Оценка кальция Sparks в малонарушенных скелетных мышечных волокон

1Department of Surgery, Davis Heart and Lung Research Institute, The Ohio State University Wexner Medical Center, 2Department of Physiology and Cell Biology, Davis Heart and Lung Research Institute, The Ohio State University Wexner Medical Center, 3Department of Molecular Biophysics and Physiology, Rush University Medical Center, 4Department of Internal Medicine, Davis Heart and Lung Research Institute, The Ohio State University Wexner Medical Center
Biology

Your institution must subscribe to JoVE's Biology section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

Welcome!

Enter your email below to get your free 10 minute trial to JoVE!





We use/store this info to ensure you have proper access and that your account is secure. We may use this info to send you notifications about your account, your institutional access, and/or other related products. To learn more about our GDPR policies click here.

If you want more info regarding data storage, please contact gdpr@jove.com.

 

Summary

Описанный здесь метод непосредственного измерения искры кальция, элементарные единицы Ca 2 + освобождение от саркоплазматического ретикулума в неповрежденных скелетных мышечных волокон. Этот метод использует осмотического стресса опосредованного срабатывания Ca 2 +-релизе рианодинового рецептора в изолированных мышечных волокон. Динамика и гомеостатический емкость внутриклеточного Ca 2 +-сигнализации могут быть использованы для оценки функции мышц в норме и при патологии.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Park, K. H., Weisleder, N., Zhou, J., Gumpper, K., Zhou, X., Duann, P., Ma, J., Lin, P. H. Assessment of Calcium Sparks in Intact Skeletal Muscle Fibers. J. Vis. Exp. (84), e50898, doi:10.3791/50898 (2014).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Поддержание гомеостаза Са 2 + сигналов является фундаментальным физиологический процесс в живых клетках. Ca 2 + искры являются элементарными единицами Са 2 +-сигнализации в поперечно-полосатой мышечных волокон, которые появляются, как сильно локализованы Ca 2 события + релиз, опосредованные рианодинового рецептора (RyR) Са 2 + освободить каналы на саркоплазматического ретикулума (СР) мембраны. Надлежащая оценка мышц Ca 2 + искры может предоставить информацию о внутриклеточных Са 2 + обработки свойств здоровых и больных поперечно-полосатых мышцах. Хотя Ca 2 + искры события часто наблюдается в состоянии покоя кардиомиоцитов, они редко наблюдается в состоянии покоя скелетных мышечных волокон, таким образом существует потребность в способах для получения и анализа искры в скелетных мышечных волокон.

Детальный здесь экспериментальный протокол для измерения Ca 2 + искры в изолированных сгибателей digitorm Brevis (FDB) мышечных волокон с помощью еluorescent Са 2 + indictors и лазерной сканирующей конфокальной микроскопии. При таком подходе, изолированные волокна FDB подвергаются переходного гипоосмотического стресса с последующим возвращением к изотонического физиологического раствора. В этих условиях надежной Ca 2 + искры ответ обнаружено, прилегающей к мембране сарколеммы у молодых здоровых мышечных волокон FDB. Измененные Са 2 + искры ответ обнаружены в дистрофических или в возрасте скелетных мышечных волокон. Такой подход в последнее время показали, что мембрана, разделенных сигналов с участием перекрестные помехи между инозит (1,4,5)-трифосфат рецептор (IP 3 R) и RyR способствует Ca 2 + активации искра в скелетных мышцах. Таким образом, наши исследования с использованием осмотического стресса индуцированных Ca 2 + искры показал, что это внутриклеточный ответ отражает мышцу механизм сигнализации в физиологии и старения Штаты / болезни, в том числе моделей мыши мышечной дистрофии (MDX мышей) или бокового амиотрофического склероза (БАС модели).

Introduction

Внутриклеточного свободного Са 2 + ([Ca 2 +] я) является универсальным и важным второстепенным вестников, который регулирует несколько клеточных функций в возбудимых клеток, таких как нейроны, сердца, скелетной и гладкой мускулатуры (см. обзор Stutzmann и Mattson 1). Регулируемый Ca 2 + мобилизации и перекрестные помехи между саркоплазматического ретикулума (СР) и Т-канальцев (TT) мембраны являются фундаментальными регуляторы мышечной физиологии. Кроме того, изменения в Ca 2 +-сигнализации уже было показано, что основной механизм сократительной дисфункции при различных заболеваниях мышц.

Ca 2 + искры локализованы элементарных событий Са 2 + релиз, происходящих из открытия рианодинового рецептора (RyR) канала на саркоплазматического ретикулума (СР) мембраны 2. В сердечной мышце, искры возникают спонтанно через отверстие канала RyR2 с помощью Ca 2 +-индуцированных Са 2 + RELEASE (CICR) механизм 3-5. В скелетных мышцах, RYR1 строго контролируется с помощью датчика напряжения на мембраны 6,7 TT. Таким образом Ca 2 + искры подавляются и редко обнаруживается в покоящихся условиях в неповрежденных скелетных мышечных волокон. До недавнего времени сарколемных мембрана необходима, чтобы быть нарушена различными химическими или механическими "Горное дело" методов расцепить подавление датчика напряжения на RYR1 и позволило Ca 2 + искра события, которые будут обнаружены в скелетных мышцах 8,9. Один способ, ранее описанный требуемого пермеабилизации мембраны мышечных волокон по сапонина моющего средства 10.

В 2003 году мы обнаружили, что либо переходный стресс гипоосмотического или гиперосмотический стресс может вызвать периферическую Ca 2 + искры рядом с сарколеммы мембраны интактных мышечных волокон 11. Этот метод был модифицирован так как изучить молекулярный механизм и модуляцию Ca 2 + 12-16. Здесь мы приводим детали нашего экспериментального подхода для индукции, обнаружения и анализа Ca 2 + искр в неповрежденной скелетных мышцах. Мы также представляем наш специально построенный программу анализа свечу, которую можно использовать для количественного определения элементного свойства отдельных Ca 2 + искр в скелетных мышцах, например свечи частоты и амплитуды (Δ F/F0, что отражает вероятность открытия каналов RyR и + нагрузка Са 2 внутри СР); время до пика (время нарастания) и продолжительность (FDHM, полный срок в полумаксимальной амплитуды) искр, а также пространственное распределение Са 2 + искр. Кроме того, мы представляем доказательства того, что ссылки изменен Ca 2 + искры к различным патофизиологических состояний в скелетных мышцах, таких как мышечная дистрофия и боковой амиотрофический склероз.

Преимущество этой техники включает в себя возможность измерения Са 2 + в относительно undamв возрасте клетки, вместо зачистки мышечные волокна, что позволяет записи Са 2 + искры в условиях ближе к физиологическим. Кроме того, наша специально разработанная программа обеспечивает более точные расчеты свойств искры в отношении мышечных волокон.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Настройка Осмотическое-стрессовой перфузии системы

Фиг.1 представляет собой схематический протокол кальция искры оценку в интактных скелетных мышечных волокон.

  1. Настройка трехосный (XYZ) микроманипулятор способный позиционирует наконечник выпускной системы перфузии, включающей не менее двух каналов. Это может быть сделано с одноразовой Luer-шприца с прикрепленными три - способ Luer - Лок краном для включения и / или выключения потока перфузии решений. Эти перфузии каналы должны быть способны доставлять> 1 мл / мин раствора через один наконечник перфузии с> 0,2 мм в диаметре.
  2. Загрузите два канала перфузии системы, один изотоническим Тироде решения, а другой гипотоническими Тироде Solution.

2. Подготовка Неповрежденный Одноместный сгибателя Brevis (FDB) мышечных волокон от Mouse

  1. Снимите ногу с мыши ЕСthanized следующие NIH и IACUC принципов, используя пару тяжелых ножниц рассекая по прорезая выше голеностопного сустава ноги.
  2. Прикрепите ногу на рассечение камере, заполненной с минимальным Ca 2 + Тироде решения с поверхностью подошвенной стороной вверх.
  3. Проанализируйте FDB за счет сокращения сухожилия и осторожно потянув на сухожилия, чтобы отделить мышцу от окружающей ткани.
  4. Закончить рассечение счет сокращения дистального сухожилия, где она разветвляется на отдельные цифры в глубокие слои мышц.
  5. Перенести мышцы FDB, поднимая щипцами через его сухожилия, чтобы избежать дополнительного повреждения мышечных волокон и поместить в трубку с талой аликвотой коллагеназой решения предварительно нагретой до 37 ° С.
  6. Инкубируйте пробирку, содержащую FDB вертикально на орбитальном шейкере при 37 ° С в течение 60-90 мин со скоростью 160 оборотов в минуту. Этот протокол диссоциации мышечные пучки должны быть экспериментально исследованы на различных штаммов животных, Особенно для тех болезней / мутантных волокон уязвимых к повреждению мембраны.
  7. Передача расщепленной FDB в трубку 700 мкл изотонического раствора Тироде и осторожно растирают освободить волокна, привлекая мышцу несколько раз через серию 200 мл микропипетки-кончиков постепенно уменьшением диаметра с помощью резки с чистым лезвием бритвы, чтобы удалить кончики 200 мл микропипетки. Чтобы избежать повреждения волокон в частности слабые мышцы от болезней, убедитесь, что наконечник достаточно большой, чтобы позволить расслоение пройти через без прилипания. Не перегружайте пучка через слишком небольшой отверстие.
  8. Тарелка из волокна FDB аккуратным постукиванием и ресуспендированием FDB волокон в трубке, а затем растягивая 70 мл (1/10 от общего числа волокон) с мл микропипетки в центре 35 мм Дельта TPG блюдо с 1 мл изотонического вырезать 200 Тироде Решение снизить распространение через блюдо.
  9. Определить количество неповрежденных одиночных волокон в гиш использованием рассечение микроскоп. Добавить дополнительные аликвоты FDB волокон для получения 3-4 неповрежденные волокна на блюдо.
  10. Храните дополнительные изолированные мышечные волокна при 4 ° С и использовать в течение 6 часов.

3. Fluo-4 утра Краска Погрузка и Са 2 + томография (Спаркс Измерение)

  1. Передача 500 мл изотонического раствора Тироде из сосуда с гальваническим FDB волокон в трубку 10 мл Fluo-4 утра наличии (1 мМ), перемешать и добавить обратно в чашку до конечной Fluo-4 AM концентрации 10 мМ. Кроме того, Pluronic кислота может быть использована для повышения эффективности красителем.
  2. Загрузите в течение 60 мин при комнатной температуре в темноте.
  3. Вымойте волокна, тщательно растягивая 500 мл Fluo-4 утра, содержащих Изотонический Тироде Решение от блюда с неразрезанного 200 мл-пластиковые пипетки наконечник и заменить равным объемом свежего Изотонический Тироде Solution.
  4. Повторите эту процедуру еще 3 раза.
  5. Для визуализации функции митохондрий, передать 500 мл ИсотоNIC Тироде Решение от блюдо с FDB волокон в трубке 5 мл TMRE складе (1 мм), перемешать и добавить к блюду для конечной концентрации 50 нМ.
  6. Инкубируют при комнатной температуре в течение 10 мин.
  7. Промыть волокон, тщательно растягивая 500 мл TMRE содержащих Изотонический Тироде раствора из сосуда с неразрезанного 200 мл пластиковую микропипетки наконечник и заменить с равным объемом свежего раствора Тироде Изотонический.
  8. Повторите эту процедуру еще 3 раза.
  9. Перенести блюдо в конфокальной микроскопии и выберите нетронутыми волокна с четкими страт и гладкой мембраны сарколеммы для экспериментов.
  10. Расположите кончик системы перфузии 400-500 мкм от целевой мышечных волокон и от центра с помощью элементов управления Микроманипулятор.
  11. Начните поток Изотонический Тироде решения для обеспечения волокно FDB остается на месте.
  12. Запишите сигнала флуоресценции от Fluo-4 утра с 40Х иммерсионным объективом и возбуждают Fluo-4 утра саргон лазерные (длина волны возбуждения 488 нм) и запись выбросов сигналы (длина волны 510-580 нм). Интенсивность флуоресцентного сигнала пропорциональна относительной уровня внутриклеточного Са 2 + концентрации ([Са 2 +] I).
  13. Вызвать Са 2 + переходных путем изменения осмотического давления внеклеточного раствора с целью получения осмотического стресса на волокна. Первоначально заливать волокна с изотонический раствор Тироде (290 мОсм) (базовый уровень сбора в течение 60 секунд), а затем раствором Гипотоническая Тироде (170 мОсм) за 100 сек, чтобы вызвать отек. Заливать волокна FDB назад с изотонический раствор Тироде. Как правило, только один осмотический шок применяется к одной цельной волокна в одном дельта ТПГ блюдо и свечей событий в прошлом 10 мин для получения данных.
  14. Запись пространственная локализация Ca 2 + искр (рис. 2) с использованием временных рядов из ху двумерных изображений со скоростью сканирования 166 LPS (линий в секунду, Е.А.ч Линия состоит из 512 пикселей, приводящих к 3,08 сек / кадр) для каждого условия изотонического (1 мин), гипотоническая стресс (100 сек) и пост-гипотоническая стресс (5 мин). Храните сигналы для автономного анализа позволяет оценить распределение и частоту Ca 2 + искр после завершения эксперимента.
  15. Найти новую волокна на новое блюдо и следовать той же протокол осмотического шока, чтобы побудить Са 2 + переходных процессов. Используйте конфокальной строчной развертки (х) режим (512 пикселей в длину, частоту дискретизации 2 мс / строчной развертки для записи Са 2 + переходных течение одной минуты (т.е. 30 000 строк) с конфокальной сканирующей строке помещены непосредственно под сарколеммы мембраны (рис. 3 ). Измените сканирование строки для различных фокальных плоскостях записать три последовательные наборы (с интервалом 1-мин) linescans для анализа величины и кинетики отдельных Ca 2 + искр.

4. Анализ данных

  1. Соберите большое количествохи линия сканирования следы оценить морфологию и кинетики отдельных Ca 2 + искр параметров, т.е. амплитуды (F / F 0; где F 0 является отдыхает Са 2 + флуоресценции), время нарастания, время пиковой, продолжительность (FDHM , полный срок на половину величины), и пространственная ширина (FWHM, полная ширина на половине величины) из записанных искр. Эти параметры представляют собой основные литниковые свойства RYR Ca 2 + каналов, таких как Ca 2 + потока (амплитуды), и стробирующие кинетика RYRs (продолжительность).
  2. Анализ данных цифрового изображения с пользовательским развитая, полуавтоматической алгоритма, который был создан с языка обработки изображений IDL (Interactive Data Language), как описано выше 11,16. Потому что уникальные кинетика Ca 2 +-релиз в случае Ca 2 + искр, вызванных в FDB волокон осмотического стресса, лучше объединить ручные и автоматические особенности Ca 2 + искра событияобработки и идентификации с этими программами анализа заказ сборки изображения 11. Этот алгоритм очень полезен, когда необходимо вручную определить ROI (область интереса) в некоторых моделях болезни мышц. После того, как ROI определяется, алгоритм может автоматически вывести вышеупомянутые параметры свечи, которые затем могут быть экспортированы в Excel файл. Кроме того, общественность доступное программное обеспечение для обработки изображений, например SparkMaster в ImageJ, может быть использован для определения кинетических свойств Са 2 + искр и их пространственное распределение в скелетных мышцах 17.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Более ранние исследования показали, что переходный гипоосмотического стресс, вызванный периферийных Ca 2 + искры рядом с сарколеммы мембраны интактных мышечных волокон 11. На рисунке 1 показаны образы неповрежденных отдельных мышечных волокон с гладкой мембраны сарколеммы и характерных четких страт. Рисунок 2 показывает типичный Са 2 + искры (от ху изображений) были вызваны переходных (100 сек) обработку раствора, который гипоосмотического набухает мышечные волокна FDB от молодых здоровых мышей. Как мышечное волокно сжимается до первоначального объема, надежный Са 2 + искра ответ будет прямо под сарколемме мышечного волокна. Эти ху изображения используются для расчета свечи частоты и построить профиля затухания для этого ответа. Рисунок 3 показывает типичные сканирует строки (XT), генерируемые в этом режиме искрового анализа. Конфокальной строчной развертки находится непосредственно под изсарколемных мембрана (фиг.3А). Временные ряды свечей событий захвачены и указанный трансформирования (область интереса) могут быть определены с нашим специально разработана, полуавтоматической «Огонек Fit" программы (рис. 3В). 3С показан типичный Свеча Fit анализ амплитуды и Кинетика данной Са 2 + искры. Интенсивность Са 2 + искра рассчитывается как изменение амплитуды Fluo-4 утра сигналов (Δ F / F 0, где F является пик Fluo-4 интенсивность и F 0 является отдыхает Fluo-4 интенсивность до искра возникающие). Продолжительность искры представлена ​​FDHM (полный длительность половины величины) и времени нарастания, а также время до пика также могут быть рассчитаны. Типичный 3D (трехмерное) представление могут быть изготовлены из указанных трансформирования показать Ca 2 + изменение интенсивности (рис. 3D). Рисунок 4 демонстрирует образы Ca 2 + искрыlinescans от скелетных мышечных волокон при различных физиологических и патофизиологических состояниях. Линия сканирования (х) серия Ca 2 + искр, полученных от здоровых, молодых (3 месяца) дикого типа мышц (рис. 4А), и в возрасте (22 месяцев) мышечных (рис. 4В). Обратите внимание на снижение сигнал, возникающий в возрасте от мышечных волокон. Молодые MDX мышечные волокна отображения надежные Ca 2 + искры (рис. 4в). Рисунок 5 показывает Ca 2 + искры (ху-кадры) с пальцев мышцы (EDL) мышечных волокон от дикого типа (рис. 5, а) и боковой амиотрофический склероз (ALS) болезнь, болезнь двигательных нейронов с характерным атрофии мышц и поврежденных митохондрий (рис. 5б). В + интенсивности Са 2 являются показывать по флуо-4 сигналов (зеленый, левых панелей) и митохондриях респираторные состояния, показанных сигналов TMRE (красный, правый панелей). Отметим, что тон повредил митохондрии (потери сигнала TMRE) таит в надежные Ca 2 + искры.

Рисунок 1
Рисунок 1. Принципиальная протокол кальция искры оценку в интактных скелетных мышечных волокон. Принципиальная протокол кальция искры оценку в интактных скелетных мышечных волокон. Это показывает, поэтапный порядок для получения нетронутыми FDB мышечных волокон для анализа и настройки системы перфузии индуцировать осмотическое давление на волокна. Нажмите здесь, чтобы увеличить изображение .

Рисунок 2 Рисунок 2. Представитель Са 2 + искры (XY фотографии) эпизоды скелетных FDB мышечных волокон. Среднее след показывает график и соответствующие ху изображений (верхние планы), к последовательной смены осмотического давления в протоколах. Вверху слева панель - волокно обрабатывают раствором Изотонический Тироде; лучших средняя панель - волокно обрабатывают раствором Гипотоническая Тироде и верхний правый панель - волокно возвращается к лечению изотонический раствор Тироде. Представитель гистограмма свечей эпизодов наблюдаемых с воображением ху показано на дне. Нажмите здесь, чтобы увеличить изображение .

Рисунок 3
Рисунок 3. Представитель Са 2 + спа РКС (линия сканирует XT изображения) и Спарк Fit анализ (А) конфокальной строчной развертки (красная пунктирная линия) находится прямо под сарколеммы мембраны мышечных волокон;. (В) Осмотический стресс вызывал дискретный Ca 2 + искры представлены как строчной развертки (х) режим. (С) Свеча анализ с Свеча Fit алгоритма, чтобы продемонстрировать + интенсивность Са 2 (Δ F / F 0), которая пропорциональна SR Ca 2 + освободить поток, и кинетики (продолжительность, представлен в виде FDHM). (D) Трехмерная участок в Fluo-4 изображения линии сканирования, показывающий осмотического стресса, вызываемой искры в пространственно-временной режим и их интенсивности. Нажмите здесь, чтобы увеличить изображение .

/ Ftp_upload/50898/50898fig4.jpg "ширина =" 600px "/>
Рисунок 4. Представительства Са 2 + искры в мышцах физиологические и патофизиологические состояния в ответ на осмотического стресса (A) Line сканирует (XT образов) Ca 2 + искр, полученных от молодых (3 месяца) здоровых мышечных волокон FDB;. (B) искры от возраста ( 22 месяцев) FDB мышечные волокна и (С) искры от молодой (3 месяца) дистрофические MDX мыши FDB мышцы. Нажмите здесь, чтобы увеличить изображение .

Рисунок 5
Рисунок 5. Представитель Са 2 + искры (XY-кадры) с FDB мышц в ответ на осмотического стресса. ( 2 + искры (XY-кадры) с дикого типа FDB мышц и (В) Ca 2 + искр от БАС мышц. FDB мышечные волокна одновременно меченные Fluo-4 утра (Ca 2 +, зеленые сигналы, левые панели) и TMRE (митохондриальная, красные сигналы на правых панелях). Изображения показывают переходные до и после изменения осмотического давления. Нажмите здесь, чтобы увеличить изображение .

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Это метод оценки Ca 2 + искры в неповрежденном скелетных мышц является полезным инструментом для мышечной физиологии и исследования болезни. Мы показали, что Ca 2 + искра ответ был изменен в различных условиях, в том числе мышечная дистрофия 11, старение 18, 19, а также в боковой амиотрофический склероз 20. Наше недавнее исследование также показало, функциональную связь между IP-3 рецептора и RyR представляющего собой важнейший компонент, который способствует Ca 2 + искр активации в скелетных мышечных волокон 21. Несколько других исследовательских групп также адаптировали эту методику для изучения функциональной деятельности и эффективность генов спасательных стратегий дистрофических мышц 12, и связать Ca 2 + искра сигнализации для измененного окислительно-восстановительного стресса в некоторых болезненных состояниях 13,22. Тот факт, что деформация мембраны по осмотического стресса, чтобы облегчить подавление DHPR на RYR соответпокойным приятно с существенной роли физического взаимодействия (связи) из DHPR-RYR в модуляции Ca 2 + искры в дифференциации скелетные мышцы 23 и, таким образом, эти выводы в дальнейшем вовлечь Ca 2 + искры, как важные физиологические события. Дальнейшее расширение этой техники, чтобы применить некоторые физиологические агентов или ингибиторов модулировать Ca 2 + искры обеспечит глубокую информацию о Ca 2 + сигнализации в клетках 24.

Наиболее важным шагом нашего анализа является для выделения и идентификации неповрежденные мышечные волокна под микроскопом до Ca 2 загрузки + красителя. Одним из важнейших шагов в этом протоколе время коллагеназы пищеварение и температура как изменения этих условий может потенциально оказать повреждения клеточной мембраны в процессе выделения волокна. Волокна должны быть прочно прикреплены к нижней части дельты TPG блюд и отображения нетронутыми морфологии с характерным прямой, стержня, как внешний вид, размер 70-100 _6; м (длина) и 8-18 мкм (кросс диаметр), равномерное рисунок бороздок и гладкой мембраны сарколемных чтобы быть полезным для Ca измерения 2 + искр. Улучшение на предыдущих ограничений сбора данных проведении измерений на нескольких фокальных плоскостях внутри каждого волокна захватить самые точные показания возможные из + искр Са 2. Хотя мы используем пользовательский происхождения "Искра Fit" алгоритм для анализа искра частоты, динамику и характеристики, аналогичные программы доступны для общественного достояния для анализа параметров свечи такие характеристики, как "SparkMaster" в ImageJ 17. Незначительные модификации данного метода может позволить лучше визуализировать Ca 2 + искры в других типах тканей, которые отвечают на осмотического стресса опосредованной срабатывание Ca 2 + освобождение от рианодинового рецептора.

Визуализация локальных и глобальных Са 2 + сигналов у взрослых скелетных мышечных волокон является очень полезным инструментом FOг мышечной физиологии и сердечно-сосудистых исследований. Расширение этого метода для обнаружения Ca 2 + искр в скелетных мышцах вместе с различных животных моделях исследований и реализации мощных молекулярной биологии подходов (например, ген избыточной экспрессии или молчание генов) заболевание человека должна производить огромное информацию о регулировании Ca 2 + сигнализации в здоровье человека и заболеваний.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Нет конфликта интересов объявлены.

Acknowledgements

Эта работа была поддержана RO1-AG028614 к JM, RO1-AR063084to NLW и RO1-AR057404 к JZ.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Dissecting microscope Dissect out fibers and check muscle integrity
Dissection tools -scissors and fine tip forceps Fine Science Tools
Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit DOW CORNING 184 SIL ELAST KIT Make ahead of time for fiber dissection. Mix 5 ml liquid Sylgard components and pour into a 60 mm glass Petri dish and waiting 48 hr to let the Sylgard compound become a clear, colorless solid substrate. 
60 mm glass Petri dish  Pyrex 3160 Fiber dissection
Isotonic Tyrode Solution  Sigma-Aldrich
Minimal Ca2+ Tyrode Solution Sigma-Aldrich
Hypotonic Tyrode Solution  Sigma-Aldrich
Collagenase type I  Sigma-Aldrich C-5138 Fiber digestion 
Fluo-4 AM  Invitrogen F14201 Fluorescent Ca2+ imaging dyes 
TMRE Invitrogen T669 mitochondrial membrane potential fluorescent dyes
Delta TPG dishes  Bioptechs 0420041500C 35 mm glass bottom dish for imaging
Spark Fit software data analysis software
Radiance 2100 laser scanning confocal microscope or equivalent microscope Bio-Rad
3 Axis Micromanipulator Narishige International MHW-3
Temperature controllable orbital shaker New Brunswick scientific Fiber dissociation

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Stutzmann, G. E., Mattson, M. P. Endoplasmic reticulum Ca2+ handling in excitable cells in health and disease. Pharmacol. Rev. 63, (3), 700-727 (2011).
  2. Cheng, H., Lederer, W. J. Calcium sparks. Physiol. Rev. 88, (4), 1491-1545 (2008).
  3. Brochet, D. X., et al. Elementary calcium release events from the sarcoplasmic reticulum in the heart. Adv. Exp. Med. Biol. 740, 499-509 (2012).
  4. Brochet, D. X., et al. Quarky calcium release in the heart. Circ. Res. 108, (2), 210-218 (2011).
  5. Guatimosim, S., Guatimosim, C., Song, L. S. Imaging calcium sparks in cardiac myocytes. Methods Mol. Biol. 689, 205-214 (2011).
  6. Dulhunty, A. F. Excitation-contraction coupling from the 1950s into the new millennium. Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. 33, (9), 763-772 (2006).
  7. Dulhunty, A. F., Casarotto, M. G., Beard, N. A. The ryanodine receptor: a pivotal Ca2+ regulatory protein and potential therapeutic drug target. Curr. Drug Targets. 12, (5), 709-723 (2011).
  8. Kirsch, W. G., Uttenweiler, D., Fink, R. H. Spark- and ember-like elementary Ca2+ release events in skinned fibres of adult mammalian skeletal muscle. J. Physiol. 537, 379-389 (2001).
  9. Zhou, J., et al. A probable role of dihydropyridine receptors in repression of Ca2+ sparks demonstrated in cultured mammalian muscle. Am. J. Physiol. Cell. Physiol. 290, (2), 539-553 (2006).
  10. Zhou, J., et al. Ca2+ sparks and embers of mammalian muscle. Properties of the sources. J. Gen. Physiol. 122, (1), 95-114 (2003).
  11. Wang, X., et al. Uncontrolled calcium sparks act as a dystrophic signal for mammalian skeletal muscle. Nat. Cell. Biol. 7, (5), 525-530 (2005).
  12. Teichmann, M. D., et al. Inhibitory control over Ca2+ sparks via mechanosensitive channels is disrupted in dystrophin deficient muscle but restored by mini-dystrophin expression. PLoS One. 3, (11), e3644 (2008).
  13. Shkryl, V. M., et al. Reciprocal amplification of ROS and Ca2+ signals in stressed mdx dystrophic skeletal muscle fibers. Pflugers. Arch. 458, (5), 915-928 (2009).
  14. Lovering, R. M., Michaelson, L., Ward, C. W., et al. Malformed mdx myofibers have normal cytoskeletal architecture yet altered EC coupling and stress-induced Ca2+ signaling. Am. J. Physiol. Cell. Physiol. 297, (3), 571-580 (2009).
  15. Weisleder, N., Ma, J. J. Ca2+ sparks as a plastic signal for skeletal muscle health, aging, and dystrophy. Acta. 27, (7), 791-798 (2006).
  16. Weisleder, N., Zhou, J., Ma, J. Detection of calcium sparks in intact and permeabilized skeletal muscle fibers. Methods Mol. Biol. 798, 395-410 (2012).
  17. Picht, E., et al. SparkMaster: automated calcium spark analysis with ImageJ. Am. J. Physiol. Cell. Physiol. 293, (3), 1073-1081 (2007).
  18. Weisleder, N., et al. Muscle aging is associated with compromised Ca2+ spark signaling and segregated intracellular Ca2+ release. J. Cell. Biol. 174, (5), 639-645 (2006).
  19. Weisleder, N., Ma, J. Altered Ca2+ sparks in aging skeletal and cardiac muscle. Ageing Res. Rev. 7, (3), 177-188 (2008).
  20. Yi, J., et al. Mitochondrial calcium uptake regulates rapid calcium transients in skeletal muscle during excitation-contraction (E-C) coupling. J. Biol. Chem. 286, (37), 32436-32443 (2011).
  21. Tjondrokoesoemo, A., et al. Type 1 inositol (1,4,5)-trisphosphate receptor activates ryanodine receptor 1 to mediate calcium spark signaling in adult Mammalian skeletal muscle. J. Biol. Chem. 288, 2103-2109 (2013).
  22. Martins, A. S., et al. Reactive oxygen species contribute to Ca2+ signals produced by osmotic stress in mouse skeletal muscle fibres. J. Physiol. 586, (1), 197-210 (2008).
  23. Apostol, S., et al. Local calcium signals induced by hyper-osmotic stress in mammalian skeletal muscle cells. J. Muscle Res. Cell Motil. 30, (3-4), 97-109 (2009).
  24. Jiang, Y. L., et al. Nicotinic acid adenine dinucleotide phosphate (NAADP) Activates Global and Heterogeneous Local Ca2+ Signals from NAADP- and Ryanodine Receptor-gated Ca2+ Stores in Pulmonary Arterial myocytes. J. Biol. Chem. 288, (15), 10381-10394 (2013).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics