr. Mirosurg. 11, 255-264 (1995).
  36. Dunn, R. M., Mancoll, J. Flap models in the rat: A review and and reappraisal. Plast. Reconstr. Surg. 90, (2), 319-328 (1992).
  37. Taylor, G., Minabe, T. The angiosomes of the mammals and other vertebrates. Plast. Reconstr. Surg. 89, (2), 181-215 (1992).
  38. Taylor, G., Corlett, R., Boyd, J. The versatile deep inferior epigastric (inferior rectus abdominis) flap. Brit. J. Plast. Surg. 37, (3), 330-350 (1984).
  39. Taylor, G., Corlett, R., Boyd, J. The extended deep inferior epigastric flap: A clinical technique. Plast. Reconstr. Surg. 72, (6), 751-765 (1983).
  40. Tai, Y., Hasegawa, H. A tranverse abdominal flap for reconstruction after radical operations for recurrent breast cancer. Plast. Reconstr. Surg. 53, (1), 52-54 (1974).
  41. Scheflan, M., Dinner, M. I. The transverse abdominal island flap: Part i. Indications, contraindications, results, and complications. Ann. Plast. Surg. 10, 24-35 (1983).
  42. Tindholdt, T. T., Saidian, S., Pripp, A. H., Tonseth, K. A. Monitoring microcirculatory changes in the deep inferior epigastric artery perforator flap with laser doppler perfusion imaging. Ann. Plast. Surg. 67, (2), 139-142 (2011).
  43. Tindholdt, T. T., Saidian, S., Tonseth, K. A. Microcirculatory evaluation of deep inferior epigastric artery perforator flaps with laser doppler perfusion imaging in breast reconstruction. J. Plast. Surg. Hand. Surg. 45, (3), 143-147 (2011).
  44. Booi, D. I., Debats, I. B. J. G., Boeckx, W. D., van der Hulsi, R. R. W. J. A study of perfusion of the distal free-tram flap using laser doppler flowmetry. J. Plast. Reconstr. Aes. 61, 282-288 (2008).
  45. Hallock, G. G. Physiological studies using laser doppler flowmetry to compare blood flow to the zones of the free tram flap. Ann. Plast .Surg. 47, (3), 229-233 (2001).
  46. Collin, T. Image j for microscopy. Biotechniques. Suppl. 43, (1), 25-30 (2007).
  47. Hallock, G., Rice, D. Physiologic superiority of the anatomic dominant pedicle of the tram flap in a rat model. Plast. Reconstr. Surg. 96, 111-118 (1995).
  48. Ozmen, S., Ayhan, S., Demir, Y., Siemionow, M., Atabay, K. Impact of gradual blood flow increase on ischaemia-reperfusion injury in the rat cremaster microcirculation model. J. Plast. Reconstr. Aes. 61, (8), 939-948 (2008).
  49. Rucker, M., Vollmar, B., Roesken, F., Spitzer, W. J., Menger, M. D. Microvascular transfer-related abrogation of capillary flow motion in critically reperfused composite flaps. Brit. J. Plast Surg. 55, (2), 129-135 (2002).
  50. Rucker, M., Kadirogullari, B., Vollmar, B., Spitzer, W. J., Menger, M. D. Improvement of nutritive perfusion after free tissue transfer by local heat shock-priming-induced preservation of capillary flowmotion. J. Surg. Res. 123, 102-108 (2005).
  51. Rucker, M., et al. New model for in vivo quantification of microvascular embolization, thrombus formation, and recanalization in composite flaps. J. Surg. Res. 108, (1), 129-137 (2002).
  52. Wang, W. Z., Baynosa, R. C., Zamboni, W. A. Update on ischemia-reperfusion injury for the plastic surgeon. Plast. Reconstr. Surg. 128, (6), 685e-692e (2011).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics