脂肪酸组分和含量微藻分析

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Summary

一种用于脂肪酸含量和组成在微藻基于机械破碎细胞,溶剂为基础的脂质提取,酯交换,以及量化和鉴定用气相色谱法的脂肪酸的测定方法进行说明。一个tripentadecanoin内标是用来弥补提取和不完整的酯交换过程中可能发生的损失。

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Breuer, G., Evers, W. A., de Vree, J. H., Kleinegris, D. M., Martens, D. E., Wijffels, R. H., Lamers, P. P. Analysis of Fatty Acid Content and Composition in Microalgae. J. Vis. Exp. (80), e50628, doi:10.3791/50628 (2013).

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Abstract

的方法,以确定存在于微藻总脂肪酸含量和组成进行说明。脂肪酸是微藻生物质的主要成分。这些脂肪酸可以存在于不同的酰基脂质类。尤其是存在于三酰基甘油(TAG)的脂肪酸是具有商业价值的,因为它们可以用于生产运输燃料,散装化学品,营养品(ω-3脂肪酸)和粮食商品。开发商业应用,都需要脂肪酸含量及组成可靠的定量分析方法。微藻是单细胞通过刚性的细胞壁所包围。 A脂肪酸分析方法应提供足够的细胞破碎解放所有酰基脂质和使用的提取方法应该能够提取所有酰基脂质类。

该方法这里给出存在于微藻所有脂肪酸可以准确和可重复的iDENtified并使用独立于它们的链长,不饱和度,或脂质类它们的一部分少量样品(5毫克)进行定量。

这种方法不提供有关不同脂质类的相对丰度的信息,但可以延伸到彼此分离的脂质类。

该方法是基于机械破碎细胞,溶剂为基础的脂质提取,脂肪酸对脂肪酸甲基酯(脂肪酸甲酯)酯交换反应,并定量分析和鉴定的气相色谱(GC-FID),脂肪酸甲酯的序列。一个TAG内标(tripentadecanoin)加入该分析方法之前,以纠正提取和不完整的酯交换反应过程中的损失。

Introduction

脂肪酸是一体微藻生物质的主要成分,通常弥补之间的细胞干重1-3 5-50%。它们主要存在于甘油脂的形式。这些甘油脂又主要包括磷脂,糖脂和甘油三酯(TAG)的。尤其是存在于TAG的脂肪酸是具有商业价值的,因为它们可以被用作用于生产运输燃料,散装化学品,营养品(ω-3脂肪酸)和粮食商品3-6的资源。微藻可以在海的水基种植介质成长,可以具有高得多的单位面积生产率比陆生植物,并在该不适合于农业的位置可以培养在光生物反应器,甚至可能是近海。由于这些原因,微藻通常被认为是一个很有前途的替代陆地植物生产生物柴油等大宗产品3-6。可能没有农业的升和或淡水(当在封闭的光生物反应器或栽培时,海洋微藻的使用)是需要他们的生产。因此,从微藻生物燃料衍生的被认为是第三代生物燃料。

脂肪酸(干重%),脂质类组合物,以及所述脂肪酸长度和饱和度的总细胞含量的微藻物种之间是高度可变的。此外,这些特性随培养条件如营养物可用性,温度,pH值和光强1,2。例如,当暴露在氮饥饿,微藻可积累大量的TAG。在最佳生长条件TAG典型构成的干重计少于2%,但是当暴露在氮饥饿TAG含量可提高到微藻干重的1到40%。

微藻主要生产脂肪酸与16和18的链长个碳原子,但是有些种类可以使长度最多为24个碳原子的脂肪酸。既饱和以及高度不饱和脂肪酸是由微藻生产。后者包括脂肪酸与营养益处(ω-3脂肪酸),如C20:5(二十碳五烯酸,EPA)和C22:6(二十二碳六烯酸; DHA)的量没有蔬菜的替代品存在1,2,4,7。脂肪酸链的长度和饱和度的(分布)也决定了藻类衍生的生物燃料和食用油4,8的性能和质量。

开发的微藻衍生的脂肪酸的商业应用中,都需要的脂肪酸含量和组成可靠的定量分析方法。

由于还指出Ryckebosch 。9,在微藻脂肪酸分析,从其它底物( 植物油,食品,动物组织等)是区别于导致1)微藻是单细胞的刚性细胞壁所包围,复杂的脂质提取; 2)微藻含有各种脂质类和脂质类分布是高度可变的7。这些不同的类脂质有各种各样的化学结构和如极性性质。另外,不是酰基脂质其它脂质类生产; 3)微藻含有多种脂肪酸,范围从在长度12-24个碳原子,同时含有饱和以及高度不饱和脂肪酸。因此,开发了以分析脂肪酸底物比微藻其它方法,可能不适合于分析脂肪酸的微藻。

如由Ryckebosch 9评论,常用的脂质提取程序之间的主要区别是在所使用的溶剂系统。由于种类繁多目前在微藻的脂质类的,在每个极性不同,提取的脂的数量将与使用10-12溶剂不同而不同。这导致脂质含量和组成在文学9,10介绍的不一致。根据所用的溶剂系统中,基于溶剂萃取而不破碎细胞的方法通过,例如,珠击或超声处理,可能无法提取,因为一些微藻物种9,13的刚性结构的所有脂质。在不完全的脂质提取的情况下,不同的类脂质的提取效率可以变化14。这也可对测得的脂肪酸组合物的效果,因为脂肪酸的组成是可变的脂质类7之间。

我们的方法是基于机械破碎细胞,溶剂为基础的脂质提取,脂肪酸对脂肪酸甲基酯(脂肪酸甲酯)酯交换反应,并且量化和识别使用气相色谱与火焰电离组合脂肪酸甲酯组成的序列化检测器(GC-FID)。在三酰基甘油(tripentadecanoin)形式的内标是在分析过程之前加入。提取和不完整的酯交换过程中可能发生的损失可以被用于纠正。该方法可用于确定内容以及存在于微藻生物质的脂肪酸的组合物。存在于不同的酰基脂质类,包括存储(TAG)以及膜脂(糖脂,磷脂),被检测,识别和准确和再现地量化由该方法仅使用少量样品(5毫克)的所有脂肪酸。此方法不提供有关不同类脂质的相对丰度信息。然而,该方法可以扩展到从对方1分离脂质类。不同的类脂质的浓度和脂肪酸组成可以被单独确定。

在文献中其他几个方法描述分析脂质微藻。一些方法集中在总亲脂性成分15,而其他方法集中在总脂肪酸9,16。这些替代品包括重量法测定总提取脂质,直接转酯化脂肪酸的利用色谱法结合定量和染色细胞与亲脂性荧光染料。

常用的替代品的使用色谱脂肪酸的量化是用重量法测定17,18脂质定量。的测定重量法优点是缺乏像气相色谱仪的先进和昂贵的设备要求;缓解设定的,因为标准化的分析设备( 索氏)的可用性起来的程序,以及一个重量法测定是耗时少比色谱法为基础的方法。使用基于色谱方法对超视距的主要优点呃手的是,在这种方法中仅脂肪酸计量。在一个重量法测定含脂类,如色素或类固醇的非脂肪酸,也包​​括在确定。这些含非脂肪酸的脂质可以弥补脂类总量的很大比例(> 50%)。如果一个人只关心脂肪酸含量(例如,用于生物柴油的应用程序),它会在一个重量法测定是用来被高估。另外,在重量分析确定用来衡量所提取的脂类分析天平的准确度判断为需要将所使用的样本大小。这个量通常比当色谱使用所需的量多。最后,使用色谱法重量分析测定的另一个优点是,色谱提供了有关的脂肪酸组合物的信息。

另一种方法给我们提出的方法是直接酯交换16,19,20。在该方法中脂质提取和脂肪酸的酯交换反应,以脂肪酸甲酯相结合,在一个步骤。这种方法比单独的提取和酯交换步骤更快,但结合这些步骤限制了可用于萃取的溶剂。这可能提取效率产生负面影响。一个单独的脂质提取和酯基转移步骤的另一个优点是,它允许对这些步骤1之间的额外的脂质类分离。这是不可能的,当直接酯交换使用。

其他常用的方法来确定在微藻的脂质含量,包括染色与亲脂性荧光染料,如尼罗河生物质能红色或肾上腺素和测量荧光信号21,22。这些方法的优点在于,它们比其它方法少费力。这些方法的缺点是,所述荧光响应是,由于各种原因,可变SPECI之间ES,栽培条件下,脂质类和分析程序。作为一个例子,一些这些变化是由在染料的吸收差异由微藻引起的。因此使用另一种定量分析方法的校准是必要的,优选为所有不同的培养条件和生长阶段进行。最后,这个方法不提供有关的脂肪酸组成的信息,并且是不准确的和可重现的比基于层析方法。

该方法是基于由拉默斯 23和Santos 24记载的方法,也被通过各种其他作者1,25-27应用。还有其他方法可用,基于相同的原理,并可能提供类似的结果9,28。

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Protocol

1。样品制备

有样品制备列为步骤1.1和1.2两个备用协议。这两种方法都同样适合并得到相似的结果,但是,如果在有限的藻培养物体积量是可用的,方法1.1推荐。

注:对于任一协议,根据该协议,整个准备两个附加珠打浆机管但不添加藻它们被用作空白。以这种方式,在从提取自所用的材料组分造成的气相色谱峰可以被识别和量化。

1.1。样品制备协议选项1:建议在藻类培养的数量有限的可利用

  1. 确定的藻类干重的浓度(g / L)的培养液,例如所描述的布鲁尔等人 1。
  2. 转移量的培养液含有5-10毫克藻干重在玻璃离心管中。计算量的使用步骤1.1.1确定的生物量浓度转移的确切数额。
  3. 离心5分钟,1,200×g的。
  4. 弃去上清液的一部分,留下大约为0.25毫升管。
  5. 通过重新悬浮于剩余的上清液中的藻类温和上下吹打颗粒与完整细胞沉淀转移到用200μl移液管的珠打浆机管。
  6. 冲洗离心管和移液管玻璃与±0.15毫升milliQ水中和液体传送到同一珠打浆机管。
  7. 离心机珠打浆机管在最大转速,以确保没有气泡留在管的底部一分钟。它可以存储封闭珠打浆机管在-80℃下
  8. 冻干含有样品的珠打浆机管。它可以存储在密闭珠打浆机管在-80℃下

1.2。样品制备协议选项2

  1. 离心机的藻类培养液中的不确定量和弃上清。这是没有必要的,以确定生物量浓度或测量所使用的音量。
  2. 测量或用存在于培养基中的主盐的浓度计算的培养基的渗透压。
  3. 通过重悬细胞沉淀在相同体积洗涤细胞沉淀,如在步骤1.2.1使用的甲酸铵溶液,这近似于培养基的渗透压摩尔浓度。一个equiosmolar甲酸铵溶液可以防止细胞的洗涤过程中的细胞裂解。

注意:洗涤细胞是必要的,以消除存在于培养基中的盐。因为在他们的培养基中的盐浓度高的,这是用于在海洋微藻脂肪酸分析尤其重要。如果盐仍然存在,这会导致细胞干重将被在T后确定的数额高估他的协议。甲酸铵用于洗涤细胞,因为该解决方案将冻干过程中完全蒸发,不留任何残余物。

  1. 离心机藻液弃上清。
  2. 冻干细胞沉淀。
  3. 称取5〜10毫克冻干粉微藻成珠打浆机管。记录准确重量。

2。细胞破碎和脂质提取

注意:本节介绍了一个广泛的细胞分裂过程。可能的话,一些细胞破碎步骤是多余的,那么广泛破碎细胞可能会产生相同的结果对于一些微藻物种或生物量从某些培养条件而得。然而,这将需要验证每个特定情况。因此,建议广泛破坏协议被推荐为适合微藻的所有材料的通用方法。

  1. 权衡tripentadecanoin的确切数额(TRiacylglycerol含3 C15:0脂肪酸),并将其添加到一个精确已知量的4:5(体积/体积)氯仿:甲醇;以这种方式tripentadecanoin的浓度精确已知。目的是为50毫克/升的浓度Tripentadecanoin用作脂肪酸的定量的内标。
  2. 加入1 ml氯仿:甲醇4点05(体积/体积)含tripentadecanoin每个打浆管(在试剂和设备表中指定的)。检查是否有剩余的beadbeater管帽内无珠,这将导致泄漏的管子。使用正位移移液管准确加入溶剂。
  3. 珠打珠打浆机管每次8倍,在2500转60秒,用120秒内每跳动之间。
  4. 从珠打浆机管将溶液转移到一个干净的耐热15毫升玻璃离心管铁氟龙插入螺丝帽。确保所有的珠子从珠打浆机管转移为好。
  5. 到了h时珠打浆机管中,加入1 ml氯仿:甲醇4点05(V / V)含tripentadecanoin成珠打浆机管,靠近帽和混合,并将该溶液从步骤2.4转移到同一玻璃管。洗管3次(总共加入4ml氯仿:甲醇4点05(V / V)含tripentadecanoin用于每个样品 - 1毫升在步骤2.2中加入3毫升3洗涤步骤)。
  6. 涡流的玻璃管,持续5秒声处理及在超声浴中10分钟。
  7. 添加将2.5毫升的MilliQ水,含有50mM 2 - 氨基-2 - 羟甲基丙烷-1,3 - 二醇(TRIS)和1M NaCl的,​​这是用一个HCl溶液中设置pH至7。这将导致氯仿和甲醇之间的相分离:水。 1M NaCl的用于增强脂质朝向氯仿相中的平衡。
  8. 涡旋5秒,然后超声处理10分钟。
  9. 离心5分钟,在1200×g的。
  10. 使用玻璃巴斯德pipett整个氯仿相(底部相)转移到一个干净的玻璃管Ë。确保不转让任何相间或顶部阶段。
  11. 加入1 ml氯仿旧管(:水溶液含有甲醇)重新提取样品。
  12. 涡旋5秒,然后超声处理10分钟。
  13. 离心5分钟,在1200×g的。
  14. 使用玻璃巴斯德吸管和游泳池与步骤2.10第一氯仿馏分收集氯仿相(下相)。
  15. 如果困难是经验丰富的收集整个氯仿部分在上一步中,重复步骤2.11-2.14。否则执行步骤2.16。
  16. 从管中蒸发氯仿在氮气流中。之后可以存储这个步骤的样品在-20℃的氮气气氛下进行。

3。酯交换反应脂肪酸甲酯

  1. 加入3毫升甲醇中含有5%(体积/体积)硫酸,以含有干燥萃取脂质(管原本含有的氯仿级分)的管子和盖紧管。
  2. 涡持续5秒。
  3. 在一个块中的加热器或水浴中孵育样品3小时,在70℃。周期性地(每隔±30分钟)确保样品不沸腾(由于一个不正确地闭合盖子)和涡流管。在该反应中脂肪酸被甲基化到其脂肪酸甲基酯(脂肪酸甲酯)。
  4. 凉爽的样品至室温,并添加3毫升的MilliQ水和3毫升正己烷。
  5. 涡旋5秒和15分钟拌上试管旋转器。
  6. 离心5分钟,在1200×g的。
  7. 收集2毫升己烷(顶部)相,并用玻璃巴氏吸管把新鲜的玻璃管。
  8. 加入2ml的MilliQ水收集到的己烷相,以洗。
  9. 涡旋5秒,离心5分钟,1,200×g的。在此步骤之后,可以存储该样品在-20℃的氮气气氛下(不是必需的相分离)下。

4。脂肪酸甲酯的U定量唱气相色谱法

  1. 填GC小瓶用玻璃巴氏吸管的己烷相(上层相)。
  2. 将瓶盖上的GC小瓶。确保瓶盖完全密封,且不能转动,以防止水分蒸发从药瓶。
  3. 笔芯GC的清洗溶剂(正己烷),清空废液瓶,并把样品瓶的自动进样器。运行前在GC上,第一次运行2空白GC上的只含有正己烷的实际样品。
  4. 上运行的GC-FID对样品用Nukol柱(30×0.53毫米×1.0微米)。用250℃的入口温度,并使用氦作为载气,81.7千帕的压力和0.1:1的分流比,总流速:20毫升/分钟。在270℃以40毫升/分钟的H 2的流量为400毫升/分钟的空气流率和He流量为9.3毫升/分钟速率FID检测器温度。设定注射体积为1微升/样品。前,后洗注射器用正己烷。初始烘箱温度设定为90℃0.5分钟,然后升至机智小时20°C /分钟,直到200℃的烘箱内温度达到。然后烘箱的温度保持在200℃下进行39分钟。总运行时间为45分钟。

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Representative Results

通过这个过程得到的一个典型的色谱图示于图1。脂肪酸甲酯是由大小和饱和度分开使用的GC色谱柱和协议。较短链长的脂肪酸和多饱和脂肪酸(较少双键)具有更短的保留时间。所使用的GC柱和协议不打算分离脂肪酸异构体(相同的链长度和饱和度的程度,但双键位置不同),但是这可以通过使用一个不同的气相色谱柱和协议来实现。

脂肪酸浓度和组合物可以使用的气相色谱峰面积,内标浓度(mg / L)(步骤2.1),和生物质加入到样品(毫克)的量(步骤1.1.2或1.2进行计算。 6,这取决于样品制备协议被选择)。

每个单独的脂肪酸的生物量(毫克脂肪酸/ g干重)的含量可确定b Ÿ

式(1)
个别FAME作为由集成在GC色谱图( 图1)确定区域; C15面积:0 FAME由集成在GC色谱图( 图1)的决定;

公式2
与[IS] tripentadecanoin在氯仿浓度:甲醇溶液,作为在步骤2.1确定; MW C15:0 FA的C15的分子量:0脂肪酸(242.4克/摩尔); MW C15:0 TAG分子量tripentadecanoin的(765.24克/摩尔);

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0 FAME和脂肪酸甲酯的预期样品中,与[C15:0 FAME校准解决方案]所有单个脂肪酸:C15浓度:0成名于作为由GC上运行的校准解决方案,C15构成的混合物确定出校准溶液(毫克/升); [在校准溶液个别名人堂]在校准溶液(毫克/升)的个人FAME的浓度;和通过集成的校准溶液的气相色谱测定的领域。

的总脂肪酸含量可以计算所有个体脂肪酸的总和。每种脂肪酸的相对丰度可通过由总脂肪酸含量的每个单独的脂肪酸的浓度除以计算。

脂肪酸组成和斜生栅藻 UTEX393(绿藻)的两个氮充斥下的内容并消耗条件如图2所示。脂肪酸组成和含量是高度受氮饥饿。在S斜,C16:0(棕榈酸)和C18:1(油酸)是两种最丰富的脂肪酸。

脂肪酸组成和三角褐指藻 UTEX640(硅藻)的两个氮充满根据内容和耗尽条件示于图3。类似S。桦褐孔 ,脂肪酸含量和组成是高度受氮饥饿。 体育三角褐也产生显着量的高度不饱和脂肪酸如C20:5(二十碳五烯酸,EPA)以及极长链脂肪酸(二十四烷酸,C24:0),可以通过该方法来检测。

图1 < BR /> 图1。代表性的GC-FID色谱图。来自斜生栅藻暴露在氮饥饿的样品使用。只色谱的前20分钟被显示。 20分钟后,该样品中没有检测到峰。

图2
图2。 斜生栅藻 (绿藻) 下两个氮充足(黑色条)和氮剥夺培养条件(白色柱)的脂肪酸组合物(脂肪酸的相对丰度),总脂肪酸含量分别为8.6±0.5%和44.7±1.7%( %的干重)在氮气氛下充分和氮剥夺栽培条件下,分别。误差线表示的两个分析重复的最高值和最低值。

帐篷“FO:保持together.within页=”总是“> 图3
图3。 三角褐指藻 (硅藻)根据两个氮充足(黑色条)和氮剥夺栽培条件(白条)脂肪酸组成(脂肪酸的相对丰度)。的总脂肪酸含量分别为11.7±0.9%和氮充足和氮剥夺栽培条件下30.5±1.1%(干重%)。误差线表示的两个分析重复的最高值和最低值。

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Discussion

所描述的方法可以用于确定内容以及存在于微藻生物质的总脂肪酸的组成。从所有脂质类,包括存储(TAG)以及膜脂质(磷脂和糖脂)衍生的脂肪酸,被检测到。所有脂肪酸的链长的饱和的和度存在于微藻可以被检测和分辨。该方法是基于机械破碎细胞,溶剂为基础的脂质提取,脂肪酸对脂肪酸甲酯的酯交换,并用气相色谱与火焰离子化检测器(GC-FID)组合脂肪酸甲酯的定量。该方法需要少量的样品(5毫克),是准确和可重复的,并且可以中各种各样的微藻物种中使用。这种方法的目的是用于分析目的和使用小样本是专门量身定做的。该方法不旨在被按比例放大并用于提取大量的微藻脂肪酸。这种方法的一个限制是,它是费力的,并且可能需要数天从开始的过程来获得的结果。特别是在工业微藻脂肪酸生产过程监控的情况下,这可能被认为是一种限制。如果更快的结果是必需的,其他选项,如与亲脂性荧光染料染色也许更合适。下面的建议而作出关于执行分析程序:

  1. 萃取和酯交换过程通过使用三酰甘油(tripentadecanoin)作为内标物是标准化的。采用内部标准的,通常用于气相色谱法的样品中脂肪酸甲酯的定量,但最常见的是FAME内部标准使用。这是推荐使用一个标签的内部标准,而不是一战成名的内部标准,并以细胞破碎和溶剂萃取前加入。在脂质EXTR可能带来的损失行动或不完整的酯交换可以被用于纠正,因为它预期类似的损失会发生的内部标准。内部标准应该使用了不共流出由微藻类产生的脂肪酸。因为只有微藻生产脂肪酸与偶数个碳原子,含有脂肪酸与碳原子数为奇数的TAG是一个很​​好的候选者。因为GC色谱柱和协议不仅对分离链长,而且对不饱和度,饱和奇数脂肪酸可以假想共流出与不饱和偶数脂肪酸。应当验证了使用内部标准不共洗脱具有自然存在于样品中的脂肪酸。在我们与各种微藻的经验,tripentadecanoin(TAG包含三个C15:0脂肪酸)不共流出与自然存在于微藻脂肪酸。
  2. 饱和的和高度不饱和脂肪酸给予不同的GC-FID响应(峰面积)在相同的浓度。因此,应使用的单个脂肪酸如代表性的结果部分中描述的相对响应因子的校准和测定脂肪酸甲酯的标准。脂肪酸甲酯的标准也可以被用来确定单个脂肪酸的保留时间。可替换地,GC-MS,可用于脂肪酸鉴定。
  3. 二者的保留时间和各种脂肪酸的相对响应因子将随GC设备的年龄。因此,保留时间和相对响应因子频繁的校准推荐。
  4. 机械破碎细胞是在该方法中的一个重要步骤。它是通过冷冻干燥,珠击和声波处理相结合来实现。无细胞破碎有可能不是所有的脂类提取9,13。可能的话,一些细胞破碎步骤是多余的,不广泛的细胞破碎(例如更短的珠击次数)可能会产生同样的重sults一些微藻物种或生物量的某些栽培条件下得出。然而,这将需要验证每个具体情况,因此建议所提出的广泛破坏协议。
  5. 在分析过程中,使用的溶剂可以提取使用的塑料管和移液器吸头组件。这些提取出来的成分可能会干扰检测用GC-FID的脂肪酸甲酯。特别是,在珠跳动长珠节拍时间和过高的温度会导致污染成分。我们的经验是组件从珠节拍管抽取将导致在GC-FID色谱一些额外的峰,覆盖藻类衍生的脂肪酸甲酯(主要是饱和脂肪酸)一些。当执行该方法的建议,这是从来没有的总峰面积超过1-2%。珠打浆机管中珠跳动冷却和每个样品的使用量较大的量会减少相对峰面积这些塑料的峰。它建议使用玻璃移液管和玻璃管尽可能在整个协议。此外,使用的坯件,检查并校正从塑料中提取的成分,而且要检查和纠正在例如所使用的溶剂的污染,建议。
  6. 在珠打浆过程中,无论是珠打浆机和珠打浆机管也热了起来。当胎边打浆为更长的时间或更高的转速比建议在该方法中,当没有冷却之间施加,这可能会导致溶剂的沸点,并最终破裂的管子。这将导致样品的损失。根据我们的经验,在6000转时,珠跳动时间超过6分钟,就会发生这种情况。
  7. 微藻可以产生高度不饱和脂肪酸,它可以是易发生氧化。 Ryckebosch 9观察脂肪酸组成没有变化引起的不饱和的f氧化在各种提取程序阿蒂酸。有人提议,抗氧化剂微藻中自然产生的保护这些不饱和脂肪酸被氧化。如果怀疑有氧化可能发生,一个可能性是添加合成抗氧化剂如丁基羟基甲苯(BHT),只要抗氧化剂不共洗脱与脂肪酸甲酯,并且只要抗氧化剂的使用量不干扰色谱9。以防止在长期储存的氧化,它是在氮气气氛下,被推到店内样品于-80℃。
  8. 目前在微藻脂肪酶在分析过程中有可能脂类水解,因而影响使用效果。 Ryckebosch 9发现,冻干灭活脂肪酶。此外,脂肪酶不降解的脂肪酸,但是从甘油脂甘油组刚刚分离它们。因此,脂肪酶的活性应与所提出的脂肪酸ACI干扰D协议。参与脂肪酸降解作用于戊二酰辅酶A酶的活性脂肪酸和这样的降解发生在提取过程中这样的可能性似乎不大。不过,如果它被怀疑是来自甘油脂脂肪酸酶分解,可能会影响结果,一个可能性是添加脂肪酶抑制剂,如异丙醇,只要该抑制剂不与分析过程本身9干扰。

这个方法可以延伸通过使用固相提取步骤2(脂质提取)之间(SPE)分离步骤和步骤3(酯基转移反应来量化和确定的中性脂质的脂肪酸组成(TAG)和极性脂质(磷脂,糖脂) )所描述的,例如布鲁尔等人 1。可替换地,薄层色谱(TLC)步骤可用于分离各种极性脂质类,例如如由Wang和本宁28

该方法可以扩展到使用中,例如植物,动物组织和其他微生物。因为强调细胞破碎,这种方法主要适用于在材料是非常困难的,提取的脂肪酸分析。

该方法的提取部分(步骤1和2)可用于提取的颜料和其它亲脂性成分23,25的。在细胞破碎过程可以通过使用其他溶剂系统(包括水)可用于提取其它组分如淀粉或碳水化合物。

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Disclosures

作者什么都没有透露。

Acknowledgments

这项工作的一部分是由财政研究所的创新促进了科学和技术战略基础研究(IWT-SBO)项目阳光和BIOSOLAR细胞的支持。埃里克更大胆和BackKim阮都承认他们对珠跳动过程的优化贡献。

Materials

Name Company Catalog Number Comments
tripentadecanoin (C15:0 TAG) Sigma Aldrich T4257 CAS Number 7370-46-9
TAG or FAME standards of all fatty acids expected in sample Sigma Aldrich
TAG or FAME standards of all fatty acids expected in sample Lipidox
TAG or FAME standards of all fatty acids expected in sample Larodan
Beadbeater Bertin Technologies Precellys 24
beadbeater tubes MP Biomedicals Lysing matrix E
116914500
GC-FID Hewlett-Packer HP6871
GC column Supelco Nukol 25357
Positive displacement pipette 100-1000μl Mettler Toledo MR-1000
Positive displacement pipet tips C-1000 Mettler Toledo C-1000
Pipetvuller, Pi-Pump 2 ml VWR 612-1925
glass tubes VWR SCERE5100160011G1
TUBE 16 X 100 MM BOROSILICATE 5.1 1 * 1.000 VWR SCERE5100160011G1
Teflon coated screw-caps VWR SCERKSSR15415BY10
STUART SCIENTIFIC SB2 test tube rotator VWR 445-2101
Heated Evaporator/Concentrator Cole-Parmer YO-28690-25

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References

  1. Breuer, G., Lamers, P. P., Martens, D. E., Draaisma, R. B., Wijffels, R. H. The impact of nitrogen starvation on the dynamics of triacylglycerol accumulation in nine microalgae strains. Bioresource Technology. 124, 217-226 (2012).
  2. Hu, Q., Sommerfeld, M., et al. Microalgal triacylglycerols as feedstocks for biofuel production: perspectives and advances. The Plant Journal. 54, (4), 621-639 (2008).
  3. Chisti, Y. Biodiesel from microalgae. Biotechnology Advances. 25, (3), 294-306 (2007).
  4. Draaisma, R. B., Wijffels, R. H., et al. Food commodities from microalgae. Curr. Opin. Biotechnol. 24, (2), 169-177 (2012).
  5. Wijffels, R. H., Barbosa, M. J. An outlook on microalgal biofuels. Science. 329, (5993), 796-799 (2010).
  6. Wijffels, R. H., Barbosa, M. J., Eppink, M. H. M. Microalgae for the production of bulk chemicals and biofuels. Biofuels, Bioprod. Bioref. 4, (3), 287-295 (2010).
  7. Guschina, I. A., Harwood, J. L. Lipids and lipid metabolism in eukaryotic algae. Progress in Lipid Research. 45, (2), 160-186 (2006).
  8. Schenk, P. M., Thomas-Hall, S. R., et al. Second Generation Biofuels: High-Efficiency Microalgae for Biodiesel Production. BioEnergy Research. 1, (1), 20-43 (2008).
  9. Ryckebosch, E., Muylaert, K., Foubert, I. Optimization of an Analytical Procedure for Extraction of Lipids from Microalgae. Journal of the American Oil Chemists' Society. 89, (2), 189-198 (2011).
  10. Laurens, L. M. L., Dempster, T. A., et al. Algal Biomass Constituent Analysis: Method Uncertainties and Investigation of the Underlying Measuring Chemistries. Analytical Chemistry. 84, (4), 1879-1887 (2012).
  11. Iverson, S. J., Lang, S. L. C., Cooper, M. H. Comparison of the bligh and dyer and folch methods for total lipid determination in a broad range of marine tissue. Lipids. 36, (11), 1283-1287 (2001).
  12. Grima, E. M., Medina, A. R., et al. Comparison Between Extraction of Lipids and Fatty Acids from microalgal biomass. JAOCS. 71, (9), 955-959 (1994).
  13. Lee, J. Y., Yoo, C., Jun, S. Y., Ahn, C. Y., Oh, H. M. Comparison of several methods for effective lipid extraction from microalgae. Bioresour Technol. 101, Suppl 1 ement. 75-77 (2010).
  14. Guckert, J. B., Cooksey, K. E., Jackson, L. L. lipid solvent systems are not equivalent for analysis of lipid classes in the micro eukaryotic green alga. Journal of Microbiological Methods. 8, 139-149 (1988).
  15. Pruvost, J., Van Vooren, G., Cogne, G., Legrand, J. Investigation of biomass and lipids production with Neochloris oleoabundans in photobioreactor. Bioresource Technology. 100, (23), 5988-5995 (2009).
  16. Griffiths, M. J., Hille, R. P., Harrison, S. T. L. Selection of Direct Transesterification as the Preferred Method for Assay of Fatty Acid Content of Microalgae. 45, (11), 1053-1060 (2010).
  17. Folch, J., Lees, M., Sloane Stanley, G. H. S. A simple method for the isolation and purification of total lipides from animal tissues. J Biol. Chem. 226, 497-509 (1956).
  18. Bligh, E. G., Dyer, W. J. A rapid method of total lipid extraction and purification. Canadian Journal of Biochemistry and Physiology. 37, (8), 911-917 (1959).
  19. Lepage, G., Roy, C. C. Improved recovery of fatty acid through direct transesterification without prior extraction or purification. Journal of Lipid research. 25, 1391-1396 (1984).
  20. Welch, R. W. A micro-method for the estimation of oil content and composition in seed crops. J. Sci. Food Agric. 28, (7), 635-638 (1002).
  21. Chen, W., Zhang, C., Song, L., Sommerfeld, M., Hu, Q. A high throughput Nile red method for quantitative measurement of neutral lipids in microalgae. Journal of Microbiological Methods. 77, (1), 41-47 (2009).
  22. Cooper, M. S., Hardin, W. R., Petersen, T. W., Cattolico, R. A. Visualizing "green oil" in live algal cells. Journal of Bioscience and Bioengineering. 109, (2), 198-201 (2010).
  23. Lamers, P. P., van de Laak, C. C., et al. Carotenoid and fatty acid metabolism in light-stressed Dunaliella salina. Biotechnology and Bioengineering. 106, (4), 638-648 (2010).
  24. Santos, A. M., Janssen, M., Lamers, P. P., Evers, W. A., Wijffels, R. H. Growth of oil accumulating microalga Neochloris oleoabundans under alkaline-saline conditions. Bioresour Technol. 104, 593-599 (2012).
  25. Mulders, K. J. M., Weesepoel, Y., et al. Growth and pigment accumulation in nutrient-depleted Isochrysis aff. galbana T-ISO. J. Appl. Phycol. (2012).
  26. Kliphuis, A. M., Klok, A. J., et al. Metabolic modeling of Chlamydomonas reinhardtii: energy requirements for photoautotrophic growth and maintenance. J. Appl. Phycol. 24, (2), 253-266 (2012).
  27. Lamers, P. P., Janssen, M., De Vos, R. C. H., Bino, R. J., Wijffels, R. H. Carotenoid and fatty acid metabolism in nitrogen-starved Dunaliella salina, a unicellular green microalga. Journal of Biotechnology. 162, (1), 21-27 (2012).
  28. Wang, Z., Benning, C. Arabidopsis thaliana Polar Glycerolipid Profiling by Thin Layer Chromatography (TLC) Coupled with Gas-Liquid Chromatography (GLC). J. Vis. Exp. (49), e2518 (2011).

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