Высокая пропускная Микроинъекции из морского ежа зиготы

1Department of Biological Sciences, University of Delaware
Biology

Your institution must subscribe to JoVE's Biology section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

Welcome!

Enter your email below to get your free 10 minute trial to JoVE!





We use/store this info to ensure you have proper access and that your account is secure. We may use this info to send you notifications about your account, your institutional access, and/or other related products. To learn more about our GDPR policies click here.

If you want more info regarding data storage, please contact gdpr@jove.com.

 

Summary

Микроинъекция является общим методом, используемым для доставки конструкций ДНК, мРНК, морфолино антисмысловых олигонуклеотидов или другие процедуры в яиц, эмбрионов и клеток различных видов.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Stepicheva, N. A., Song, J. L. High Throughput Microinjections of Sea Urchin Zygotes. J. Vis. Exp. (83), e50841, doi:10.3791/50841 (2014).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Микроинъекции в клетки и эмбрионы в является общим методом, который используется для изучения широкий спектр биологических процессов. В этом методе небольшое количество обрабатывающего раствора загружают в микроинъекции иглы, используемой для физически вводить индивидуальные иммобилизованных клеток или эмбрионов. Несмотря на необходимость первоначального обучения для выполнения этой процедуры для доставки высокой пропускной, микроинъекции обеспечивает максимальную эффективность и воспроизводимую доставку широкого спектра лечебных решений (в том числе сложных смесей образцов) в клетки, яйца или эмбрионы. Приложения к микроинъекций включают доставку конструкций ДНК, мРНК, рекомбинантных белков, усиления функции и потери функциональных реагентов. Флуоресцентный краситель или колориметрический добавляется введенного раствора, чтобы позволить мгновенную визуализацию эффективной доставки, а также средство для надежного нормализации количества подаваемого раствора. Описанный способ позволяет микроинъекции 100-400 морского ежа гygotes пределах 10-15 мин.

Introduction

Эффективное и воспроизводимое доставка лечение является одним из основных методологических проблем для исследователей. Некоторые методы были созданы для временно поставлять решения по лечению в яйца, эмбрионов и клеток. Эти методы включают электропорации (на основе генерирующих переходных пор в мембране с помощью коротких электрических импульсов) 1,2, липофекция (доставка путем слияния лечения, содержащих липосомы с мембраной) 1, бомбардировки микрочастицами 1 (ДНК осаждают на микрон размеров металлических частиц, которые затем используются для проникновения в клетки с высокой скоростью), и трансдукции (вирус используют в качестве средства доставки трансгенов). На данный момент, микроинъекции единственный подход, который держит преимущество доставки любого решения с 100%-ной эффективности с минимальными реагентов. Кроме того, один инъекционный раствор может состоять из сложного коктейль из обработок. Этот метод был использован для успешнойлы microinject яйца и эмбрионы из многочисленных видов, таких как морские ежи 3,4, зебры рыбы 5, мыши 6, лягушки 7, и крупного рогатого скота 8, а также отдельных клеток в культуре ткани 9. Холост бластомеров инъекции в более поздних стадиях развития также были проведены 10-12.

Современные методы микроинъекции основаны на методе давления впрыска, который был первоначально описываемой Hiramoto 10, однако, большой прогресс был достигнут в направлении оптимизации этого процесса. Отличные методы микроинъекции были описаны в других 11, и здесь мы описали один из специфических методов, которые в настоящее время используются для microinject морского ежа (Strongylocentrotus purpuratus) недавно оплодотворенных яйцеклеток. Более века, морские ежи были ценным экспериментальная модель 15,16. Морские ежи эволюционно тесно связаны с хордовых (включая нас) и анализаих геном показал, что они содержат все основные семейств генов, как человека 17. Они производят большое количество синхронно разработки прозрачных эмбрионов, которые можно легко манипулировать. Использование морского ежа в качестве модельного организма, морской еж сообщество внесло свой ​​вклад в наше понимание процесса оплодотворения 18-21, биологических процессов клеточных 22-24 и генных регуляторных сетей (GRNs) 25-28.

