A نموذج من الفئران تحت العنكبوتية نزف

Medicine

Your institution must subscribe to JoVE's Medicine section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

Welcome!

Enter your email below to get your free 10 minute trial to JoVE!





We use/store this info to ensure you have proper access and that your account is secure. We may use this info to send you notifications about your account, your institutional access, and/or other related products. To learn more about our GDPR policies click here.

If you want more info regarding data storage, please contact gdpr@jove.com.

 

Summary

يوصف نموذج الفأر موحدة من نزيف تحت العنكبوتية من قبل الدائرة داخل اللمعة ويليس ثقب. ويتم رصد ثقب السفينة وتحت العنكبوتية النزيف عن طريق مراقبة ضغط داخل القحف. بالإضافة تسجل مختلف المعايير الحيوية والتي تسيطر عليها للحفاظ على الظروف الفسيولوجية.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Schüller, K., Bühler, D., Plesnila, N. A Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage. J. Vis. Exp. (81), e50845, doi:10.3791/50845 (2013).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

في هذا المنشور الفيديو يتم تقديم نموذج الفأر موحدة من نزيف تحت العنكبوتية (SAH). نزيف يسببها دائرة اللف ويليس انثقاب (فريق العمل) وثبت من خلال الضغط داخل الجمجمة (ICP) الرصد. وبذلك يتم التوصل إلى توزيع الدم متجانسة في الأماكن المحيطة تحت العنكبوتية تداول الشرايين وشقوق المخيخ. يتم الاحتفاظ فسيولوجيا الحيوان التنبيب والتهوية الميكانيكية، والرصد المستمر على الخط من مختلف الفسيولوجية والقلب والأوعية الدموية المعلمات: درجة حرارة الجسم، النظامية ضغط الدم ومعدل ضربات القلب، والهيموغلوبين التشبع. وبالتالي الضغط نضح الدماغي يمكن رصدها بإحكام مما أدى إلى حجم أقل من الدم متغير extravasated. وهذا يسمح لتوحيد أفضل من اللف ثقب خيوط في الفئران ويجعل نموذج كامل تكرار للغاية. وبالتالي فإنه متاحة بسهولة للدراسات الدوائية والفيزيولوجية المرضية في النوع البري وراثيةغيرت لاي الفئران.

Introduction

SAH هو نوع فرعي السكتة الدماغية مع أقل نتائج مفيدة للمرضى: 40٪ من المرضى يموتون في غضون شهر بعد 1 النزيف ونادرا ما يكون الناجين نتيجة إيجابية سريريا.

وتحدث الغالبية العظمى من SAHS عفوية (80٪) من خلال تمزق تمدد الأوعية الدموية داخل الجمجمة والتي يقع معظمها على طول الأمامي والخلفي التواصل الشريان، الشريان القاعدي، والشريان الدماغي الأوسط (MCA) 2.

مثل تمدد الأوعية الدموية يصعب نموذج في الحيوانات، وبالتالي يتم تنفيذ النماذج الحيوانية من SAH إما عن طريق حقن الدم في الفضاء / البطينين الدماغي تحت العنكبوتية أو عن طريق ثقب اللف سفينة تحت العنكبوتية.

حقن الدم الذاتي في ماجنا صهريج من السهل القيام بها وقابلة للتكرار، حيث بلغ حجم الدم يمكن التحكم مباشرة 3. للأسف بعض جوانب الفيزيولوجيا المرضية SAH، على سبيل المثالإصابة السفينة، لا يمكن أن تكون على غرار هذا الإجراء. آخر النهج التقني لتحريض SAH هو افتتاح الوريد داخل الصهريج 4.

ومع ذلك، فإن فريق العمل داخل اللمعة في فرع MCA يبدو أن الإجراء الذي نماذج الفيزيولوجيا المرضية في البشر أوثق 5. وقد تم تطوير أسلوب ووصف لأول مرة في الفئران عن طريق Bederson والزملاء، وفي الوقت نفسه من خلال Veelken وزملاؤه 6،7. في وقت لاحق تم تعديل نموذج ثقب داخل اللمعة على الفئران 8،9. يتم إدراج خيوط في الشريان السباتي الخارجي (ECA) وتأهل إلى قاعدة الجمجمة عن طريق الشريان السباتي الداخلي (ICA). عند نقطة المتفرعة من MCA خيوط يثقب السفينة ويؤدي الى نزيف في الفضاء تحت العنكبوتية في قاعدة الجمجمة. الدم ثم يوزع في الفضاء تحت العنكبوتية المتبقية على طول الشقوق والأوعية الدموية. نزيف توقفت قبل تشكيل جلطة في موقع ثقب، ولكن rebleedings، ذوي الخوذات البيضاءوغالبا ما تكون ضارة معنوى في المرضى 10، يمكن أن يحدث. وفقا لذلك، اصبحت نموذجا خيوط اللف نموذج SAH تستخدم على نطاق واسع خلال السنوات القليلة الماضية. العيب أكثر ما ذكر من طراز خيوط انثقاب هو أن نزيف حجم لا يمكن التحكم فيها مباشرة، وبالتالي قد تكون متغيرة. يمكن أن تخفض بشكل كبير من قبل هذا التباين رقابة مشددة من علم وظائف الأعضاء الحيوانية وآخر النزفية-ICP.

الفئران لديها ميزة كبيرة أن عددا كبيرا من السلالات المعدلة وراثيا المتوفرة. ولكن نظرا لصغر حجمها تميل العمليات الجراحية لتكون أكثر تعقيدا مما كانت عليه في الأنواع الكبيرة، مثل الفئران أو الأرانب. وبالتالي فإن خفض الحجم تقنيات المتقدمة للفئران على الفئران في كثير من الأحيان لا يؤدي إلى النتائج المرجوة، على سبيل المثال كما الفئران لديها محدودة جدا وزن الجسم وحجم الدم التقنيات موسع لضغط الدم وتحليل غازات الدم وكذلك لتشبع الهيموجلوبين ورصد معدل ضربات القلبيجب أن تطبق كلما كان ذلك ممكنا. وفقا لذلك، فإن الهدف من المنشور الحالي هو وصف نموذج ثقب خيوط للSAH في الفئران وإظهار كيف يمكن تنفيذ هذا النموذج بطريقة موحدة وقابلة للتكرار للغاية.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

وتعرض جميع العمليات الجراحية للمراجعة الأخلاقية والتي وافقت عليها حكومة بافاريا العليا (الرقم المرجعي: 55.2-1-54-2532.3-13-13 و-2532-136-11). الحيوانات هم من الذكور C57BL / 6 الفئران مع وزن الجسم من حوالي 25 غرام.

1. إعداد الحيوان

  1. لحث التخدير عن طريق وضع الماوس في غرفة. تدفق غرفة مع 5٪ isoflurane وحتى يفقد الحيوان وعيه.
  2. حقن التخدير خلط الغشاء البريتونى: الفنتانيل (0.05 ملغ / كلغ)، ميدازولام (5 ملغ / كلغ) وmedetomidine (0.5 ملغ / كلغ). تحقق ردود الفعل قبل وبانتظام أثناء العملية. بإعادة حقن ثلث المبلغ الأولي للساعة للحفاظ على التخدير.
  3. التنبيب orotracheally مع أنبوب مصنوع من 20 G القسطرة الوريدية 11. لالتنبيب إصلاح الحيوان على منصة مائلة (30 درجة)، سحب اللسان مع ملقط عازمة، تصور الحبال الصوتية تحت مجهر التشغيل وادخال أنبوب في القصبة الهوائيةخلال الإلهام.
  4. ضع الماوس في وضعية الرقود والتحقق من موضع الصحيح من أنبوب مع قطعة من القطن أو microcapnograph.
  5. ربط أنبوب التنبيب إلى تنفس صناعي. تهوية الفأر مع هواء الغرفة تستكمل مع 25٪ أكسجين مع تواتر 180-220 الأنفاس / دقيقة وحجم المخ من 200-250 ميكرولتر.
  6. ربط أنبوب التنبيب إلى microcapnograph. الحفاظ على نهاية الزفير PCO 2 في 30 ملم زئبقي عن طريق ضبط تردد التهوية.
  7. إدراج التحقيق في درجة الحرارة المستقيم ووضع الحيوان على وسادة التدفئة من أجل الحفاظ على 37 درجة مئوية درجة حرارة الجسم الأساسية.
  8. تطبيق الاستشعار pulsoximeter الحلقي على مخلب الخلفيتين الأيمن.
  9. فتح الجلد فوق الجمجمة مع زوج من مقص. يجب أن يكون شق حوالي 0.5 سم طويلة وبين الأذن والعين.
  10. تشريح العضلات الصدغي الأيسر مع مشرط من العظم الصدغي.
  11. الغراء مقياس الجريان دوبلر الليزر (LDF) على التحقيقالعظم الصدغي الأيسر. تعقد لجنة التحقيق في موقف ثابت حتى يصلب الغراء.
  12. حفر حفرة حوالي 1.5 مم مع حفر الأسنان في العظم الصدغي الأيسر. تبريد العظام مع المياه المالحة لمنع ضرر الحرارة.
  13. إدراج التحقيق ICP في تجويف الجمجمة. دفع كما ظهريا ممكن لمنع تلف الأنسجة الدماغية والنزيف.
  14. إذا كان التحقيق هو في موقف الحق، وإصلاح، وختم ذلك مع الأسمنت. السماح للجفاف الاسمنت لمدة 5 دقائق.
  15. تحويل الماوس بعناية إلى موقف ضعيف.
  16. لاستمرار مراقبة ضغط الدم، يقثطر الشريان الفخذي الأيسر.
  17. الاتصال القسطرة الفخذية إلى جهاز مراقبة ضغط الدم.

2. SAH التعريفي

  1. فتح الجلد مع زوج من مقص من القص إلى الذقن (2 سم). تشريح النسيج الضام بصراحة ودفع الغدد اللعابية جانبا.
  2. فضح الشريان السباتي المشترك الأيسر (CCA) وتعبئة ذلك. الحفاظ علىالعصب المبهم، الذي يعمل في نفس غمد النسيج الضام مثل التقييم القطري المشترك. التحرك الجمجمة وفضح وتعبئة ICA واللجنة الاقتصادية لأفريقيا باستخدام نفس التقنية.
  3. Ligate اللجنة الاقتصادية لأفريقيا كما cranially بقدر الإمكان.
  4. نظم مبكرا اثنين من أكثر لعملية ربط خيوط حول اللجنة الاقتصادية لأفريقيا.
  5. تسد التقييم القطري المشترك وICA مؤقتا مع microclips. ضع microclips مع قضيب microclip. تأكد من تطبيقها لقطات بشكل صحيح عن طريق سحب بلطف الى الوراء.
  6. قطع حفرة لخيوط الإدراج في اللجنة الاقتصادية لأفريقيا مع مقص السفينة.
  7. إدراج خيوط البرولين 5-0 مع 12 ملم طول في اللجنة الاقتصادية لأفريقيا.
  8. إغلاق موقع الإدراج مع واحد ربط ترتيبها مسبقا.
  9. إزالة microclips مع قضيب microclip من التقييم القطري المشترك وICA.
  10. دفع خيوط مع ملقط في ICA حتى تطلع برنامج المقارنات الدولية. ارتفاع مفاجئ في برنامج المقارنات الدولية يشير إلى نزيف الاستقراء.
  11. سحب خيوط فورا وligate اللجنة الاقتصادية لأفريقيا عن طريق إغلاق كل من العلاقات العامةعملية ربط earranged على التوالي. هذا يمنع النزيف من موقع الإدراج.
  12. خياطة الجرح الجلد.
  13. رصد المعلمات الفسيولوجية للحيوان لمدة 20 دقيقة أخرى.
  14. إزالة برنامج المقارنات الدولية وتحقيقات LDF وخياطة الجرح الجلد.

3. نهاية التجربة

  1. يروي الحيوان transcardially مع 20 مل من المياه المالحة (درجة حرارة الغرفة)، يليه 20 مل من PFA 4٪ في برنامج تلفزيوني (4 درجات مئوية).
  2. تشريح الدماغ من الجمجمة. قطع الجمجمة في خط الوسط وبين تجاويف المدارية. ثم قشر العظام من الدماغ.
  3. تقييم التوزيع الدم في الفضاء تحت العنكبوتية.

4. الاعتبارات في حالة البقاء على قيد الحياة جراحة (لا يظهر في شريط الفيديو)

  1. حقن كاربروفين (4 ملغ / كغ تحت الجلد) لتسكين بعد العملية الجراحية مباشرة بعد التخدير تحريض. خلال فترة المراقبة بعد العملية الجراحية كاربروفين (4 ملغ / كغ تحت الجلد) يتم حقن كل 24 ساعة. بدلا من الغازية قياس ضغط الدم الاستفادة من نظام مراقبة ضغط الدم موسع.
  2. لإنهاء التخدير حقن تحت الجلد وكلاء استعداء: النالوكسون (1.2 ملغ / كلغ)، فلومازينيل (0.5 ملغ / كلغ) وatipamezole (2.5 ملغ / كلغ).
  3. ينزع الأنبوب الحيوان.
  4. بعد أن إستعاد من ردود الافعال وضع الحيوان في غرفة مسخن. الحفاظ على الحيوانات في حوالي 32 درجة مئوية لمدة 24 ساعة.
  5. ويتم فحص الحيوانات بانتظام للتنفس عفوية وحالتهم العامة خلال الساعات الأولى بعد الجراحة. إذا تأثر جذع الدماغ الحيوانات ومشاكل في التنفس، وينبغي أن الموت الرحيم.
  6. ويتم فحص الحيوانات اليومية لحالتهم العامة ووزن الجسم فضلا عن العجز العصبية والحسية 15.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

معدل الوفيات

بمجرد يتقن تقنية جراحة الإجراء لا تثير أي وفيات أثناء العملية. النزيف أيضا لا يمكن أن يتحقق في جميع الحيوانات تقريبا. وفيات ما بعد الجراحة هو 30-40٪ مع معظم الحيوانات تموت في يوم 1 بعد الجراحة (الشكل 5).

تقدر ICP بعد SAH

برنامج المقارنات الدولية قبل النزيف حوالي 4 مم زئبق. نزيف النتائج في زيادة حادة لبرنامج المقارنات الدولية ما يصل إلى 120 مم زئبق. القيم ICP ثم تحقيق الاستقرار داخل 5 دقائق في حوالي 30 ملم زئبقي (الشكل 1). في 24 ساعة بعد النزيف برنامج المقارنات الدولية لا تزال مرتفعة قليلا إلى 10 مم زئبق 5.

ضغط الدم بعد SAH

ارتفاع ضغط الدم مباشرة بعد نزيف الاستقراء (الشكل 2). ويرجع ذلك إلى منعكس كوشينغ، التي بدأها مرتفعة ICP هذا.

نضح الدماغي بعد SAH

بالعربيةثالثا النزف الحث على انخفاض هائل التروية الدماغية يمكن رصدها. ضخه إلى مستوى مختلف بشكل فردي يحدث في غضون 5 دقائق بعد إهانة (الشكل 3).

يوزع الدم على طول الشرايين في الدماغ توريد وشقوق المخيخ

نحن perfused الحيوانات 3 ساعة بعد SAH transcardially مع 20 مل من المياه المالحة تليها 20 مل من المبرد PFA 4٪. تمت إزالة الدماغ بعناية وولوحظ توزيع الدم في الفضاء تحت العنكبوتية. يوزع الدم على طول المساحة المحيطة بالأوعية من الدماغ توريد الشرايين نحو القشرة الظهرية. في جميع الحالات غطى الدم وextravasated MCA حتى المتفرعة الثانية. وتمت تغطية الجانب المماثل إلى نزيف المزيد من الدم مع من نصف الكرة الأرضية المقابل (الشكل 4).

لا ترتبط توزيع الدم مع ارتفاع ICP

في 5 الحيوانات ونحن التحقيق ما إذا كان صعود ICP د خلال شهر SAH له تأثير على توزيع الدم في الفضاء تحت العنكبوتية. كان واحدا الفرضية القائلة بأن الحيوانات التي تظهر فقط ارتفاع ICP معتدلة خلال SAH قد يحمل الدم أقل extravasated، ثم التي لا توزع على أجزاء من القشرة الظهرية. وجدنا أن فقط حجم ورم دموي في قاعدة الجمجمة يبدو أن ترتبط مع ارتفاع ICP. لم توزيع الدم على طول الشرايين في الدماغ توريد لا تختلف بين الحيوانات مع مختلف ICP القيم الذروة.

الشكل 1
الشكل 1. قيمة ICP بعد القيم SAH. الممثل ICP من 5 الحيوانات بعد SAH. اضغط هنا لمشاهدة صورة بشكل اكبر .

pload/50845/50845fig2.jpg "العرض =" 600px ل"/>
الشكل 2. ضغط الدم بعد SAH. قيم ضغط الدم الممثل من 5 الحيوانات بعد SAH. اضغط هنا لمشاهدة صورة بشكل اكبر .

الرقم 3
الرقم 3. نضح الدماغي بعد SAH. دوبلر الليزر الممثل القيم مقياس الجريان من 5 الحيوانات بعد SAH. اضغط هنا لمشاهدة صورة بشكل اكبر .

الرقم 4
الشكل 4. توزيع الدم على طول الشرايين في الدماغ توريد. الممثل حي الدمribution من 5 الحيوانات بعد SAH. خطوط حمراء تشير إلى توزيع الدم على طول الشرايين في الدماغ توريد. اضغط هنا لمشاهدة صورة بشكل اكبر .

الرقم 5
الرقم 5. منحنى البقاء على قيد الحياة بعد منحنى SAH. البقاء على قيد الحياة بعد SAH في 49 من الذكور C57BL / 6 الفئران. اضغط هنا لمشاهدة صورة بشكل اكبر .

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

خيارات العلاج بعد SAH شحيحة ومعظمها عديمة الجدوى. لذا الفيزيولوجيا المرضية من تلف في الدماغ بعد النزفية يحتاج إلى أن يفهم كذلك من أجل تحديد أهداف علاجية جديدة وتطوير مناهج علاجية جديدة. موحدة ونماذج حيوانية استنساخه بشكل جيد في الحيوانات المعدلة وراثيا، أي الفئران، تعتبر حاسمة لمثل هذه التحقيقات. أصبح نموذج فريق العمل نموذجا يستخدم على نطاق واسع لSAH لأنه يشبه البشر في الفيزيولوجيا المرضية بشكل وثيق، ولكن ما يعوق استخدامه في استنساخ الفئران عن طريق انخفاض وتقلب الشخصية العالية. وتحدث اختلافات من هذا النموذج من قبل بروتوكولات التخدير المختلفة، والتي تغير الظروف الفسيولوجية. كمية النزيف يختلف بين الحيوانات بسبب تفاعل السفينة وضغط الدم وتخثر الاختلافات 12. وبالتالي فمن المهم رصد الظروف الفسيولوجية في جميع أنحاء الداخلي ووضع البروتوكولات الجراحية والرصد التي تقلل من فاriability من هذا الطراز.

توزيع الدم بعد SAH قد تكون مختلفة بين الأنواع. في نموذج الفئران الدم ويبدو أن موزعة بالتساوي عبر كل من نصفي الكرة المخية 6. كما تظهر العقول البشرية بنية تلفيفي الدماغ من المرجح أن توزع بشكل رئيسي على طول تلم الدماغ وليس في المقام الأول على طول الأوعية الدم. من ناحية أخرى، الدماغ توريد الشرايين تشغيل في تلك تلم مثل MCA في التلم الوحشي. وبالتالي الأمراض السفينة قد تكون مماثلة في نماذج حيوانية القوارض والدماغ البشري.

في المختبر لدينا ونحن نستخدم مزيج من الفنتانيل، medetomidine وميدازولام كما هو موضح أعلاه للتخدير الجراحي. هذا المزيج له تأثير ضئيل نسبيا على ضغط الدم والأوعية التفاعل 11. في المقابل، isoflurane و، وهو مخدر يستخدم على نطاق واسع في مجال البحوث SAH، يؤدي إلى توسع الأوعية المحيطية، وضعف بشدة تنظيم ذاتي دماغي 13، وانخفاض ضغط الدم فورا الخلفإيه SAH 12، والنتائج التي لا ترتبط بشكل منتظم مع الفيزيولوجيا المرضية في وقت مبكر من SAH في البشر. وبالتالي، فإن استخدام بروتوكول مخدر لا تخل الفيزيولوجيا المرضية بعد النزفية هو شرط مسبق هام لنموذج SAH التجريبية سارية المفعول.

كمية النزيف يعتمد على الآفة السفينة ويختلف بالتالي مع حجم خيوط 14. آخر خطوة حاسمة من هذا النموذج هو انسحاب خيوط بعد ثقب السفينة. تعطل تدفق الدم في ICA من خيوط والانسحاب تأخير قد يؤدي إلى النزيف أصغر. وفقا لذلك، لا بد من توحيد الوقت بين ثقب السفينة وخيوط الانسحاب. هذا هو بالطبع ممكن فقط إذا كانت نقطة بالوقت السفينة انثقاب يمكن تحديد بدقة زمنية عالية. في الإعداد لدينا ويتحقق ذلك من خلال القياس المستمر لبرنامج المقارنات الدولية. وهناك زيادة حادة في برنامج المقارنات الدولية يشير ناجحة ثقب السفينة ويسمح بالتالي standardizatioن الانسحاب خيوط وبالتالي نزيف كثافة. بالإضافة إلى ذلك، ثقب السفينة تسيطر ICP-يمنع أن خيوط متقدمة بعيدا جدا وبالتالي منع تلف الأنسجة في الدماغ. وفقا لذلك، والقياس المستمر لبرنامج المقارنات الدولية هو أسلوب ممتاز للحد من التباين من طراز SAH الفئران.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

الكتاب ليس لديهم ما يكشف.

Acknowledgments

يتم تمويل البحوث الحالية من قبل مؤسسة البحوث Solorz-زاك.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Equipment
operation microscope Leica KL2500
isoflurane vaporizer Harvard Instruments Continuous Flow Vaporizer
respirator Hugo Sachs Minivent 845
microcapnograph Hugo Sachs Type 340
temperature controller FHC DC Temperature Controller
dental drill Paggen Labset- N
ICP monitor Codman ICP monitor
blood pressure monitor AD Instruments Bridge Amp FE221
syringe pump World Precision Instruments SP101IZ
pulsoximeter Kent Scientific MouseSTAT
LDF Perimed Periflux 5000
analog data monitor AD Instruments Power Lab 16/35
Material
cement for ICP probe fixation Speiko Carboxylate cement
glue for LDF probe fixation Bob Smith Industries Cyanoacrylate glue (Maxi Cure and Insta Set)
venous catheter Johnson Johnson Jelco winged i.v. catheter; REF 4076 modified intubation tube
tubing for femoral catheter Smiths Medical Fine Bore Polythene Tubing; ID 0.28 mm OD 0.61 mm; REF 800/100/100 cut to 30 cm length
filament for vessel perforation Ethicon Prolene 5-0 cut to 12 mm length
surgical equipment Fine Scientific Instruments forceps medical #5, vessel scissors 8 cm, microclip 4 mm jaw

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Cahill, J., Zhang, J. H. Subarachnoid hemorrhage: is it time for a new direction. Stroke. 40, 86-87 (2009).
  2. van Gijn, J., Kerr, R. S., Rinkel, G. J. Subarachnoid haemorrhage. Lancet. 369, 306-318 (2007).
  3. Lin, C. L., et al. A murine model of subarachnoid hemorrhage-induced cerebral vasospasm. J. Neurosci. Methods. 123, 89-97 (2003).
  4. Altay, T., et al. A novel method for subarachnoid hemorrhage to induce vasospasm in mice. J. Neurosci. Methods. 183, 136-140 (2009).
  5. Feiler, S., Friedrich, B., Scholler, K., Thal, S. C., Plesnila, N. Standardized induction of subarachnoid hemorrhage in mice by intracranial pressure monitoring. J. Neurosci. Methods. 190, 164-170 (2010).
  6. Bederson, J. B., Germano, I. M., Guarino, L. Cortical blood flow and cerebral perfusion pressure in a new noncraniotomy model of subarachnoid hemorrhage in the rat. Stroke. 26, 1086-1091 (1995).
  7. Veelken, J. A., Laing, R. J., Jakubowski, J. The Sheffield model of subarachnoid hemorrhage in rats. Stroke. 26, 1279-1283 (1995).
  8. Kamii, H., et al. Amelioration of vasospasm after subarachnoid hemorrhage in transgenic mice overexpressing CuZn-superoxide dismutase. Stroke. 30, 867-871 (1999).
  9. Parra, A., et al. Mouse model of subarachnoid hemorrhage associated cerebral vasospasm: methodological analysis. Neurol. Res. 24, 510-516 (2002).
  10. Broderick, J. P., Brott, T. G., Duldner, J. E., Tomsick, T., Leach, A. Initial and recurrent bleeding are the major causes of death following subarachnoid hemorrhage. Stroke. 25, 1342-1347 (1994).
  11. Thal, S. C., Plesnila, N. Non-invasive intraoperative monitoring of blood pressure and arterial pCO2 during surgical anesthesia in mice. J. Neurosci. Methods. 159, 261-267 (2007).
  12. Hockel, K., Trabold, R., Scholler, K., Torok, E., Plesnila, N. Impact of anesthesia on pathophysiology and mortality following subarachnoid hemorrhage in rats. Exp. Transl. Stroke Med. 4, 5 (2012).
  13. Wang, Z., Schuler, B., Vogel, O., Arras, M., Vogel, J. What is the optimal anesthetic protocol for measurements of cerebral autoregulation in spontaneously breathing mice? Exp. Brain Res. 207, 249-258 (2010).
  14. Schwartz, A. Y., Masago, A., Sehba, F. A., Bederson, J. B. Experimental models of subarachnoid hemorrhage in the rat: a refinement of the endovascular filament model. J. Neurosci. Methods. 96, 161-167 (2000).
  15. Feiler, S., Plesnila, N., Thal, S. C., Zausinger, S., Scholler, K. Contribution of matrix metalloproteinase-9 to cerebral edema and functional outcome following experimental subarachnoid hemorrhage. Cerebrovasc. Dis. 32, 289-295 (2011).

Comments

1 Comment

  1. Dear Dr.Schüller, I am a researcher focused in the field of neurovascular disease. I am planning to get a standardized murine SAH model for the test of some neural protective reagents. Can you kindly share this video to me. Please consider my request. THX.

    Reply
    Posted by: D K.
    February 23, 2014 - 10:04 AM

Post a Question / Comment / Request

You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

Usage Statistics