تقييم الكالسيوم سباركس السليمة في ألياف العضلات الهيكلية

1Department of Surgery, Davis Heart and Lung Research Institute, The Ohio State University Wexner Medical Center, 2Department of Physiology and Cell Biology, Davis Heart and Lung Research Institute, The Ohio State University Wexner Medical Center, 3Department of Molecular Biophysics and Physiology, Rush University Medical Center, 4Department of Internal Medicine, Davis Heart and Lung Research Institute, The Ohio State University Wexner Medical Center
Biology

Your institution must subscribe to JoVE's Biology section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

Welcome!

Enter your email below to get your free 10 minute trial to JoVE!





We use/store this info to ensure you have proper access and that your account is secure. We may use this info to send you notifications about your account, your institutional access, and/or other related products. To learn more about our GDPR policies click here.

If you want more info regarding data storage, please contact gdpr@jove.com.

 

Summary

الموصوفة هنا هو طريقة لقياس مباشرة الشرر الكالسيوم والوحدات الأولية للكا 2 + الإفراج عن شبكية الهيولى العضلية في ألياف العضلات الهيكلية سليمة. يستخدم هذا الأسلوب الاسموزي-بوساطة التوتر اثار من كا 2 + الإفراج عن مستقبلات ryanodine في ألياف العضلات المعزولة. ديناميات وقدرات التماثل الساكن داخل الخلايا كا 2 + إشارات يمكن استخدامها لتقييم وظيفة عضلة في الصحة والمرض.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Park, K. H., Weisleder, N., Zhou, J., Gumpper, K., Zhou, X., Duann, P., Ma, J., Lin, P. H. Assessment of Calcium Sparks in Intact Skeletal Muscle Fibers. J. Vis. Exp. (84), e50898, doi:10.3791/50898 (2014).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

الحفاظ على التماثل الساكن كا 2 + إشارات عملية الفسيولوجية الأساسية في الخلايا الحية. كا 2 + الشرر هي الوحدات الأساسية للكا 2 + في اشارة ألياف العضلات المخططة التي تظهر المترجمة للغاية كما كا 2 + الأحداث الإفراج بوساطة مستقبلات ryanodine (RYR) كا 2 + الافراج عن القنوات على شبكية الهيولى العضلية (SR) الغشاء. يمكن أن التقييم السليم للعضلة كا 2 + الشرر تقديم معلومات عن خصائص الخلايا كا 2 + التعامل مع العضلات المخططة السليمة والمريضة. على الرغم من أن كا 2 + الشرر وينظر عادة في الأحداث العضلية يستريح، ونادرا ما لوحظ أنهم في يستريح ألياف العضلات والهيكل العظمي، وبالتالي هناك حاجة لطرق لتوليد وتحليل الشرر في ألياف العضلات والهيكل العظمي.

مفصلة هنا هو بروتوكول التجريبية لقياس كا 2 + الشرر في المثنية معزولة digitorm القصيرة (FDB) ألياف العضلات باستخدام وluorescent كا 2 + المؤشرات والمسح الضوئي ليزر متحد البؤر المجهري. في هذا النهج، ويتعرض الألياف FDB معزولة للإجهاد hypoosmotic عابرة تليها العودة إلى الحل الفسيولوجية متساوي التوتر. في ظل هذه الظروف، قوية كا 2 + الشرر يتم الكشف عن استجابة المجاورة للغشاء sarcolemmal في الشباب الأصحاء ألياف العضلات FDB. تغيير كا 2 + الشرر يتم الكشف عن استجابة في التصنع أو الذين تتراوح أعمارهم بين ألياف العضلات والهيكل العظمي. وقد أثبت هذا النهج مؤخرا أن بعلامات غشاء إشارات تنطوي على عبر الحديث بين اينوزيتول (1،4،5) ثلاثي الفوسفات مستقبلات (IP 3 R) وRYR يساهم في كا 2 + تفعيل شرارة في العضلات والهيكل العظمي. باختصار، لدينا دراسات باستخدام الضغط الاسموزي يسببها كا 2 + الشرر أظهرت أن هذا الرد يعكس داخل الخلايا العضلية مما يشير آلية في علم وظائف الأعضاء والشيخوخة / الحالات المرضية، بما في ذلك نماذج الماوس من ضمور العضلات (MDX الفئران) أو التصلب الوحشي الضموري (ALS نموذج).

Introduction

الخلايا الحرة كا 2 + ([كا 2 +] ط) هو رسول الثانوية تنوعا والمهم الذي ينظم الوظائف الخلوية متعددة في الخلايا منفعل مثل الخلايا العصبية، القلب، والهيكل العظمي والعضلات الملساء (للمراجعة انظر Stutzmann وماتسون 1). ينظم كا 2 + تعبئة وعبر الحديث بين شبكية الهيولى العضلية (SR) وتي أنبوب صغير (تي تي) هي الأغشية المنظمين الأساسية للعلم وظائف الأعضاء العضلات. علاوة على ذلك، قد أظهرت تغيرات في كا 2 + إشارات ليكون الآلية الكامنة وراء ضعف مقلص في أمراض العضلات المختلفة.

يتم ترجمة كا 2 + الشرر الأحداث كا 2 + الإفراج الابتدائية مصدرها افتتاح مستقبلات ryanodine (RYR) على قناة شبكية الهيولى العضلية (SR) غشاء 2. في عضلة القلب، تحدث الشرر عفويا من خلال افتتاح قناة RyR2 من قبل كا 2 يسببها + كا 2 + RELEبورصة عمان (CICR) آلية 3-5. في الهيكل العظمي والعضلات، ويتم التحكم بدقة RyR1 من قبل أجهزة الاستشعار الجهد في الغشاء 6،7 ترينيداد وتوباغو. وبالتالي يتم منعها كا 2 + الشرر ونادرا ما اكتشفت في ظروف يستريح في ألياف العضلات الهيكلية سليمة. حتى وقت قريب، الغشاء sarcolemmal اللازمة لأن تتعطل من قبل مختلف الطرق الكيميائية أو الميكانيكية "السلخ" إلى فك الارتباط بين قمع استشعار الجهد على RyR1 وسمح لكا 2 + شرارة الأحداث إلى أن يتم الكشف في العضلات والهيكل العظمي 8،9. أسلوب واحد هو موضح سابقا permeabilization المطلوبة للغشاء من الألياف العضلية قبل سابونين المنظفات 10.

في عام 2003، اكتشفنا أن الإجهاد إما hypoosmotic عابرة أو إجهاد مفرط التناضح يمكن أن تحفز الطرفية كا 2 + الشرر المجاورة للغشاء sarcolemmal في ألياف العضلات سليمة 11. ومنذ ذلك الحين تم تعديل هذا الأسلوب لدراسة الآلية الجزيئية والتحوير من كا 2 + و12-16. نحن هنا الخطوط العريضة لتفاصيل المنهج التجريبي لدينا لتحريض وكشف وتحليل كا 2 + الشرر في الهيكل العظمي والعضلات سليمة. كما نقدم برنامج تحليلنا مبنية خصيصا الشرارة التي يمكن أن تستخدم لتحديد خصائص عنصر الفردية كا 2 + الشرر في العضلات والهيكل العظمي، مثل التردد والسعة شرارة (Δ F/F0، مما يعكس احتمال فتح قنوات RYR و كا 2 + الحمل داخل SR)؛ الوقت إلى الذروة (زمن الصعود) ومدة (FDHM، والمدة كاملة في نصف السعة القصوى) من الشرر، فضلا عن التوزيع المكاني للكا 2 + الشرر. بالإضافة إلى ذلك، فإننا نقدم أدلة على أن الروابط تتغير كا 2 + الشرر إلى مختلف الدول الفيزيولوجية المرضية في العضلات والهيكل العظمي، مثل ضمور العضلات والتصلب الوحشي الضموري.

وميزة هذا الأسلوب الذي ينطوي على القدرة على قياس كا 2 + في undam نسبياخلايا العمر، بدلا من تجريد الألياف العضلية، مما يتيح تسجيل كا 2 + الشرر في ظروف أقرب إلى الفسيولوجية. بالإضافة إلى ذلك، يوفر البرنامج مصمم خصيصا لدينا حسابات أكثر دقة من خصائص الشرارة فيما يتعلق ألياف العضلات.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. إنشاء التناضحي من الإجهاد نظام الإرواء

الرقم 1 هو بروتوكول التخطيطي من الكالسيوم الشرر التقييم في ألياف العضلات الهيكلية سليمة.

  1. انشاء ثلاثة محاور (س ع ص) مياداة مجهرية قادرة على تحديد المواقع غيض مخرج نظام الارواء التي تحتوي على ما لا يقل عن اثنين من القنوات. وهذا يمكن أن يتم مع المتاح ليور-حقنة برميل مع إرفاق ثلاث - طريقة ليور - محبس لوك لتشغيل و / أو إيقاف تدفق حلول الارواء. وينبغي أن تكون هذه القنوات نضح القادرة على إيصال> 1 مل / دقيقة من الحل من خلال نضح طرف واحد مع> 0.2 مم.
  2. تحميل قناتين للنظام الارواء، واحدة مع متساوي التوتر تايرود الحل والآخر مع منخفض التوتر تايرود الحل.

2. ألياف إعداد سليمة واحدة المثنية القصيرة للأصابع (FDB) من العضلات ماوس

  1. إزالة القدم من الفأر الاتحاد الأوروبيthanized التالية المبادئ التوجيهية المعاهد الوطنية للصحة وIACUC باستخدام زوج من مقص تشريح الثقيلة من خلال قطع الساق فوق مفصل الكاحل.
  2. دبوس القدم على غرفة تشريح مليئة الحد الأدنى كا 2 + تايرود الحل مع السطح الأخمصي مواجهة.
  3. تشريح FDB بقطع في وتر وسحب ما يصل على وتر لفصل العضلات من الأنسجة المحيطة بها بلطف.
  4. الانتهاء من تشريح بقطع في وتر البعيدة حيث لها فروع في الأرقام الفردية في الطبقات العميقة من العضلات.
  5. نقل العضلات FDB عن طريق التقاط بالملقط عبر الأوتار لتفادي أضرار إضافية إلى الألياف العضلية ووضع في أنبوب مع قسامة من إذابة كولاجيناز الهضم الحل prewarmed إلى 37 درجة مئوية.
  6. احتضان الأنبوب الذي يحتوي FDB تستقيم على شاكر المداري في 37 درجة مئوية لمدة 60-90 دقيقة مع سرعة 160 دورة في الدقيقة. يحتاج هذا البروتوكول تفارق حزم العضلات لفحصها معمليا لسلالات مختلفة من الحيوانات، خصوصا بالنسبة لأولئك مرض / الألياف متحولة عرضة للضرر الغشاء.
  7. نقل FDB هضمها في أنبوب مع 700 ميكرولتر من محلول متساوي التوتر تايرود ويسحن بلطف للافراج عن الألياف عن طريق رسم العضلات عدة مرات خلال سلسلة من 200 مل micropipette نصائح لتقليل قطرها تدريجيا عبر القطع مع شفرة حلاقة نظيفة لإزالة نصائح 200 مل micropipette. لتجنب إتلاف الألياف في عضلات ضعيفة لا سيما من المرض، تأكد من غيض هو مجرد كبيرة بما يكفي للسماح للحزمة الألياف بالمرور دون الالتصاق. لا قوة حزمة صغيرة جدا من خلال فتحة.
  8. لوحة من الألياف FDB من خلال استغلال بلطف وإعادة التعليق الألياف FDB في الأنبوب ومن ثم استخلاص 70 مل (1/10 من مجموع الألياف) مع خفض 200 مل micropipette في وسط دلتا 35 مم TPG طبق يحتوي على 1 مل من متساوي التوتر تايرود الحل للحد من الانتشار في جميع أنحاء الطبق.
  9. تحديد عدد من الألياف واحدة سليمة في دإيش باستخدام مجهر تشريح. إضافة مأخوذة إضافية من الألياف FDB الحصول 3-4 ألياف سليمة على الطبق.
  10. تخزين ألياف إضافية العضلات المعزولة في 4 درجات مئوية وتستخدم في غضون 6 ساعة.

3. FLUO-04:00 صبغ التحميل وكا 2 + التصوير (سباركس القياس)

  1. نقل 500 مل من محلول متساوي التوتر تايرود من الطبق مع الألياف FDB في أنبوب مطلي مع 10 مل فلوو-4:00 الاسهم (1 ملم)، وخلط وإضافة إلى الطبق إلى النهائي فلوو-04:00 تركيز 10 ملي. بدلا من ذلك، يمكن استخدام حمض بلورونيك لزيادة كفاءة التحميل الصبغة.
  2. تحميل لمدة 60 دقيقة في درجة حرارة الغرفة في الظلام.
  3. غسل الألياف عن طريق رسم بعناية 500 مل من فلوو-4-AM تحتوي متساوي التوتر تايرود الحل من الطبق مع 200 مل من البلاستيك المصقول، غيض micropipette واستبدالها مع حجم مساو من جديد متساوي التوتر تايرود الحل.
  4. كرر هذه العملية 3 مرات أكثر.
  5. لتصور وظيفة الميتوكوندريا، ونقل 500 مل من Isotoشركة الاستثمارات الوطنية تايرود الحل من الطبق مع الألياف FDB في أنبوب مع 5 مل TMRE الأسهم (1 ملم)، وخلط، وإضافة إلى طبق لتركيز النهائي من 50 نانومتر.
  6. يحضن في درجة حرارة الغرفة لمدة 10 دقيقة.
  7. غسل الألياف عن طريق رسم بعناية 500 مل من TMRE المحتوية على متساوي التوتر تايرود الحل من الطبق مع تقطيعه 200 مل من البلاستيك micropipette غيض واستبدالها مع حجم مساو من جديد متساوي التوتر تايرود الحل.
  8. كرر هذه العملية 3 مرات أكثر.
  9. نقل الطبق إلى مجهر متحد البؤر وتحديد الألياف سليمة مع التصدعات واضحة وغشاء sarcolemmal السلس للتجريب.
  10. ضع غيض من نظام نضح 400-500 ميكرون بعيدا عن الألياف العضلية المستهدفة وقبالة مركز التحكم باستخدام مياداة مجهرية.
  11. بدء تدفق تايرود الحل متساوي التوتر لضمان يبقى الألياف FDB في المكان.
  12. تسجيل إشارة مضان من فلوو-4:00 مع الهدف الغمر النفط 40X وتثير فلوو-4:00 معليزر الأرجون (الإثارة الطول الموجي 488 نانومتر) وانبعاث إشارات قياسية (الطول الموجي 510-580 نانومتر). شدة إشارة الفلورسنت يتناسب مع المستوى النسبي للتركيز الكالسيوم داخل الخلايا 2 + ([كا 2 +] ط).
  13. حمل كا 2 + العابرين عن طريق تغيير الضغط الاسموزي من الحل خارج الخلية من أجل إنتاج التوتر الاسموزي على الألياف. في البداية يروي الألياف مع متساوي التوتر تايرود الحل (290 الميلي أسمول) (جمع الأساس لمدة 60 ثانية) ثم مع منخفض التوتر تايرود الحل (170 الميلي أسمول) لمدة 100 ثانية للحث على تورم. يروي الألياف FDB مرة أخرى مع حل متساوي التوتر تايرود. عموما، يتم تطبيق صدمة التناضحي واحد فقط إلى الألياف سليمة واحدة في واحدة دلتا TPG طبق والأحداث شرارة الماضي 10 دقيقة للحصول على البيانات.
  14. سجل توطين المكاني للكا 2 + الشرر (الشكل 2) باستخدام السلاسل الزمنية من س ص الصور ثنائية الأبعاد مع سرعة المسح الضوئي من 166 لبس] (خط في الثانية الواحدة، وعصامخط الفصل تتألف من 512 بكسل مما أدى إلى 3.08 ثانية / الإطار) لكل حالة متساوي التوتر (1 دقيقة)، والإجهاد ناقص التوتر (100 ثانية) وإجهاد ما بعد ناقص التوتر (5 دقائق). متجر إشارات للتحليل غير متصل لتقييم التوزيع وتواتر كا 2 + الشرر بعد الانتهاء من التجربة.
  15. العثور على الألياف الجديدة على طبق جديد واتبع نفس البروتوكول صدمة التناضحي للحث كا 2 + العابرين. استخدام فحص خط متحد البؤر (XT) واسطة (512 بكسل في الطول، ومعدل العينة من 2 ميللي ثانية / خط مسح لتسجيل كا 2 + العابرين لدقيقة واحدة (أي 30،000 خطوط) مع خط مسح متحد البؤر وضعها مباشرة تحت الغشاء sarcolemmal (الشكل 3 ). تغيير خط مسح لطائرات التنسيق المختلفة لتسجيل ثلاث مجموعات متسلسلة (على فترات 1 دقيقة) من linescans لتحليل حجم وحركية فردية كا 2 + الشرر.

4. تحليل البيانات

  1. جمع عدد كبير منخط XT مسح آثار لتقييم التشكل وحركية فردية كا 2 + الشرر المعلمات، أي السعة (F / F حيث F 0 هو يستريح كا 2 + مضان)، وارتفاع الوقت، والوقت إلى الذروة ومدتها (FDHM ومدة كاملة بنصف الحجم)، والعرض المكانية (FWHM، العرض الكامل بنصف حجم) من الشرر المسجلة. وتمثل هذه المعايير خصائص النابضة الأساسية للRYR كا 2 + قنوات مثل كا 2 + تدفق (السعة)، وحركية النابضة من RYRs (مدة).
  2. تحليل بيانات الصور الرقمية مع، خوارزمية شبه التلقائي المطورة المخصصة التي تم إنشاؤها باستخدام لغة معالجة الصور IDL (التفاعلية اللغة البيانات)، كما هو موضح سابقا 11،16. لأن حركية فريدة من كا 2 + اطلاق سراح في قضية كا 2 + الشرر الناجم في الألياف FDB عن الإجهاد ناضح، فمن الأفضل أن تجمع بين ميزات اليدوي والآلي من كا 2 + شرارة الأحداثتحديد ومعالجة هذه البرامج مع تحليل صورة مخصصة والبناء 11. هذه الخوارزمية مفيد جدا عندما يكون ضروريا لتحديد العائد على الاستثمار (منطقة الفائدة) يدويا في بعض النماذج مرض في العضلات. مرة واحدة يتم تعريف العائد على الاستثمار، يمكن أن خوارزمية اشتقاق المعلمات شرارة المذكورة أعلاه والتي يمكن بعد ذلك تصديرها إلى ملف Excel تلقائيا. بدلا من ذلك، تتوفر برامج معالجة الصورة العامة، على سبيل المثال SparkMaster في ImageJ، يمكن أن تستخدم لتحديد الخصائص الحركية للكا 2 + الشرر وتوزيعها المكاني في الهيكل العظمي والعضلات 17.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

وأظهرت دراسات سابقة أن الإجهاد الناجم عن hypoosmotic عابرة هامشية كا 2 + شرارات مجاورة لغشاء sarcolemmal في ألياف العضلات سليمة يظهر 11. الشكل 1 الصور من ألياف عضلة واحدة سليمة مع سلس غشاء sarcolemmal والتصدعات واضحة مميزة. يبين الشكل 2 نموذجي كا 2 + وقد حثت الشرر (كصور س ص) بواسطة عابرة (100 ثانية) المعاملة بمحلول hypoosmotic أن تتضخم ألياف العضلات FDB من ​​الشباب والفئران السليمة. مع تقلص الألياف العضلية إلى حجم الأصلي، وسوف قوية كا 2 + استجابة شرارة أن تكون مباشرة تحت غمد الليف العضلي من الألياف العضلية. وتستخدم هذه الصور لحساب الترددات س ص شرارة ورسم الشخصى تسوس لهذه الاستجابة. الشكل 3 يبين بالاشعة خط نموذجي (XT) ولدت مع هذا النمط من التحليل شرارة. يقع خط متحد البؤر المسح الضوئي مباشرة تحت لغشاء sarcolemmal (الشكل 3A). يتم التقاط سلسلة من الأحداث الوقت شرارة ورويس المحدد (منطقة الفائدة) يمكن تحديدها مع دينا نموا العرف، وشبه التلقائي "سبارك صالح" برنامج (الشكل 3B). ويبين الشكل 3C شرارة تحليل صالح نموذجية من السعة و حركية نظرا كا 2 + شرارة. يتم حساب كثافة الكالسيوم 2 + شرارة كما تغير اتساع فلوو-4:00 إشارات (Δ F / F حيث F هي قمة فلوو-4 كثافة وF 0 هو يستريح كثافة فلوو-4 قبل الشرارة الناشئة). ويمثل مدة الشرارة التي كتبها FDHM (كامل مدة نصف الحجم) والوقت الارتفاع فضلا عن الوقت ويمكن أيضا أن تحسب إلى الذروة. نموذجي 3D (ثلاثية الأبعاد) تمثيل يمكن أن تكون مصنوعة من رويس المحدد لاظهار كا 2 + تغيير كثافة (الشكل 3D). الشكل 4 يوضح صور كا 2 + شرارةlinescans من ألياف العضلات والهيكل العظمي في إطار مختلف الدول الفسيولوجية والمرضية في جسم المريض. خط مسح (XT) سلسلة من كا 2 + الشرر المستمدة من صحية، والشباب (3 أشهر) النوع البري العضلات (الشكل 4A)، والذين تتراوح أعمارهم بين (22 شهرا) في العضلات (الشكل 4B). لاحظ انخفاض إشارة إلى أن يحدث في الألياف العضلية العمر. عرض الشباب ألياف العضلات MDX قوية كا 2 + الشرر (الشكل 4C). يبين الشكل 5 كا 2 + الشرر (صور س ص) من الباسطة للأصابع الطويلة (EDL) ألياف العضلات من النوع البري (الشكل 5A) والتصلب الوحشي الضموري (ALS) المرض، وهو مرض العصبون الحركي مع ضمور العضلات مميزة وتلف الميتوكوندريا (الشكل 5B). لشدة كا 2 + هي المعرض من قبل فلوو-4 إشارات (الأخضر، لوحات اليسار) والميتوكوندريا وترد الدول التنفسي بواسطة إشارات TMRE (أحمر، لوحات اليمين). نلاحظ أن رانه تلف الميتوكوندريا (فقدان إشارة TMRE) تؤوي قوية كا 2 + الشرر.

الشكل 1
الشكل 1. بروتوكول التخطيطي من الكالسيوم الشرر التقييم في ألياف العضلات الهيكلية سليمة. بروتوكول تخطيطي من الكالسيوم الشرر التقييم في ألياف العضلات الهيكلية سليمة. وهذا يدل على الإجراء خطوة حكيمة للحصول على حالها ألياف العضلات FDB لتحليل وانشاء نظام نضح للحث على الضغط الاسموزي على الألياف. اضغط هنا لمشاهدة صورة بشكل اكبر .

الرقم 2 الشكل 2. ممثل كا 2 + الشرر (صور XY) حلقات ألياف العضلات والهيكل العظمي FDB. يظهر أثر منتصف الجدول الزمني والصور المقابلة س ص (لوحات أعلى) إلى تغير الضغط الاسموزي متتابعة في البروتوكولات. أعلى اللوحة اليسرى - الألياف تعامل مع حل متساوي التوتر تايرود؛ عاد الألياف إلى العلاج بمحلول متساوي التوتر تايرود -؛ - وأعلى اللوحة اليمنى أعلى لوحة منتصف الألياف تعامل مع حل منخفض التوتر تايرود. ويظهر رسم بياني ممثل الحلقات شرارة لوحظ مع التصوير س ص في القاع. اضغط هنا لمشاهدة صورة بشكل اكبر .

الرقم 3
الرقم 3. ممثل كا 2 + سبا RKS (خط بمسح الصور XT) وتحليل سبارك صالح يتم وضع (A) مسح خط متحد البؤر (خط متقطع أحمر) الحق تحت الغشاء sarcolemmal من الألياف العضلية؛ (B) الضغط التناضحي أثار منفصلة كا يتم عرض 2 + الشرر كخط المسح الضوئي (XT) واسطة. (C) تحليل سبارك سبارك مع خوارزمية صالح للتدليل على كا 2 + كثافة (Δ F / F 0) الذي يتناسب مع الكالسيوم ريال 2 + الافراج عن تدفق، وحركية (المدة، ممثلة على النحو FDHM). (D) مؤامرة ثلاثية الأبعاد من فلوو-4 خط مسح الصورة تبين الشرر، أثار التوتر الاسموزي في وضع المكانية والزمانية وشدة بهم. اضغط هنا لمشاهدة صورة بشكل اكبر .

/ ftp_upload/50898/50898fig4.jpg "العرض =" 600px ل"/>
الشكل 4. ممثل الدول كا 2 + الشرر في العضلات الفسيولوجية والمرضية في جسم المريض في الاستجابة للإجهاد ناضح (A) بمسح الخط (صور XT) من كا 2 + الشرر المستمدة من الشباب (3 أشهر) ألياف العضلات FDB صحية؛ (ب) الشرر من الذين تتراوح أعمارهم بين ( 22 أشهر) FDB الألياف العضلية و (C) الشرر من الشباب (3 أشهر) التصنع MDX الماوس FDB العضلات. اضغط هنا لمشاهدة صورة بشكل اكبر .

الرقم 5
الرقم 5. ممثل كا 2 + الشرر (صور XY) من العضلات FDB ردا على الإجهاد الاسموزي. (A 2 + الشرر (صور XY) من النوع البري العضلات FDB و (ب) كا 2 + الشرر من العضلات ALS. ألياف العضلات FDB وصفت في وقت واحد مع فلوو-4 AM (كا 2 +، وإشارات خضراء، لوحات اليسار) وTMRE (الميتوكوندريا، وإشارات حمراء على لوحات اليمين). تظهر الصور العابرين قبل وبعد تغييرات الضغط الاسموزي. اضغط هنا لمشاهدة صورة بشكل اكبر .

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

هذه الطريقة في تقييم كا 2 + الشرر في الهيكل العظمي والعضلات سليمة هو أداة مفيدة لعلم وظائف الأعضاء والعضلات بحوث الأمراض. أظهرنا أن الاستجابة كا 2 + شرارة تم تغيير في ظروف مختلفة، بما في ذلك ضمور العضلات 11، والشيخوخة، 18، 19، وكذلك في التصلب الجانبي الضموري 20. كشفت دراسة حديثة لدينا أيضا اقتران وظيفية بين الملكية الفكرية و3 مستقبلات RYR يمثل عنصرا حاسما يسهم في تفعيل كا 2 + الشرر في ألياف العضلات الهيكلية 21. أيضا تكييفها عدة مجموعات بحثية أخرى هذه التقنية لاستكشاف الأنشطة الفنية وفعالية استراتيجيات الإنقاذ الجينات من عضلات التصنع 12، وربط كا 2 + شرارة يشير إلى الإجهاد الأكسدة تتغير في بعض الحالات المرضية 13،22. حقيقة أن تشوه الغشاء بسبب الإجهاد الاسموزي للتخفيف من قمع DHPR على RYR CORREالمرحومين جيد مع الدور الأساسي للتفاعل المادية (اقتران) من DHPR-RYR في تحوير كا 2 + الشرر في التفريق العضلات والهيكل العظمي 23، وبالتالي هذه النتائج مزيد من توريط كا 2 + الشرر الأحداث الفسيولوجية الأهمية. سوف مزيد من التوسع في تطبيق هذه التقنية لبعض وكلاء الفسيولوجية أو مثبطات لتعديل كا 2 + الشرر تقديم معلومات الثاقبة على كا 2 + في اشارة الخلايا 24.

الخطوة الأكثر أهمية من فحص لدينا هو عزل وتحديد ألياف العضلات سليمة تحت المجهر قبل كا 2 + صبغ التحميل. خطوة حاسمة في هذا البروتوكول هو الوقت كولاجيناز الهضم ودرجة الحرارة وتغير هذه الظروف من المحتمل أن تجعل الضرر غشاء الخلية خلال الألياف العزلة. يجب إرفاق الألياف بقوة إلى أسفل دلتا الأطباق TPG وعرض التشكل سليمة مع سمة على التوالي، وقضيب مثل المظهر، وحجم 70-100 _6، م (طول) و8-18 ميكرون (عبر القطر)، ونمط العتابي موحدة وغشاء sarcolemmal السلس إلى أن تكون مفيدة لقياس كا 2 + الشرر. تحسنا على القيود السابقة لجمع البيانات وأخذ القياسات في عدة طائرات التنسيق داخل كل الألياف لالتقاط قراءات الأكثر دقة ممكنة من الشرر + كا 2. على الرغم من أننا استخدام "صالح سبارك" خوارزمية المستمدة من العرف لتحليل الترددات شرارة، وديناميات وخصائص، متاحة للعموم لتحليل الخصائص المعلمات شرارة مثل "SparkMaster" في ImageJ 17 برامج مماثلة. تعديلات طفيفة على هذه الطريقة قد تسمح التصور أفضل من كا 2 + الشرر في أنواع الأنسجة الأخرى التي تستجيب لالاسموزي من الإجهاد بوساطة تحريك كا 2 + الإفراج عن مستقبلات ryanodine.

تصور كا 2 + إشارات المحلية والعالمية في ألياف العضلات والهيكل العظمي الكبار هو أداة مفيدة جدا للفسيولوجيا العضلات ص والبحوث القلب والأوعية الدموية. التوسع في هذه الطريقة للكشف عن كا 2 + الشرر في العضلات والهيكل العظمي معا مع نماذج حيوانية مختلفة من بحوث الأمراض البشرية وتنفيذ نهج البيولوجيا الجزيئية قوية (على سبيل المثال من overexpression الجينات أو إسكات الجينات) يجب أن ينتج معلومات واسعة بشأن تنظيم كا 2 + يشير في صحة الإنسان والأمراض.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

أعلن عن أي تضارب في المصالح.

Acknowledgements

وأيد هذا العمل من قبل RO1-AG028614 إلى JM، RO1-AR063084to NLW، وRO1-AR057404 إلى JZ.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Dissecting microscope Dissect out fibers and check muscle integrity
Dissection tools -scissors and fine tip forceps Fine Science Tools
Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit DOW CORNING 184 SIL ELAST KIT Make ahead of time for fiber dissection. Mix 5 ml liquid Sylgard components and pour into a 60 mm glass Petri dish and waiting 48 hr to let the Sylgard compound become a clear, colorless solid substrate. 
60 mm glass Petri dish  Pyrex 3160 Fiber dissection
Isotonic Tyrode Solution  Sigma-Aldrich
Minimal Ca2+ Tyrode Solution Sigma-Aldrich
Hypotonic Tyrode Solution  Sigma-Aldrich
Collagenase type I  Sigma-Aldrich C-5138 Fiber digestion 
Fluo-4 AM  Invitrogen F14201 Fluorescent Ca2+ imaging dyes 
TMRE Invitrogen T669 mitochondrial membrane potential fluorescent dyes
Delta TPG dishes  Bioptechs 0420041500C 35 mm glass bottom dish for imaging
Spark Fit software data analysis software
Radiance 2100 laser scanning confocal microscope or equivalent microscope Bio-Rad
3 Axis Micromanipulator Narishige International MHW-3
Temperature controllable orbital shaker New Brunswick scientific Fiber dissociation

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Stutzmann, G. E., Mattson, M. P. Endoplasmic reticulum Ca2+ handling in excitable cells in health and disease. Pharmacol. Rev. 63, (3), 700-727 (2011).
  2. Cheng, H., Lederer, W. J. Calcium sparks. Physiol. Rev. 88, (4), 1491-1545 (2008).
  3. Brochet, D. X., et al. Elementary calcium release events from the sarcoplasmic reticulum in the heart. Adv. Exp. Med. Biol. 740, 499-509 (2012).
  4. Brochet, D. X., et al. Quarky calcium release in the heart. Circ. Res. 108, (2), 210-218 (2011).
  5. Guatimosim, S., Guatimosim, C., Song, L. S. Imaging calcium sparks in cardiac myocytes. Methods Mol. Biol. 689, 205-214 (2011).
  6. Dulhunty, A. F. Excitation-contraction coupling from the 1950s into the new millennium. Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. 33, (9), 763-772 (2006).
  7. Dulhunty, A. F., Casarotto, M. G., Beard, N. A. The ryanodine receptor: a pivotal Ca2+ regulatory protein and potential therapeutic drug target. Curr. Drug Targets. 12, (5), 709-723 (2011).
  8. Kirsch, W. G., Uttenweiler, D., Fink, R. H. Spark- and ember-like elementary Ca2+ release events in skinned fibres of adult mammalian skeletal muscle. J. Physiol. 537, 379-389 (2001).
  9. Zhou, J., et al. A probable role of dihydropyridine receptors in repression of Ca2+ sparks demonstrated in cultured mammalian muscle. Am. J. Physiol. Cell. Physiol. 290, (2), 539-553 (2006).
  10. Zhou, J., et al. Ca2+ sparks and embers of mammalian muscle. Properties of the sources. J. Gen. Physiol. 122, (1), 95-114 (2003).
  11. Wang, X., et al. Uncontrolled calcium sparks act as a dystrophic signal for mammalian skeletal muscle. Nat. Cell. Biol. 7, (5), 525-530 (2005).
  12. Teichmann, M. D., et al. Inhibitory control over Ca2+ sparks via mechanosensitive channels is disrupted in dystrophin deficient muscle but restored by mini-dystrophin expression. PLoS One. 3, (11), e3644 (2008).
  13. Shkryl, V. M., et al. Reciprocal amplification of ROS and Ca2+ signals in stressed mdx dystrophic skeletal muscle fibers. Pflugers. Arch. 458, (5), 915-928 (2009).
  14. Lovering, R. M., Michaelson, L., Ward, C. W., et al. Malformed mdx myofibers have normal cytoskeletal architecture yet altered EC coupling and stress-induced Ca2+ signaling. Am. J. Physiol. Cell. Physiol. 297, (3), 571-580 (2009).
  15. Weisleder, N., Ma, J. J. Ca2+ sparks as a plastic signal for skeletal muscle health, aging, and dystrophy. Acta. 27, (7), 791-798 (2006).
  16. Weisleder, N., Zhou, J., Ma, J. Detection of calcium sparks in intact and permeabilized skeletal muscle fibers. Methods Mol. Biol. 798, 395-410 (2012).
  17. Picht, E., et al. SparkMaster: automated calcium spark analysis with ImageJ. Am. J. Physiol. Cell. Physiol. 293, (3), 1073-1081 (2007).
  18. Weisleder, N., et al. Muscle aging is associated with compromised Ca2+ spark signaling and segregated intracellular Ca2+ release. J. Cell. Biol. 174, (5), 639-645 (2006).
  19. Weisleder, N., Ma, J. Altered Ca2+ sparks in aging skeletal and cardiac muscle. Ageing Res. Rev. 7, (3), 177-188 (2008).
  20. Yi, J., et al. Mitochondrial calcium uptake regulates rapid calcium transients in skeletal muscle during excitation-contraction (E-C) coupling. J. Biol. Chem. 286, (37), 32436-32443 (2011).
  21. Tjondrokoesoemo, A., et al. Type 1 inositol (1,4,5)-trisphosphate receptor activates ryanodine receptor 1 to mediate calcium spark signaling in adult Mammalian skeletal muscle. J. Biol. Chem. 288, 2103-2109 (2013).
  22. Martins, A. S., et al. Reactive oxygen species contribute to Ca2+ signals produced by osmotic stress in mouse skeletal muscle fibres. J. Physiol. 586, (1), 197-210 (2008).
  23. Apostol, S., et al. Local calcium signals induced by hyper-osmotic stress in mammalian skeletal muscle cells. J. Muscle Res. Cell Motil. 30, (3-4), 97-109 (2009).
  24. Jiang, Y. L., et al. Nicotinic acid adenine dinucleotide phosphate (NAADP) Activates Global and Heterogeneous Local Ca2+ Signals from NAADP- and Ryanodine Receptor-gated Ca2+ Stores in Pulmonary Arterial myocytes. J. Biol. Chem. 288, (15), 10381-10394 (2013).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics