Analisi di acido grasso contenuto e la composizione in microalghe

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Summary

Procedimento per la determinazione del contenuto di acidi grassi e la composizione in microalghe basato su rottura meccanica delle cellule, estrazione dei lipidi solvente, transesterificazione, e quantificazione e identificazione di acidi grassi mediante gascromatografia è descritto. Uno standard interno tripentadecanoin viene utilizzato per compensare le eventuali perdite durante l'estrazione e transesterificazione incompleta.

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Breuer, G., Evers, W. A., de Vree, J. H., Kleinegris, D. M., Martens, D. E., Wijffels, R. H., Lamers, P. P. Analysis of Fatty Acid Content and Composition in Microalgae. J. Vis. Exp. (80), e50628, doi:10.3791/50628 (2013).

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Abstract

Un metodo per determinare il contenuto e la composizione degli acidi grassi totali presenti in microalghe è descritto. Gli acidi grassi sono un costituente importante della biomassa microalgale. Questi acidi grassi possono essere presenti in diverse classi acil-lipidico. Soprattutto acidi grassi presenti nel trigliceridi (TAG) grassi sono di interesse commerciale, perché possono essere utilizzate per la produzione di carburanti per il trasporto, prodotti chimici di base, nutraceutici (acidi grassi ω-3), e materie prime alimentari. Per sviluppare applicazioni commerciali, sono necessari metodi analitici affidabili per la quantificazione del contenuto di acidi grassi e composizione. Le microalghe sono singole cellule circondate da una parete cellulare rigida. Un metodo di analisi degli acidi grassi dovrebbe fornire rottura delle cellule sufficiente per togliere tutti i lipidi acilici e il procedimento di estrazione utilizzato deve essere in grado di estrarre tutte le classi acil lipidi.

Con il metodo qui presentato tutti gli acidi grassi presenti in microalghe possono essere accurato e riproducibile indivitificata e quantificato utilizzando piccole quantità di campione (5 mg) indipendentemente dalla loro lunghezza di catena, grado di insaturazione, o la classe di lipidi fanno parte.

Questo metodo non fornisce informazioni sulla relativa abbondanza di differenti classi di lipidi, ma può essere estesa per separare classi di lipidi tra loro.

Il metodo si basa su una sequenza di rottura meccanica delle cellule, estrazione dei lipidi solvente, transesterificazione di acidi grassi ad esteri metilici di acidi grassi (FAME), e quantificare e identificare FAMEs mediante gascromatografia (GC-FID). Uno standard interno TAG (tripentadecanoin) è aggiunto prima della procedura analitica per correggere le perdite durante l'estrazione e la transesterificazione incomplete.

Introduction

Gli acidi grassi sono uno dei maggiori costituenti della biomassa microalgali e tipicamente costituiscono tra 5-50% del peso secco cellulare 1-3. Essi sono principalmente presenti nella forma di glycerolipids. Questi glycerolipids a loro volta costituiti principalmente da fosfolipidi, glicolipidi e trigliceridi (TAG). In particolare gli acidi grassi presenti nel TAG sono di interesse commerciale, in quanto possono essere utilizzati come una risorsa per la produzione di carburanti per il trasporto, prodotti chimici di base, nutraceutici (acidi grassi ω-3), e prodotti alimentari 3-6. Le microalghe possono crescere in mezzi di coltura di mare a base di acqua, può avere una produttività areale molto più alta rispetto alle piante terrestri, e può essere coltivata in fotobioreattori in luoghi che non sono adatti per l'agricoltura, forse anche in mare aperto. Per queste ragioni, microalghe sono spesso considerati una promettente alternativa alle piante terrestri per la produzione di biodiesel e altri prodotti sfusi 3-6. Potenzialmente non l agricolae o acqua fresca (quando coltivati ​​in fotobioreattori chiusi o quando si utilizzano microalghe marine) è necessario per la loro produzione. Pertanto, i biocarburanti derivati ​​da microalghe sono considerati biocarburanti di 3 ° generazione.

Il contenuto cellulare totale di acidi grassi (% del peso secco), la composizione di classe dei lipidi, come pure la lunghezza degli acidi grassi e grado di saturazione sono altamente variabile tra le specie di microalghe. Inoltre, queste proprietà variano a seconda delle condizioni di coltura, quali la disponibilità di nutrienti, temperatura, pH, e l'intensità della luce 1,2. Ad esempio, se esposti a fame di azoto, le microalghe possono accumulare grandi quantità di TAG. In condizioni di crescita ottimali TAG costituisce tipicamente meno del 2% del peso secco, ma quando esposti ad azoto fame contenuto TAG può aumentare fino al 40% del peso secco microalghe 1.

Le microalghe producono principalmente acidi grassi con lunghezze di catena di 16 e 18atomi di carbonio, ma alcune specie possono rendere acidi grassi fino a 24 atomi di carbonio di lunghezza. Sia saturo sia di acidi grassi altamente insaturi sono prodotte da microalghe. Questi ultimi comprendono acidi grassi con benefici nutrizionali (acidi grassi ω-3) come C20: 5 (acido eicosapentaenoico, EPA) e C22: 6 (acido docosaesaenoico, DHA), per cui non esistono alternative vegetali 1,2,4,7. L'(distribuzione di) acidi grassi lunghezza della catena e grado di saturazione determina anche le caratteristiche e la qualità dei biocarburanti derivanti dalle alghe e oli commestibili 4,8.

Per sviluppare applicazioni commerciali di acidi grassi microalghe derivato, sono necessari metodi analitici affidabili per la quantificazione del contenuto di acidi grassi e composizione.

Come anche sottolineato da Ryckebosch et al. 9, l'analisi degli acidi grassi a microalghe si distingue da altri substrati (ad esempio olio vegetale, prodotti alimentari, tessuti animali, ecc) BEcausare 1) microalghe unicellulari sono circondate da pareti cellulari rigide, complicando estrazione dei lipidi; 2) microalghe contengono un'ampia varietà di classi di lipidi e la distribuzione classe di lipidi è altamente variabile 7. Queste diverse classi di lipidi hanno una grande varietà nella struttura e proprietà come polarità chimica. Inoltre, classi di lipidi diversi dai lipidi acilici sono prodotte; 3) microalghe contengono un'ampia varietà di acidi grassi, che vanno 12-24 atomi di carbonio di lunghezza e contenente sia saturo sia di acidi grassi altamente insaturi. Pertanto, i metodi sviluppati per analizzare acidi grassi in substrati diversi microalghe, potrebbero non essere adatto per analizzare acidi grassi in microalghe.

Come recensito da Ryckebosch et al. 9, la differenza principale tra procedure di estrazione dei lipidi comunemente utilizzati sia nel solvente sistemi che vengono utilizzati. A causa della grande varietà di classi di lipidi presenti in microalghe, ognuna diversa polarità, l'estrattoquantità di lipidi varia con solventi utilizzati 10-12. Questo porta a incongruenze nel contenuto lipidico e gli allestimenti presentati in letteratura 9,10. A seconda del sistema solvente usato, metodi basati sulla estrazione con solvente senza distruzione cellulare attraverso, per esempio, branello battitura o sonicazione, potrebbero non estrarre tutti i lipidi a causa della struttura rigida di alcune specie di microalghe 9,13. Nel caso di estrazione dei lipidi incompleta, l'efficienza di estrazione delle varie classi di lipidi può variare 14. Questo può anche avere un effetto sulla composizione in acidi grassi misurato, perché la composizione in acidi grassi è variabile tra classi di lipidi 7.

Il nostro metodo si basa su una sequenza di rottura meccanica delle cellule, estrazione dei lipidi solvente, transesterificazione di acidi grassi ad esteri metilici di acidi grassi (FAME), e quantificare e identificare FAMEs mediante gascromatografia in combinazione con una ionizzazione di fiammaRivelatore zione (GC-FID). Uno standard interno nella forma di un triacilglicerolo (tripentadecanoin) è aggiunto prima della procedura analitica. Possibili perdite durante l'estrazione e la transesterificazione incomplete possono essere corretti per. Il metodo può essere utilizzato per determinare il contenuto e la composizione degli acidi grassi presenti nelle biomasse microalgali grassi. Tutti gli acidi presenti nelle diverse classi acil-lipidico e stoccaggio (TAG) e lipidi di membrana (glicolipidi, fosfolipidi), vengono rilevati, identificati e quantificati accurato e riproducibile con questo metodo utilizzando solo piccole quantità di campione (5 mg) di grassi . Questo metodo non fornisce informazioni sulla abbondanza relativa delle diverse classi di lipidi. Tuttavia, il metodo può essere esteso per separare classi di lipidi tra loro 1. La composizione in acidi grassi e la concentrazione delle varie classi di lipidi può essere determinata individualmente.

In letteratura molti altri metodi sonodescritto analizzare lipidi in microalghe. Alcuni metodi si concentrano su un totale di componenti lipofile 15, mentre gli altri metodi si concentrano sugli acidi grassi totali 9,16. Tali alternative includono la determinazione gravimetrica del totale dei lipidi estratti, trans-esterificazione diretta di acidi grassi combinati con quantificazione mediante cromatografia, e le cellule colorazione con coloranti fluorescenti lipofile.

Un'alternativa comunemente usato per la quantificazione di acidi grassi mediante cromatografia è quantificazione dei lipidi utilizzando una determinazione gravimetrica 17,18. I vantaggi di una determinazione gravimetrica sono la mancanza di requisiti di avanzate e costose apparecchiature come un gascromatografo, facilità di impostare la procedura, a causa della disponibilità di attrezzature analitiche standardizzate (ad es Soxhlet), ed una determinazione gravimetrica è meno dispendio di tempo rispetto cromatografia metodi basati. Il principale vantaggio di utilizzare metodi di cromatografia basata sulla OTHer mano è che in un tale metodo solo gli acidi grassi vengono misurate. In una determinazione gravimetrica l'acido non grasso contenenti lipidi, come i pigmenti o steroidi, sono inclusi anche nella determinazione. Questi lipidi acidi non grassi contenenti può fare una grande percentuale (> 50%) dei lipidi totali. Se si è interessati solo al contenuto di acidi grassi (ad esempio per applicazioni biodiesel), sarà sovrastimato quando si utilizza una determinazione gravimetrica. Inoltre, in una determinazione gravimetrica la precisione della bilancia analitica utilizzata per pesare i lipidi estratti determina la dimensione del campione che deve essere utilizzato. Questa quantità è in genere molto più che la quantità necessaria quando si utilizza la cromatografia. Infine, un altro vantaggio di usare cromatografia su determinazione gravimetrica è che cromatografia fornisce informazioni sulla composizione in acidi grassi.

Un'altra alternativa per il nostro metodo presentato è 16,19,20 transesterificazione diretta.In questo metodo di estrazione dei lipidi e transesterificazione di acidi grassi a FAMEs sono combinati in un unico passaggio. Questo metodo è più veloce di una fase di estrazione e transesterificazione separato, ma combinando seguente procedura limita i solventi che possono essere utilizzati per l'estrazione. Ciò potrebbe influenzare negativamente l'efficienza di estrazione. Un altro vantaggio di una fase di estrazione dei lipidi e transesterificazione separata è che permette una separazione classe di lipidi aggiuntivo tra questi passaggi 1. Questo non è possibile se si utilizza transesterificazione diretta.

Altri metodi comunemente usati per determinare il contenuto di lipidi microalghe includono la colorazione della biomassa con macchie fluorescenti lipofile come il Nilo rosso o BODIPY e misurando il segnale di fluorescenza 21,22. Un vantaggio di questi metodi è che sono meno laborioso rispetto ai metodi alternativi. Uno svantaggio di questi metodi è che la risposta fluorescente è, per vari motivi, variabile tra species, condizioni di coltivazione, classi di lipidi, e le procedure analitiche. Come esempio, molti di queste variazioni sono causate da differenze nella diffusione del colorante dal microalghe. È quindi necessaria la calibrazione utilizzando un altro metodo quantitativo, preferibilmente eseguita per tutte le diverse condizioni di coltivazione e le fasi di crescita. Infine, questo metodo non fornisce informazioni sulla composizione in acidi grassi ed è meno preciso e riproducibile di metodi di cromatografia base.

Il metodo proposto si basa sul metodo descritto da Lamers et al. 23 e Santos et al. 24 ed è stata applicata anche da vari altri autori 1,25-27. Anche altri metodi sono disponibili che si basano sugli stessi principi e potrebbe fornire risultati simili 9,28.

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Protocol

1. Preparazione del campione

Ci sono due protocolli alternativi per il campione preparato incluso come passi 1.1 e 1.2. Entrambi i metodi sono ugualmente adatti e danno risultati simili, ma se una quantità limitata di alghe volume di cultura è disponibile, si consiglia il metodo 1.1.

NOTA: Per entrambi i protocolli, preparare due tubi branello dosatori supplementari secondo l'intero protocollo ma senza aggiungere alghe per poter essere utilizzate come bianco. In questo modo, i picchi del cromatogramma GC risultante dall'estrazione delle componenti di materiali utilizzati possono essere identificati e quantificati.

1.1. Preparazione del campione protocollo Opzione 1: Consigliato Quando una quantità limitata di alghe cultura è disponibile

  1. Determinare la concentrazione alghe peso secco (g / L) in brodo di coltura, ad esempio come descritto da Breuer et al. 1.
  2. Trasferire un volume di brodo di coltura che contiene 5-10 mg alghe peso secco diuna provetta da centrifuga vetro. Calcolare l'importo esatto della biomassa trasferiti utilizzando la concentrazione della biomassa determinata nella fase 1.1.1.
  3. Centrifugare 5 min a 1.200 x g.
  4. Scartare parte del surnatante, lasciare circa 0,25 ml nel tubo.
  5. Risospendere le alghe nel supernatante residuo delicatamente pipettando pellet su e giù e trasferire il pellet cellulare completa ad un tubo battitore tallone con una pipetta 200 microlitri.
  6. Risciacquare la pipetta provetta da centrifuga e bicchiere con acqua ± 0,15 ml MilliQ e trasferire il liquido allo stesso tubo battitore tallone.
  7. Provette da centrifuga branello dosatori per un minuto alla massima rpm per assicurarsi che non rimangano bolle d'aria nella parte inferiore dei tubi. E 'possibile memorizzare i tubi tallone battitore chiuso a -80 ° C.
  8. Liofilizzare i tubi tallone dosatori contenenti il ​​campione. È possibile memorizzare i tubi branello dosatori chiusi a -80 ° C.

1.2. Esempio di Opzione Preparazione protocollo 2

  1. Centrifugare un volume non di cultura alghe brodo e scartare il surnatante. Non è necessario per determinare la concentrazione della biomassa o per misurare il volume utilizzato.
  2. Misurare o calcolare l'osmolarità del mezzo di coltura utilizzando la concentrazione dei principali sali presenti nel terreno di coltura.
  3. Lavare il pellet cellulare da risospendere il pellet cellulare nello stesso volume, come usato nella fase 1.2.1, di una soluzione di formiato di ammonio, che approssima l'osmolarità del mezzo di coltura. Una soluzione di formiato di ammonio equiosmolar impedisce lisi delle cellule durante il lavaggio delle cellule.

NOTA: Lavare le cellule è necessario rimuovere i sali presenti nel terreno di coltura. Questo è particolarmente importante per l'analisi degli acidi grassi in microalghe marine causa delle alte concentrazioni di sale nel loro terreno di coltura. Se sali sarebbero ancora presenti, ciò causerebbe sovrastima della quantità di peso secco cellulare, che verrà determinato successivamente in til suo protocollo. Ammonio formiato è usato per lavare le cellule, perché questa soluzione sarà completamente evaporare durante la liofilizzazione e non lascia residui.

  1. Sospensione Centrifuga alghe e scarti surnatante.
  2. Liofilizzare il pellet di cellule.
  3. Pesare 5-10 mg di polvere liofilizzata di microalghe in un tubo battitore tallone. Registrare il peso esatto.

2. Turbativa delle cellule e dei lipidi estrazione

NOTA: Questa sezione descrive una vasta procedura di distruzione cellulare. Forse, alcuni dei passaggi rottura delle cellule sono ridondanti e meno estesa distruzione cellulare potrebbe produrre gli stessi risultati di alcune specie di microalghe o per la biomassa derivata da alcune condizioni di coltivazione. Ciò avrebbe bisogno di convalida per ogni situazione specifica però. Pertanto, l'ampio protocollo perturbazione proposto è raccomandato come un metodo universale adatto per tutti i materiali microalghe.

  1. Pesare una quantità esatta di tripentadecanoin (TRiacylglycerol contenente tre C15: 0 acidi grassi) e inserirlo di una quantità esattamente noto 4:5 (v / v) cloroformio: metanolo. In questo modo la concentrazione di tripentadecanoin è esattamente conosciuta. Puntare ad una concentrazione di 50 mg / L. Tripentadecanoin serve come standard interno per la quantificazione di acidi grassi.
  2. Aggiungere 1 ml di cloroformio: metanolo 04:05 (v / v) contenente tripentadecanoin a ciascun tubo di mantecazione (specificato nei reagenti e apparecchiature tabella). Verificare che non vi siano perline rimanenti all'interno della calotta del tubo beadbeater, questo si tradurrà in perdite dei tubi. Utilizzare una pipetta a spostamento positivo per un accurato aggiunta di solventi.
  3. Bead battere i tubi tallone battitore 8x a 2.500 rpm per 60 secondi, ogni volta con un 120 sec interna tra ogni battito.
  4. Trasferire la soluzione dai tubi tallone battitore per un ambiente pulito 15 ml provetta di vetro resistente al calore con inserti in teflon tappi a vite. Accertarsi di trasferire tutte le perline dal tubo battitore tallone pure.
  5. Per statoh il tubo battitore tallone, aggiungere 1 ml di cloroformio: metanolo 04:05 (v / v) contenente tripentadecanoin nel tubo battitore tallone, vicino tappo e mescolare e trasferire questa soluzione per lo stesso tubo di vetro dal punto 2.4. Lavare il tubo per tre volte (in totale 4 ml di cloroformio: metanolo 04:05 (v / v) contenente tripentadecanoin viene utilizzato per campione - 1 ml aggiunti nel passaggio 2.2 e 3 ml per 3 fasi di lavaggio).
  6. Agitare vetro per 5 sec e ultrasuoni in un bagno di sonicazione per 10 min.
  7. Aggiungere 2,5 ml di acqua MilliQ, contenente 50 mM 2-ammino-2-idrossimetil-propan-1 ,3-diolo (Tris) e 1 M NaCl, che è impostato a pH 7 con una soluzione di HCl. Questo provocherà una separazione di fase tra cloroformio e metanolo: acqua. 1 M NaCl è utilizzato per migliorare l'equilibrio dei lipidi verso la fase cloroformio.
  8. Vortex per 5 secondi e poi con ultrasuoni per 10 min.
  9. Centrifugare per 5 minuti a 1200 x g.
  10. Trasferire l'intera fase di cloroformio (fase inferiore) in una provetta di vetro pulita tramite pipett Pasteur di vetroe. Assicurarsi di non trasferire qualsiasi interfase o fase superiore.
  11. Estrarre nuovamente il campione aggiungendo 1 ml di cloroformio al vecchio tubo (contenente il metanolo: soluzione acquosa).
  12. Vortex per 5 secondi e poi con ultrasuoni per 10 min.
  13. Centrifugare per 5 minuti a 1200 x g.
  14. Raccogliere la fase cloroformio (fase inferiore) con una pipetta Pasteur di vetro e la piscina con la prima frazione di cloroformio dal punto 2.10.
  15. In caso di difficoltà sono esperti nel raccogliere tutta la frazione di cloroformio nel passaggio precedente, ripetere i passaggi 2,11-2,14. Altrimenti procedere con il passo 2.16.
  16. Si evapora il cloroformio dal tubo in una corrente di gas azoto. Dopo questo passo campioni possono essere conservati a -20 ° C sotto atmosfera di azoto gassoso.

3. Transesterificazione di esteri metilici degli acidi grassi

  1. Aggiungere 3 ml di metanolo contenente 5% (v / v) di acido solforico al tubo contenente i lipidi estratti secchi (tubo originariamente contenenti la frazione cloroformio) echiudere ermeticamente la provetta.
  2. Vortex per 5 sec.
  3. Incubare campioni per 3 ore a 70 ° C in una stufa blocco o bagnomaria. Periodicamente (ogni ± 30 min) garantire che i campioni non sono bollente (causato da un coperchio in modo improprio chiuso) e tubi vortex. Durante questa reazione acidi grassi sono metilate a loro esteri metilici di acidi grassi (FAME).
  4. Campioni raffreddare a temperatura ambiente e aggiungere 3 ml di acqua MilliQ e 3 ml di n-esano.
  5. Vortex per 5 sec e miscelare per 15 minuti con un rotatore provetta.
  6. Centrifugare per 5 minuti a 1200 x g.
  7. Raccogliere 2 ml della fase di esano (in alto) e mettere in tubo di vetro fresco con una pipetta Pasteur di vetro.
  8. Aggiungere 2 ml di acqua MilliQ alla fase esano raccolto per lavarlo.
  9. Vortex per 5 secondi e centrifugare per 5 minuti a 1200 x g. Dopo questa fase è possibile conservare i campioni a -20 ° C sotto atmosfera di azoto gassoso (separazione di fase non necessario).

4. Quantificazione del FAMEs Ucantare gascromatografia

  1. Riempire fiale GC con la fase di esano (fase superiore) con una pipetta Pasteur di vetro.
  2. Posizionare i tappi sulle fiale GC. Assicurarsi che i tappi sono completamente sigillati, e non possono essere attivati, per evitare l'evaporazione dal flaconcino.
  3. Riempire i solventi di lavaggio GC (esano), svuotare le fiale dei rifiuti, e mettere vial di campioni in auto-campionatore. Prima di eseguire i campioni reali sul GC, prima esecuzione 2 spazi vuoti che contengono solo esano sul GC.
  4. Eseguire i campioni su un GC-FID con una colonna Nukol (30 mx 0,53 millimetri x 1,0 micron). Utilizzare temperatura di ingresso di 250 ° C e utilizzando elio come gas di trasporto, pressione di 81,7 kPa e rapporto di divisione di 0,1:1, portata totale: 20 ml / min. FID temperatura del rivelatore di 270 ° C con H 2 velocità di flusso di 40 ml / min, portata d'aria di 400 ml / min ed Egli portata di 9,3 ml / min. Impostare volume di iniezione di 1 ml / campione. Iniettore pre e post lavaggio con n-esano. Temperatura iniziale del forno è impostato a 90 ° C per 0,5 minuti e poi sollevato spiritoh 20 ° C / min fino a una temperatura del forno di 200 ° C viene raggiunto. La temperatura del forno viene quindi mantenuta a 200 ° C per 39 min. Tempo di esecuzione totale è di 45 min.

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Representative Results

Un tipico cromatogramma che viene ottenuta tramite questo processo è mostrato nella Figura 1. FAMEs sono separati da dimensioni e grado di saturazione della colonna GC e protocollo utilizzato. Gli acidi grassi a catena più brevi di lunghezza e più acidi grassi saturi (meno legami matrimoniali) hanno tempi di ritenzione brevi. La colonna GC utilizzato e il protocollo non intendono separare isomeri degli acidi grassi (stessa catena di lunghezza e grado di saturazione, ma diverse posizioni di doppi legami), ma questo potrebbe essere realizzato utilizzando una colonna GC diverso e il protocollo.

La concentrazione di acido grasso e la composizione può essere calcolato utilizzando l'area dei picchi GC, concentrazione di standard interno (mg / L) (passo 2.1), e la quantità di biomassa aggiunto al campione (mg) (passo 1.1.2 o 1.2. 6, a seconda di quale è stato scelto il protocollo di preparazione del campione).

Il contenuto di ciascun acido grasso individuo nella biomassa (acido grasso mg / g di peso secco) può essere calcolata b y

Equazione 1
Con Area di FAME individuo come determinato mediante integrazione del cromatogramma GC (figura 1); Area di C15: 0 FAME come determinato mediante integrazione del cromatogramma GC (figura 1);

Equazione 2
Con [IS] la concentrazione di tripentadecanoin nel cloroformio: metanolo soluzione come determinato nella fase 2.1; MW C15: 0 FA il peso molecolare del C15: 0 acidi grassi (242,4 g / mol); MW C15: 0 TAG del peso molecolare di tripentadecanoin (765,24 g / mol);

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Come determinato eseguendo soluzioni di calibrazione sul GC, costituendo di miscele di C15: 0 FAME FAME e di tutti i singoli acidi grassi attesi nel campione, con [C15: 0 FAME nella soluzione di calibrazione] la concentrazione di C15: 0 FAME nel soluzione di calibrazione (mg / L); [FAME individuo in soluzione di calibrazione] la concentrazione della FAME individuo nella soluzione di calibrazione (mg / L), e le aree come determinato mediante integrazione del cromatogramma GC della soluzione di calibrazione.

Il contenuto totale di acidi grassi può essere calcolato come la somma di tutti i singoli acidi grassi. L'abbondanza relativa di ciascun acido grasso può essere calcolata dividendo la concentrazione di ogni singolo acido grasso dal contenuto totale di acidi grassi.

La composizione in acidi grassi e il contenuto di Scenedesmus obliquo UTEX393 (Chlorophyceae) sia sotto piene di azoto e di esaurire le condizioni sonomostrato in Figura 2. Composizione in acidi grassi e il contenuto sono fortemente influenzati dalla fame di azoto. In S. obliquus, C16: 0 (acido palmitico) e C18: 1 (acido oleico) sono i due acidi grassi più abbondanti.

La composizione in acidi grassi e il contenuto di Phaeodactylum tricornutum UTEX640 (diatomea) sia sotto piene di azoto e di esaurire le condizioni sono mostrati in figura 3. Simile a S. obliquo, il contenuto di acidi grassi e la composizione sono fortemente influenzati dalla fame di azoto. P. tricornutum produce anche notevoli quantità di acidi grassi altamente insaturi come C20: 5 (acido eicosapentaenoico, EPA) e acidi grassi a catena molto lunga (acido lignoceric, C24: 0) che possono essere rilevate da questo metodo.

Figura 1 < br /> Figura 1. Rappresentante GC-FID cromatogramma. Stato utilizzato un campione derivato da Scenedesmus obliquus esposti a fame di azoto. Vengono visualizzati solo i primi 20 minuti del cromatogramma. Dopo 20 min senza picchi sono stati rilevati in questo esempio.

Figura 2
Figura 2. Composizione di acidi grassi (abbondanza relativa di acidi grassi), del Scenedesmus obliquo (Chlorophyceae) sotto entrambe azoto sufficienti (barre nere) e le condizioni di coltivazione di azoto svantaggiate (barre bianche). Il contenuto totale di acidi grassi erano 8,6 ± 0,5% e 44,7 ± 1,7% ( % del peso secco) sotto azoto sufficiente e azoto privo condizioni di coltivazione, rispettivamente. Le barre di errore indicano il valore massimo e minimo di due repliche analitiche.

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Figura 3. Composizione Acido grasso (abbondanza relativa di acidi grassi), del Phaeodactylum tricornutum (diatomea) sotto entrambe azoto sufficienti (barre nere) e le condizioni di coltivazione di azoto svantaggiate (barre bianche). Il contenuto totale di acidi grassi erano 11,7 ± 0,9% e 30,5 ± 1,1% (% del peso secco) in condizioni di coltivazione sufficienti e di azoto privo di azoto, rispettivamente. Le barre di errore indicano il valore massimo e minimo di due repliche analitiche.

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Discussion

Il metodo descritto può essere utilizzato per determinare il contenuto e la composizione degli acidi grassi totali presenti nella biomassa microalgali. Acidi grassi ottenuti da tutte le classi di lipidi e stoccaggio (TAG) e lipidi di membrana (fosfolipidi e glicolipidi), vengono rilevati. Tutte le lunghezze di catene di acidi grassi e gradi di saturazione che sono presenti nel microalghe possono essere rilevati e distinti. Il metodo si basa sulla rottura meccanica delle cellule, estrazione dei lipidi solvente, transesterificazione di acidi grassi a FAMEs, e la quantificazione di FAMEs mediante gascromatografia in combinazione con un rivelatore a ionizzazione di fiamma (GC-FID). Questo metodo richiede piccole quantità di campione (5 mg), è preciso e riproducibile e può essere utilizzata tra un'ampia varietà di specie di microalghe. Questo metodo è destinato ad essere utilizzato a fini analitici ed è specificatamente concepita per l'utilizzo di campioni di piccole dimensioni. Il metodo non è destinato ad essere ridotta e utilizzato per estrarre grandequantità di acidi grassi microalghe. Un limite di questo metodo è che è laborioso e può richiedere alcuni giorni da iniziare la procedura per ottenere risultati. Specialmente nel caso di controllo di processo per la produzione di acidi grassi microalgali industriale questo potrebbe essere considerato una limitazione. Se sono necessari i risultati più veloci, altre opzioni, come la colorazione con coloranti fluorescenti lipofili potrebbero essere più adatto. Le seguenti raccomandazioni sono fatte per quanto riguarda l'esecuzione della procedura analitica:

  1. Estrazione e procedura transesterificazione sono standardizzati utilizzando un triacilglicerolo (tripentadecanoin) come standard interno. L'uso di uno standard interno è comunemente usato per la quantificazione di FAMEs in campioni mediante gascromatografia, ma più spesso viene utilizzato uno standard interno FAME. Si consiglia di utilizzare uno standard interno TAG piuttosto che uno standard interno FAME e aggiungere prima distruzione cellulare e di estrazione con solvente. Possibili perdite durante lipidi estrazione o transesterificazione incomplete possono essere corretti, poiché si prevede che perdite simili sarebbe verificato allo standard interno. Uno standard interno deve essere usato che non co-eluire con acidi grassi prodotti dalle microalghe. Poiché microalghe producono soltanto acidi grassi con numeri pari di atomi di carbonio, un TAG contenente un acido grasso con un numero dispari di atomi di carbonio è un buon candidato. Poiché la colonna GC e protocollo separato non solo sulla lunghezza della catena, ma anche dal grado di insaturazione, un acido grasso saturo dispari potrebbe ipoteticamente co-eluire con un acido grasso insaturo con numero pari. Esso dovrebbe essere convalidato che lo standard interno utilizzato non co-eluire con acidi naturalmente presenti nel campione grassi. Nella nostra esperienza con varie microalghe, tripentadecanoin (TAG contenente tre C15: 0 acidi grassi) non co-eluire con acidi presenti naturalmente nelle microalghe grassi.
  2. Saturi e acidi grassi insaturi danno risposte diverse GC-FID (aree di picco) a concentrazioni uguali. Pertanto standard di FAMEs devono essere utilizzati per la calibrazione e determinazione dei fattori di risposta relativi dei singoli acidi grassi come descritto nella sezione dei risultati rappresentativi. Standard di FAMEs possono anche essere utilizzati per determinare tempi di ritenzione dei singoli acidi grassi. In alternativa, GC-MS può essere utilizzato per l'identificazione di acidi grassi.
  3. Sia il tempo di ritenzione e fattore di risposta relativo dei singoli acidi grassi cambieranno con l'età attrezzature GC. Si raccomanda pertanto di calibrazione frequente di tempo di ritenzione e fattore di risposta relativo.
  4. Rottura delle cellule meccanica è un passo importante in questo metodo. E 'realizzato dalla combinazione di liofilizzazione, branello battitura e sonicazione. Senza distruzione cellulare è possibile che non tutti i lipidi vengono estratti 9,13. Eventualmente, alcuni dei passaggi distruzione cellulare sono distruzione cellulare ridondante e meno ampia (per esempio branello riduzione dei tempi di battitura) potrebbe produrre lo stesso resultati per alcune specie di microalghe o per la biomassa derivata da alcune condizioni di coltivazione. Ciò avrebbe bisogno di convalida per ogni specifica situazione però, quindi si consiglia l'ampio protocollo di interruzione proposto.
  5. Durante la procedura di analisi, i solventi utilizzati potrebbero estrarre i componenti dai tubi di plastica e relativi puntali utilizzati. Questi componenti estratti potrebbero interferire con il rilevamento dei FAMEs utilizzando GC-FID. In particolare, i tempi tallone-beat lunghe e alte temperature durante bead-pestaggio si tradurrà in contaminare i componenti. La nostra esperienza è che i componenti estratti dai tubi tallone-beat si tradurrà in alcuni picchi aggiuntivi nel cromatogramma GC-FID, alcuni dei quali overlay con alghe FAMEs derivati ​​(principalmente acidi grassi saturi). Quando si esegue il metodo proposto, questo non è mai più di 1-2% della superficie totale di picco. Raffreddamento dei tubi tallone-battitore durante bead-battito e l'utilizzo di grandi quantità di biomassa per campione ridurrà il relativo piccoArea di questi picchi derivati ​​plastica. Si raccomanda di utilizzare pipette di vetro e tubi di vetro, per quanto possibile in tutto il protocollo. Inoltre, l'uso di sbozzati per verificare e correggere i componenti estratti da materie plastiche, ma anche per verificare e correggere contaminazioni per esempio i solventi utilizzati, è raccomandato.
  6. Durante il processo di tallone-pestaggio, sia il tallone-beater e tubi tallone-battitore si riscalda. Quando branello-battitura per un tempo molto più lungo o un regime più alto rispetto a quanto proposto in questo metodo, e quando nessun raffreddamento viene applicato in mezzo, questo può portare a ebollizione dei solventi ed eventualmente la rottura dei tubi. Questo comporta una perdita di campione. Nella nostra esperienza, questa situazione si verifica quando bead-battere per più di 6 min a 6.000 giri.
  7. Microalghe possono produrre acidi grassi altamente insaturi, che possono essere soggette ad ossidazione. Ryckebosch et al. 9 osservato alcun cambiamento nella composizione in acidi grassi causata dall'ossidazione di insaturo fGli acidi Atty durante le varie procedure di estrazione. E 'stato proposto che gli antiossidanti presenti naturalmente nelle microalghe proteggere questi acidi grassi insaturi dall'ossidazione. Se si sospetta che l'ossidazione può verificarsi, una possibilità sarebbe quella di aggiungere un antiossidante sintetico come butilidrossitoluene (BHT), purché l'antiossidante non co-eluire con FAMEs, e finché la quantità di antiossidante utilizzato non interferisce con la cromatografia 9. Per prevenire l'ossidazione durante la conservazione a lungo termine, si consiglia di conservare i campioni a -80 ° C sotto atmosfera di azoto gassoso.
  8. Lipasi presenti in microalghe potenzialmente in grado di idrolizzare i lipidi durante la procedura analitica e quindi influenzare i risultati. Ryckebosch et al. 9 hanno trovato che la liofilizzazione inattiva lipasi. Inoltre, lipasi non si degradano acidi grassi, ma semplicemente staccano dal gruppo di glicerolo glycerolipids. Quindi, l'attività della lipasi non deve interferire con la aci grassi presentatod protocollo. Enzimi coinvolti nella degradazione dell'acido grasso atto sul coenzima A attivati ​​acidi grassi e il verificarsi di tale degradazione durante l'estrazione così non sembra probabile. Tuttavia, nel caso in cui si sospetta che la rottura enzimatica di acidi grassi da glycerolipids potrebbe influenzare i risultati, una possibilità sarebbe quella di aggiungere un inibitore della lipasi, ad esempio isopropanolo, finché l'inibitore non interferisce con la procedura analitica sé 9.

Questo metodo potrebbe essere esteso a quantificare e determinare la composizione degli acidi grassi dei lipidi neutri (TAG) e lipidi polari (fosfolipidi, glicolipidi) utilizzando un estrazione in fase solida (SPE) fase di separazione tra la fase 2 (estrazione dei lipidi) e punto 3 (transesterificazione ) come descritto, ad esempio, Breuer et al. 1. In alternativa, una cromatografia su strato sottile (TLC) passo può essere utilizzato per separare le varie classi di lipidi polari, per esempio come descritto da Wang e Benning 28.

Questo metodo può essere esteso per essere utilizzato, ad esempio, piante, tessuti animali e altri microrganismi. A causa della enfasi sulla distruzione cellulare, questo metodo è particolarmente adatto per l'analisi di acidi grassi a materiali che sono molto difficili da estrarre.

La parte di estrazione del metodo (passaggi 1 e 2) potrebbe essere utilizzato per l'estrazione di pigmenti e altri componenti lipofili 23,25. La procedura di distruzione cellulare potrebbe essere utilizzato per l'estrazione di altri componenti come l'amido o carboidrati utilizzando altri sistemi solventi (compresa l'acqua).

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Disclosures

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Acknowledgments

Una parte di questo lavoro è stato sostenuto finanziariamente dall'Istituto per la promozione dell'innovazione da Scienza e della Tecnologia-Strategic Ricerca di Base (IWT-SBO) Luce solare di progetto e le cellule Biosolar. Erik Bolder e BackKim Nguyen sono riconosciuti per il loro contributo alla ottimizzazione della procedura di battitura tallone.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
tripentadecanoin (C15:0 TAG) Sigma Aldrich T4257 CAS Number 7370-46-9
TAG or FAME standards of all fatty acids expected in sample Sigma Aldrich
TAG or FAME standards of all fatty acids expected in sample Lipidox
TAG or FAME standards of all fatty acids expected in sample Larodan
Beadbeater Bertin Technologies Precellys 24
beadbeater tubes MP Biomedicals Lysing matrix E
116914500
GC-FID Hewlett-Packer HP6871
GC column Supelco Nukol 25357
Positive displacement pipette 100-1000μl Mettler Toledo MR-1000
Positive displacement pipet tips C-1000 Mettler Toledo C-1000
Pipetvuller, Pi-Pump 2 ml VWR 612-1925
glass tubes VWR SCERE5100160011G1
TUBE 16 X 100 MM BOROSILICATE 5.1 1 * 1.000 VWR SCERE5100160011G1
Teflon coated screw-caps VWR SCERKSSR15415BY10
STUART SCIENTIFIC SB2 test tube rotator VWR 445-2101
Heated Evaporator/Concentrator Cole-Parmer YO-28690-25

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References

  1. Breuer, G., Lamers, P. P., Martens, D. E., Draaisma, R. B., Wijffels, R. H. The impact of nitrogen starvation on the dynamics of triacylglycerol accumulation in nine microalgae strains. Bioresource Technology. 124, 217-226 (2012).
  2. Hu, Q., Sommerfeld, M., et al. Microalgal triacylglycerols as feedstocks for biofuel production: perspectives and advances. The Plant Journal. 54, (4), 621-639 (2008).
  3. Chisti, Y. Biodiesel from microalgae. Biotechnology Advances. 25, (3), 294-306 (2007).
  4. Draaisma, R. B., Wijffels, R. H., et al. Food commodities from microalgae. Curr. Opin. Biotechnol. 24, (2), 169-177 (2012).
  5. Wijffels, R. H., Barbosa, M. J. An outlook on microalgal biofuels. Science. 329, (5993), 796-799 (2010).
  6. Wijffels, R. H., Barbosa, M. J., Eppink, M. H. M. Microalgae for the production of bulk chemicals and biofuels. Biofuels, Bioprod. Bioref. 4, (3), 287-295 (2010).
  7. Guschina, I. A., Harwood, J. L. Lipids and lipid metabolism in eukaryotic algae. Progress in Lipid Research. 45, (2), 160-186 (2006).
  8. Schenk, P. M., Thomas-Hall, S. R., et al. Second Generation Biofuels: High-Efficiency Microalgae for Biodiesel Production. BioEnergy Research. 1, (1), 20-43 (2008).
  9. Ryckebosch, E., Muylaert, K., Foubert, I. Optimization of an Analytical Procedure for Extraction of Lipids from Microalgae. Journal of the American Oil Chemists' Society. 89, (2), 189-198 (2011).
  10. Laurens, L. M. L., Dempster, T. A., et al. Algal Biomass Constituent Analysis: Method Uncertainties and Investigation of the Underlying Measuring Chemistries. Analytical Chemistry. 84, (4), 1879-1887 (2012).
  11. Iverson, S. J., Lang, S. L. C., Cooper, M. H. Comparison of the bligh and dyer and folch methods for total lipid determination in a broad range of marine tissue. Lipids. 36, (11), 1283-1287 (2001).
  12. Grima, E. M., Medina, A. R., et al. Comparison Between Extraction of Lipids and Fatty Acids from microalgal biomass. JAOCS. 71, (9), 955-959 (1994).
  13. Lee, J. Y., Yoo, C., Jun, S. Y., Ahn, C. Y., Oh, H. M. Comparison of several methods for effective lipid extraction from microalgae. Bioresour Technol. 101, Suppl 1 ement. 75-77 (2010).
  14. Guckert, J. B., Cooksey, K. E., Jackson, L. L. lipid solvent systems are not equivalent for analysis of lipid classes in the micro eukaryotic green alga. Journal of Microbiological Methods. 8, 139-149 (1988).
  15. Pruvost, J., Van Vooren, G., Cogne, G., Legrand, J. Investigation of biomass and lipids production with Neochloris oleoabundans in photobioreactor. Bioresource Technology. 100, (23), 5988-5995 (2009).
  16. Griffiths, M. J., Hille, R. P., Harrison, S. T. L. Selection of Direct Transesterification as the Preferred Method for Assay of Fatty Acid Content of Microalgae. 45, (11), 1053-1060 (2010).
  17. Folch, J., Lees, M., Sloane Stanley, G. H. S. A simple method for the isolation and purification of total lipides from animal tissues. J Biol. Chem. 226, 497-509 (1956).
  18. Bligh, E. G., Dyer, W. J. A rapid method of total lipid extraction and purification. Canadian Journal of Biochemistry and Physiology. 37, (8), 911-917 (1959).
  19. Lepage, G., Roy, C. C. Improved recovery of fatty acid through direct transesterification without prior extraction or purification. Journal of Lipid research. 25, 1391-1396 (1984).
  20. Welch, R. W. A micro-method for the estimation of oil content and composition in seed crops. J. Sci. Food Agric. 28, (7), 635-638 (1002).
  21. Chen, W., Zhang, C., Song, L., Sommerfeld, M., Hu, Q. A high throughput Nile red method for quantitative measurement of neutral lipids in microalgae. Journal of Microbiological Methods. 77, (1), 41-47 (2009).
  22. Cooper, M. S., Hardin, W. R., Petersen, T. W., Cattolico, R. A. Visualizing "green oil" in live algal cells. Journal of Bioscience and Bioengineering. 109, (2), 198-201 (2010).
  23. Lamers, P. P., van de Laak, C. C., et al. Carotenoid and fatty acid metabolism in light-stressed Dunaliella salina. Biotechnology and Bioengineering. 106, (4), 638-648 (2010).
  24. Santos, A. M., Janssen, M., Lamers, P. P., Evers, W. A., Wijffels, R. H. Growth of oil accumulating microalga Neochloris oleoabundans under alkaline-saline conditions. Bioresour Technol. 104, 593-599 (2012).
  25. Mulders, K. J. M., Weesepoel, Y., et al. Growth and pigment accumulation in nutrient-depleted Isochrysis aff. galbana T-ISO. J. Appl. Phycol. (2012).
  26. Kliphuis, A. M., Klok, A. J., et al. Metabolic modeling of Chlamydomonas reinhardtii: energy requirements for photoautotrophic growth and maintenance. J. Appl. Phycol. 24, (2), 253-266 (2012).
  27. Lamers, P. P., Janssen, M., De Vos, R. C. H., Bino, R. J., Wijffels, R. H. Carotenoid and fatty acid metabolism in nitrogen-starved Dunaliella salina, a unicellular green microalga. Journal of Biotechnology. 162, (1), 21-27 (2012).
  28. Wang, Z., Benning, C. Arabidopsis thaliana Polar Glycerolipid Profiling by Thin Layer Chromatography (TLC) Coupled with Gas-Liquid Chromatography (GLC). J. Vis. Exp. (49), e2518 (2011).

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