Микроинъекция в морских ежей зиготы требует нескольких шагов. Во-первых, яйца должны быть иммобилизованы до инъекции (см. ниже). Микроинъекция блюда покрыты сульфат протамина (PS), который создает положительно заряженную поверхность, к которой отрицательно заряженные яйца могут прилипать 3. Яйца dejellied путем инкубации в кислой морской воды (рН 5,15) в течение 10 мин, с последующими двумя промывками в натуральной морской воде или искусственной морской воды (рН 8,0). В dejellied яйца тщательно гребли по прямойв середине покрытого PS-Петри в присутствии 1 мМ 3-аминотриазола (3-AT), который необходим, чтобы ингибировать активность ovoperoxidase, который секретируется из корковых гранул яйца в результате оплодотворения 29. Этот шаг важен, чтобы предотвратить затвердевание оболочки оплодотворения и для облегчения ввода микроинъекции иглы. В качестве альтернативы 1 мМ 3-АТ, 10 мМ paraminobenzoic кислоты (PABA) могут быть использованы. Инъекционный раствор загружают в микроинъекции иглы с использованием специализированного наконечник пипетки microloading и установлен на держателе, прикрепленной к микроманипулятором и блок давления (рис. 1). Каждая игла может быть использован для microinject отдельные зиготы в нескольких экспериментах на отдельные дни. Микроинъекция может быть выполнена в течение 10-15 мин, пока не затвердеет зиготы. В зиготы затем промывают с морской водой и культивировали при 15 ° С Когда эмбрионы достигают вылупления бластулы этап, они выпускают штриховки фермент, который расщепляет компоненты ферtilization конверт 30 и позволить им естественно оторваться от тарелки ПС-покрытием. Если необходимо, эмбрионы могут быть осторожно отделена от тарелки с помощью рот пипеткой или пипетки Пастера, осторожно дует морской воды на эмбрионов. Описанный способ позволяет эффективную и надежную микроинъекции 100-400 недавно оплодотворенных яиц на одном блюде, предоставляя метод высокой пропускной ниже по течению анализов.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Подготовка протаминсульфат (PS) с покрытием Посуда

  1. Подготовка 1%-ный раствор сульфата протамина (PS), добавляя 0,5 г PS в 50 мл деионизованной дистиллированной воде (DDH 2 O) в 50 мл коническую пробирку. Хорошо взболтать на высокой скорости на скамейке шейкере при комнатной температуре в течение 1-2 часов, чтобы обеспечить полное растворение PS. Это решение может храниться при температуре 4 ° С в течение не менее 3 месяцев (убедитесь, что для полного растворения гелеобразную осадка перед каждым использованием) 3.
  2. Возьмите рукав 60 мм х 15 мм полистирола чашки Петри и выложить обе крышки и основания на скамейке.
  3. Залить 1%-ный раствор PS в каждом блюде (оба днища и крышки можно использовать) только достаточно, чтобы покрыть поверхность, оставить на 2 мин. Раствор PS остаток может быть повторно использован много раз в течение 3 месяцев при хранении при 4 ° С.
  4. Место PS обработанные блюда в химический стакан, наполненный дистиллированной воде (дН 2 O). Оставьте стакан под струей дН 2 O, по крайней мере10 мин.
  5. Блюда ПС-покрытием можно использовать сразу или воздух сухой для хранения. Покройте их, чтобы предотвратить накопление пыли. Они могут храниться при комнатной температуре в течение 1 месяца 3.

2. Получить морской еж гамет и Остановите яйца на блюдо ПС-покрытием для микроинъекции

  1. Spawn морские ежи при встряхивании или внутрицеломических инъекция до 1 мл 0,5% хлорида калия, чтобы вызвать сокращение гладких мышц, чтобы освободить гаметы 3 (рис. 2).
  2. Если животное мужского пола, как указано в белый цвет спермы, собирать спермы в сухом от поверхности животного в 1,5 мл трубки. Сухой сперма может храниться при 4 ° С в течение недели без существенной потери биологической функции.
  3. Если животное является женщина, на что указывает желтый цвет из-за содержания яичного желтка, собирать его гаметы путем погружения gonopores в химический стакан, полный морской воды. Яйца будут освобождены от gonopores и поселиться под действием силы тяжести. </ Li>
  4. Фильтр яйца от мусора, например шипами на животных с использованием 80 нейлоновый фильтр сетку мкм. Лучшие результаты достигаются, если яйца используются в пределах 5-7 часов после нереста.
  5. Dejelly яйца:
    1. Подготовка 100 мл кислой морской воде в течение приблизительно 1 мл яйца. Используйте 0,5 М лимонной кислоты, чтобы довести рН морской воды от рН 8,0 до 5,1-5,2. Слишком низкое рН снизится оплодотворение и слишком высокой рН не позволит яйца приложить к пластинам на PS покрытием.
    2. Добавить яйца (не более 1 мл), кислой морской воды и позволяют яйца, чтобы успокоиться на льду в течение 10 мин. Кроме того, удаление студенистой оболочки может быть облегчено путем осторожного закрученной яиц во время лечения. Можно эффективно dejelly S. purpuratus яйца в 3-4 мин этот путь.
    3. Тщательно слейте кислой морской воды, добавить свежий морской воды и пусть яйца поселиться на льду снова. Dejellied яйца можно хранить на льду в течение до 6 часов без проблем оплодотворения

    3. Ряд яйца

    1. Подготовка 1 М исходного раствора 3-аминотриазол (3-AT, ММ = 84,08) путем растворения 0,84 г 3-АТ в 10 мл DDH 2 O. Этот раствор можно хранить при температуре 4 ° С в течение до 6 месяцев.
    2. Подготовка 1 мм Рабочий раствор 3-AT добавлением 50 мкл 1 М раствора в 50 мл prechilled морской воды. Держите решение на льду.
    3. Подготовка рот пипеткой (рис. 3) для бережной обработки яиц:
      1. Пипетки вручную вытащил из стеклянных микропипеток (100 х OD 1,09 мм). Держите микропипетки обеими руками над открытым пламенем. Как стекло начинает плавиться, осторожно потяните концы пипетки в противоположных направлениях.
      2. Подключите один вытащил пипетки к пластиковой трубки (ID 1,14 мм), печать туго с парафильмом. Длина трубки должна быть примерно 50-70 см.
      3. Вставка стерильно фильтруют P20 или P200 наконечник на конце, противоположном патрубка к стеклянной трубки киспользоваться как мундштук.
      4. Клип конец стеклянной микропипетки с ножницами, чтобы регулировать диаметр наконечника. Оптимальный диаметр слегка превышает диаметр яйца (80 мкм).
    4. Налейте 4 мл 1 мМ 3-АТ морской воды в каждую PS покрытием блюдо (внизу или крышки).
    5. Возьмите рот пипеткой, введите наконечник P20/P200 в рот и закрепите его с помощью зубов. Для аспирации яйца, первый аспирации небольшого количества морской воды. Имея столба жидкости перед загрузкой яйца, то придется максимальный контроль над техникой пипетки ртом.
    6. Разместите наконечник микропипетки возле яиц и аккуратно аспирации в несколько сотен яиц в пипетку. Ограничьте яйца в стеклянной микропипетки.
    7. Ряд dejellied яйца в прямой линии на блюдо, осторожно дует их из рта пипетки при перемещении наконечника по прямой. Ряд яйца прямо перед инъекциями, потому что проблемы оплодотворения может произойти из-за рrolonged воздействия 3-АТ морской воды 3. Кроме того, катионные клеи, как ПС могут быть токсичными для яиц, и это не рекомендуется подвергать эмбрионов этих реагентов в течение длительного времени, особенно если оплодотворение конверты были удалены.
    8. Сделать царапину на блюдо вблизи линии гребли яиц с помощью стеклянной пипетки. Это царапина будет важно сломать инъекционной иглы для регулировки потока раствора по мере необходимости. С другой стороны, царапина может быть сделано перед заливкой морской воды 3-AT к блюду.

    4. Микроинъекции морского ежа зиготы

    1. Включите микроинъекции станции. Здесь мы опишем использование системы впрыска FemtoJet.
    2. Потяните впрыска капилляры помощью иглы съемник. Пример хорошего иглы показан на рисунке 4. Примечание: Для РНК инъекций, инъекций капилляры должны быть предварительно обработаны, чтобы избежать РНКазы загрязнения 31:
      1. Месте инъекции капилляры в 50 мл коническуютрубы и добавить 50 мл отфильтрованной смеси метанол / HCl (9:1). Хорошо встряхните и оставьте на ночь в течение не более 10 часов.
      2. Слейте метанол / HCl и промыть капилляры 2x с фильтрованной метанола в той же трубе.
      3. Слить метанол, насколько это возможно и лиофилизуют в течение ночи капилляры, чтобы обеспечить полное удаление метанола.
    3. Осторожно установите иглы капилляр на иглы загрузки держателя и загрузить его с <0,5 мкл раствора образца с использованием microloader советы. Растворы образцов обычно содержат 20% глицерина, в зависимости от впрыскиваемого материала 3.
    4. Место блюдо с гребли яиц на столик микроскопа (яйца должны быть выровнены по вертикали, если смотреть через окуляры) и сосредоточиться на яйцах.
    5. Осторожно установите загруженный иглу на держатель иглы microinjecting и отрегулировать положение иглы, чтобы иметь полностью сфокусированное наконечник в середине поля.
    6. Нажмите на кнопку, чтобы применить максимальное давление FOг очистки иглы. Решение должно прийти из иглы. Регулировка давления в случае необходимости: давление впрыска должна быть в диапазоне 90-360 кПа, при давлении компенсации приблизительно 1/3 от давления впрыска.
    7. Отрегулируйте поток раствора путем введения в неоплодотворенных яиц. Использование джойстика микроманипулятор, направить кончик инъекционной иглы в неоплодотворенных яиц. Для облегчения ввода иглы, создать легкую дрожь, осторожно разговоров сцены с твердым предметом, таких как отвертки. Болюсной инъекции формирования внутри яйца следует рассматривать (рис. 5).
    8. Если болюсной инъекции не видно, слегка приподнимите кончик иглы выше яиц, найдите царапину на блюдо и настроить его должен быть расположен в середине поля. Слегка постучите кончик иглы к царапиной сломать кончик инъекционной иглы. Отрегулируйте впрыска и компенсации давления для того, чтобы болюсной инъекции не превышает 1/5 тон диаметр яйца (1-2 мкм).
    9. После болюсной инъекции откалиброван, оплодотворить яйца, добавив разбавленный сперму (1:1000) или 1-2 мкл спермы. Хорошо перемешать тщательно, чтобы предотвратить смещение строку яиц.
    10. Начните инъекции сразу после оплодотворения конверт становится видимым (рис. 5). Перемещение по линии гребли яиц с использованием контроллера этап и ввести столько зиготы, насколько это возможно, тыкая их с иглой под контролем джойстика микроманипулятора.
    11. После 10-15 мин, вновь оплодотворенных яиц станет закаленного и не может быть введен больше. Снимите блюдо со сцены и тщательно аспирата из спермы в морской воде 3-АТ с помощью пластиковой пипетки Пастера.
    12. Не позволяйте зиготы сухой. Быстро добавить свежий prechilled морскую воду, чтобы покрыть блюдо. Инкубируйте эмбрионов при 15 ° С

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

GFP и mCherry репортер конструкции были в пробирке транскрипции и микроинъецировали во вновь оплодотворенных яиц. Эмбрионы инкубировали при 15 ° С в течение 24 ч (до стадии бластулы) и отображаемого использованием Zeiss наблюдатель Z1 микроскопа. Инъекция репортер конструкций не приводит ни к каким дефектами развития (рис. 6). Для количественного определения флуоресцентных сигналов, получения изображения была выполнена при малом увеличении (100X) максимально захватить люминесцентные пикселей (рис. 6D-F). Флуоресцентные сигналы количественно, используя AxioVision 4.8.2.0. Стандартные ошибки для интенсивности флуоресцентных сигналов в популяции 100-200 blastulae не превышала 1,5% (данные не показаны).

Рисунок 1
Рисунок 1. Установка микроинъекции. (А) PS покрытием диш с иммобилизованными яиц находится на стадии (В) инвертированного микроскопа. Микроинъекция игла прикрепляется к (С) иглодержатель, который подключен к (D) блока давления. Движение в X, Y-и Z-размеров направлено с использованием (R) микроманипулятора или (F) грубая манипулятора. (G) отвертка, завернутый с бумажными полотенцами используется для слегка постучите столик микроскопа, чтобы вызвать легкую дрожь для облегчения ввода иглы в недавно оплодотворенной яйцеклетки.

Рисунок 2
Рисунок 2. Нерест из морских ежей. (А) Морской еж индуцируется, чтобы пролить на внутрицеломических инъекции 0,5% хлорида калия. Игла указывает на усиков мембраны, окружающей рот животного, только мягкой части животного.(B) Женский морского ежа размещен с его gonapores погруженных в морской воде в пластиковом стакане, чтобы собрать желтые яйца. (C) Белый сперма освобождается от gonapores мужского морского ежа.

Рисунок 3
Рисунок 3. . Рот пипетки ртом пипетки состоит из трех частей: (а) Стекло микропипетка игл, (В) пластиковых труб, и (С) стерильной фильтрации P20 или P200 наконечник. Стекло микропипетки вставляется в пластиковой трубки, которая связана с P20 или P200 мундштуком.

Рисунок 4
Рисунок 4. Микроинъекция иглы. (А) микроинъекции иглы пульпривело помощью иглы съемник с определенным параметром. Установка иглы съемника должна быть определена эмпирически. Использование Narishege PC-10 иглы съемник, мы используем 72,8 ° C за тепло настройки 1 и 83,7 ° C для установки теплового 2. Использование царапину на пластине мы нарушаем кончик иглы для облегчения потока раствора. (B) хорошо игла должна иметь длину 500-600 мкм с шириной 50 мкм при плеча до 5 мкм на конце.

Рисунок 5
Рисунок 5. Инъекция вновь оплодотворенных яиц морского ежа. Dejellied яйца гребли на блюдо PS покрытием и оплодотворенная. Недавно оплодотворенные яйцеклетки были введены по одному при перемещении столик микроскопа вдоль линии зиготы (сверху вниз). (А) болюсной инъекции хорошо видно, формируется внутри вновь оплодотворяетсяяйцо на кончике иглы. (B) Прозрачный оплодотворение конверт образуется при оплодотворении. (С) спермы выглядят как маленькие черные точки в фоновом режиме. Шкала бар составляет 50 мкм. Кликните здесь, чтобы посмотреть увеличенное изображение.

Рисунок 6
Рисунок 6. Микроинъецировали зиготы, разработанные в blastulae без развития или морфологических дефектов. Недавно оплодотворенные яйцеклетки были введены с флуоресцентными маркерами, которые позволяют им быть четко отделены от неинъецированных эмбрионов (показано стрелками). (АС) Эмбрионы отображаемого на 400-кратном увеличении. (DF) Эмбрионы отображаеются с 100-кратном увеличении, чтобы захватить большую часть испускаемых сигналов флуоресценции для надежной количественной оценке. После 24 часа в сутки пост оплодотворение, blastulae были собраны и обработаны с 2x морской воды в течение 2 мин для иммобилизации эмбрионов бассейна 3, после чего 1x моря промывки водой. Изображения были получены с Zeiss наблюдатель Z1 микроскопа и AxioCam однотонного камеры. (А, D) DIC образы blastulae. (В, Е) Наложение изображения эмбрионов вводили в пробирке транскрипции mCherry флуоресценции и ДИК каналов. (C, F) Наложение изображения эмбрионов вводили в пробирке транскрипции GFP флуоресценции и ДИК каналов. Шкала бар составляет 50 мкм. Кликните здесь, чтобы посмотреть увеличенное изображение.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Микроинъекция является мощным средством для доставки различных процедур, таких как ДНК, РНК, рекомбинантных белков, потеря функции и увеличение функциональных реагентов, красителей и их комбинаций в яйца, эмбрионов и клеток различных организмов 1-7. Тем не менее, несколько соображений следует иметь в виду при разработке эксперимент микроинъекции.

Крайне важно учитывать растворимость поставляемого лечения и объемом впрыска. Если микроинъецировали решение имеет тенденцию к образованию даже небольшое осадок, microinjecting игла будет забит. Вообще рекомендуется центрифуги решение для более чем на 15 мин перед загрузкой в иглу, чтобы убедиться любой осадок удаляют из раствора 3. Другой подход состоит в передаче раствора через спиновых столбцов Millipore. Если это не возможно, чтобы избежать засорения, это может быть возможным, чтобы прочистить иглу, осторожно снова нарушение кончик,но становится трудно контролировать поток раствора, если наконечник слишком широк. Большое количество введенного раствора могут быть токсичными для зародыша, причем, широкий наконечник вводит большие вариации среди объемов раствора вводили в отдельных эмбрионов. Кроме того, важно, чтобы количество вводимого объема в недавно оплодотворенных яиц корректируется. Вводимый объем может быть откалиброван, потянув иглы в различных условиях с последующим впрыскиванием раствора в масле. Это позволяет для измерения диаметра (и, следовательно, объем) капли 32. Мы считаем, что приемлемое количество раствора для инъекций в недавно оплодотворенной яйцеклетки не должна превышать 1/5 диаметр зиготы, как показано на рисунке 5.

Главный совет заключается в загрузке иглу прямо перед инъекцией, работать быстро, и часто использовать функцию кнопки очистки инжектора, который вызывает применение максимально доступной давления на выходе вдля того, чтобы избавиться от заблокированного инъекционной иглы.

Иногда игла может засорить извне, когда сперма и мусор из ранее введенных яиц прилипают к кончику иглы. В этом случае, это полезно, чтобы поднять иглу всю дорогу от 3-АТ воды в инъекционных блюдо. Обычно напряжение, вызванное поверхности раздела жидкость-воздух достаточно, чтобы удалить твердые частицы. С другой стороны, осторожно щеткой инъекционную иглу против царапины на инъекции пластины также может помочь. В крайнем случае, можно протирать кончик иглы с капающей влажной Kimwipe. Однако такое протирание требует крайней осторожности и практики.

Флуоресцентные красители, такие как 10000 MW Texas Red лизина загружают декстран (2 мг / мл) дают сильный сигнал, который можно обнаружить и используемый для надежного нормализации введенного раствора. Когда мРНК, который будет введен, то рекомендуется coinject с mCherry или GFP мРНК вместе с мРНК винтерес для того, чтобы никакой деградации мРНК не произошло. В этом случае визуализация флуоресцентного сигнала зависит от перевода mCherry или GFP. Если использование красителей или флуоресцентных конструкций не представляется возможным, рекомендуется грести небольшое количество яиц на каждого отдельного блюда, чтобы убедиться, что все вновь оплодотворенные яйца на том блюде вводят.

В заключение, микроинъекции является ценным инструментом для исследований в области генетики, молекулярной, клеточной, биологии и биологии развития. Используя эту технику, морской еж сообщество сделало значительный вклад в наше понимание клеточной и эволюционной биологии, таких как клеточной судьбы спецификации, функции гена, регуляции генов и биохимических путей основная эмбрионального развития 16.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Авторы заявляют каких конкурирующих финансовых интересов или другие конфликты интересов.

Acknowledgements

Мы благодарим Сантьяго Суарес за критическое прочтение рукописи и Бетти Cowgill для помощи в фотографии. Мы также благодарим анонимных рецензентов за их критической обратной связи. Эта работа проводится при поддержке Университета штата Делавэр исследовательского фонда.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Glass Pasteur pipettes VWR 14673-043  
Inverted microscope  Axiovert 40 °C Zeiss 4109431007990000 Injection microscope
Microloader tips Eppendorf 5242 956.003 Load injection solution
Nylon filter mesh 80 μm Amazon.com 03-80-37 Filter eggs to get rid of debris
P20 or P200 Aerosol Barrier Pipette Tips Fisher Scientific 02707432 or 02707430 Part of a mouth pipette
Parafilm Fisher Scientific 13 374 12 Part of a mouth pipette
Polyethylene tubing Intramedic PE-160 Part of a mouth pipette
Protamine sulfate MP Biomedicals, LLC 194729 Attach dejellied eggs to injection dishes
Sea urchins S. purpuratus Pt. Loma Marine Invertebrate Lab N/A  
Sea water any pet store Instant Ocean  
Sterile 60 mm x 15 mm Polystyrene Petri Dish Fisher Scientific 0875713A Injection dishes
Three-Axis Coarse Positioning Micromanipulator MMN-1 Narishige 9124 Manipulate injection needle
Three-Axis Joystick Type Oil Hydraulic Fine Micromanipulator MMO-202ND Narishige 9212 Manipulate injection needle
Transfer pipettes Fisher Scientific 13-711-9AM  
Vertical  needle puller  Narishige PC-10 Pull injection needles

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Muramatsu, T., Mizutani, Y., Ohmori, Y., Okumura, J. Comparison of three nonviral transfection methods for foreign gene expression in early chicken embryos in ovo. Biochem. Biophys.Res. Commun. 230, 376-380 (1997).
  2. Peng, H., Wu, Y. Y., Zhang, Y. Efficient Delivery of DNA and Morpholinos into Mouse Preimplantation Embryos by Electroporation. Plos One. 7, 13 (2012).
  3. Ettensohn, C. A., Wray, G. A., Wessel, G. M. eds. Development of sea urchins, ascidians, and other invertebrate deuterostomes: experimental approaches. 74, Elsevier Academic Press. (2004).
  4. Franks, R. R., Houghevans, B. R., Britten, R. J., Davidson, E. H. Direct introduction of cloned DNA into the sea urchin zygote nucleus, and fate of injected DNA. Development. 102, 287-299 (1988).
  5. Kinsey, W. H. Analysis of signaling pathways in zebrafish development by microinjection. Methods Mol. Biol. 518, 67-76 (2009).
  6. Kola, I., Sumarsono, S. H. Microinjection of in vitro transcribed RNA and antisense oligonucleotides in mouse oocytes and early embryos to study the gain- and loss-of-function of genes. Mol. Biotechnol. 6, 191-199 (1996).
  7. Mishina, T., Fuchimukai, K., Igarashi, K., Tashiro, K., Shiokawa, K. Modification of secondary head-forming activity of microinjected a dagger beta-catenin mRNA by co-injected spermine and spermidine in Xenopus early embryos. Amino Acids. 42, 791-801 (2012).
  8. O'Meara, C. M., et al. Gene silencing in bovine zygotes: siRNA transfection versus microinjection. Reprod. Fertil. Dev. 23, 534-543 (2011).
  9. Dean, D. A., Gasiorowski, J. Z. Nonviral gene delivery. Cold Spring Harb. Protoc. (2011).
  10. Hiramoto, Y. Cell division without mitotic apparatus in sea urchin eggs. Exp. Cell Res. 11, 630-636 (1956).
  11. Wilson, L. Methods in Cell Biology. 25, Elsevier. (1982).
  12. Gross, J. M., McClay, D. R. The role of Brachyury (T) during gastrulation movements in the sea urchin Lytechinus variegatus. Dev. Biol. 239, 132-147 (2001).
  13. Yajima M, W. G. Autonomy in specification of primordial germ cells and their passive translocation in the sea urchin. Development. 139, 3786-3794 (2012).
  14. Duboc, V., et al. Nodal and BMP2/4 pattern the mesoderm and endoderm during development of the sea urchin embryo. Development. 137, 223-235 (2010).
  15. Ernst, S. G. Offerings from an Urchin. Dev. Biol. 358, 285-294 (2011).
  16. McClay, D. R. Evolutionary crossroads in developmental biology: sea urchins. Development. 138, 2639-2648 (2011).
  17. Sodergren, E., et al. Research article - The genome of the sea urchin Strongylocentrotus purpuratus. Science. 314, 941-952 (2006).
  18. Roux, M. M., et al. A functional genomic and proteomic perspective of sea urchin calcium signaling and egg activation. Dev. Biol. 300, 416-433 (2006).
  19. Turner, P. R., Sheetz, M. P., Jaffe, L. A. Fertilization increases the polyphosphoinositide content of sea urchin eggs. Nature. 310, 414-415 (1984).
  20. Voronina, E., Marzluff, W. F., Wessel, G. M. Cyclin B synthesis is required for sea urchin oocyte maturation. Dev. Biol. 256, 258-275 (2003).
  21. Wong, J. L., Wessel, G. M. Extracellular matrix modifications at fertilization: regulation of dityrosine crosslinking by transamidation. Development. 136, 1835-1847 (2009).
  22. Shuster, C. B., Burgess, D. R. Transitions regulating the timing of cytokinesis in embryonic cells. Curr. Biol. 12, 854-858 (2002).
  23. Morris, R. L., et al. Analysis of cytoskeletal and motility proteins in the sea urchin genome assembly. Dev. Biol. 300, 219-237 (2006).
  24. Minc, N., Burgess, D., Chang, F. Influence of Cell Geometry on Division-Plane Positioning. Cell. 144, 414-426 (2011).
  25. Davidson, E. H., et al. A genomic regulatory network for development. Science. 295, 1669-1678 (2002).
  26. Oliveri, P., Tu, Q., Davidson, E. H. Global regulatory logic for specification of an embryonic cell lineage. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105, 5955-5962 (2008).
  27. Peter, I. S., Davidson, E. H. A gene regulatory network controlling the embryonic specification of endoderm. Nature. 474, (2011).
  28. Nam, J. M., Dong, P., Tarpine, R., Istrail, S., Davidson, E. H. Functional cis-regulatory genomics for systems biology. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107, 3930-3935 (2010).
  29. Showman, R. M., Foerder, C. A. Removal of the fertilization membrane of sea-urchin embryos employing aminotriazole. Exp. Cell Res. 120, 253-255 (1979).
  30. Lepage, T., Sardet, C., Gache, C. Spatial expression of the hatching enzyme gene in the sea-urchin embryo. Dev. Biol. 150, 23-32 (1992).
  31. Jaffe, L. A., Terasaki, M. Quantitative microinjection of oocytes, eggs, and embryos. Development of Sea Urchins, Ascidians, and Other Invertebrate Deuterostomes: Experimental Approaches. 74, 219-242 (2004).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics