Tidlig Metamorphic Insertion Technology for Insect Fly atferdsovervåkning

1Department of Electrical and Computer Engineering, North Carolina State University
* These authors contributed equally
Published 7/12/2014
0 Comments
  CITE THIS  SHARE 
Behavior

Your institution must subscribe to JoVE's Behavior section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

Welcome!

Enter your email below to get your free 10 minute trial to JoVE!





By clicking "Submit", you agree to our policies.

 

Summary

Cite this Article

Copy Citation

Verderber, A., McKnight, M., Bozkurt, A. Early Metamorphic Insertion Technology for Insect Flight Behavior Monitoring. J. Vis. Exp. (89), e50901, doi:10.3791/50901 (2014).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Introduction

Sette inn elektroder, selv med vedlagte elektroniske systemer til insekter for telemetrisk opptak programmer, har vært en viktig metode for å forstå hvordan nevrale systemer fungerer under naturlig flight en. Feste eller implantere kunstige systemer hos insekter har stilt mange utfordringer når det gjelder potensialet for å forstyrre den naturlige fly av insektet. Overfladisk vedlegg eller kirurgisk innsetting av kunstige plattformer på den voksne insektet er upålitelig på grunn av mulig flytting av de innsatte enheter forårsaket av kroppen-indusert treghet og stress krefter. Overfladisk festet eller kirurgisk satt elektroder er også utsatt for å bli avvist av insekter som et fremmedlegeme. Videre implantasjon operasjonen krever fjerning av skalaer og peler rundt ytre skjelett. Den tykke cuticle laget trenger også å bli penetrert for kirurgiske innervations som kan forårsake sivile vevsskade, og dermed forstyrre den naturlige fly av insektet. Alle these faktorer kan gjøre en kirurgisk eller overfladisk implantasjon drift en utfordrende og delikat oppgave. For å avhjelpe disse problemer som er involvert i eksternt feste kontroll-og følersystemer til insektene, vil en ny metode involverer metamorphic vekst bli beskrevet i denne artikkelen.

Den metamorfe utvikling av holometabolic insekter starter med transformasjonen av larven (eller nymfe) til en voksen med et mellom pupal scenen (figur 1). Metamorfose prosessen innebærer en omfattende vev omprogrammering inkludert degenerasjon fulgt av ombygging. Denne transformasjonen blir en bakke larve til en voksen insekt demonstrere flere komplekse atferd 2,3.

Overlevelsen av insekter etter ekstreme parabiotic operasjoner har blitt demonstrert hvor operasjoner ble utført i løpet av de tidlige metamorfe stadier 4,5. I disse operasjoner, utviklings histogenesis caused kirurgiske sår som skal repareres i kortere varighet. Etter disse observasjonene har en ny teknikk blitt utviklet hvor implantasjon av elektrisk ledende elektroder ble utført under de tidligere stadier av metamorphic vekst (figur 1). Dette muliggjør en biomekanisk sikker tilkobling på insekt seks. En svært pålitelig grensesnitt er også sikret med insekt nevrale og nevromuskulære systemer syv. Denne teknikken er kjent som "Early Metamorphosis Insertion Technology" (EMIT) 8.

Etter ombyggingen av hele vev system, strukturer som er satt inn i puppe dukke opp med den voksne insekt. Flybillett-muskelgrupper utgjør 65% av den totale thorax kroppsmassen og således et relativt praktisk mål for EMIT prosedyren 9.. Under grunnleggende vingeslag, endringer i morfologi av flyturen slår dorsolongitudinal (dl) og dorsoventral (dv) muskler føre vinge articulation geometri for å bygge heis 10. Derfor funksjonell koordinering av dl og dv musklene har vært et aktivt forskningsmiljø temaet under flyturen nevrofysiologi. Tethering insekter i elektronisk programmert visuelle miljøer har vært den vanligste metoden for å studere nevrofysiologi av komplekse motorisk atferd 11,12. Sylindriske arenaer sammensatt av light emitting diode paneler har blitt brukt for disse virtuelle-reality miljøer, der flygende insekter er tjoret i midten og bevegelse er simulert ved dynamisk oppdatering rundt panorama visuell utfoldelse. I tilfelle av mindre insekter, for eksempel frukt fly Drosophila, er deling oppnås ved å feste en metallstift på dorsal thorax av insekt og plassere pinnen under en permanent magnet 13,14. Denne metoden gjør bare kvantifisering av motoriske responser gjennom visuelle observasjoner med høyhastighetskameraer uten elektrofysiologisk analyse. Dessuten, denne method har vært ineffektivt å suspendere den større og tyngre kropp av Manduca Sexta. For å løse dette problemet, vi dro nytte av magnetisk Levitating rammer der lav vekt og rammer med magneter festet til bunn er levitert gjennom elektromagnetiske krefter. Når det kombineres med kommersielt tilgjengelige nevrale forsterkere og LED-matriser, gir dette en plattform for å kontrollere flight-motoreffekt og registrere relaterte elektrofysiologi av Manduca Sexta.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

MERK: Kilden til materialer og reagenser som er nødvendig for å følge protokollen er gitt i "Reagenser" Table nedenfor.

En. Forbereder kretskort (PCB) for opptak elektrode Connection

MERK: For å kunne tilby en praktisk eksperimentell prosedyre, er trådelektroder loddet til et kretskort for å sette disse elektrodene til en FFC (fleksibel flat kabel) kontakt.

  1. Skjær en 0.5x5 cm 2 stykke kobber kledd laminat.
  2. Ved hjelp av en fin spiss markør, tegne tre 0.1x5cm to rektangel pads som etsning maske mønstre.
  3. Etse utsatt laminat ved hjelp av en PCB etchant inne i et ventilert område eller avtrekkshette. Dekker omtrent 1 cm i laminatet utsparing lengde med ikke-reaktive bånd. Fyll en gradert begerglass med minst 100 ml PCB etsemidlet og båndkobberlaminat utsparing på innsiden av den graderte begerglass med Scotch tape. Halvparten av kobberlaminat cutout bør være neddykket i PCB etchant.
  4. Plasser begerglass på en roterende plattform i 20 min.
  5. Fjern cutout fra etchant og plassere den i et beger fylt med vann i 10 min.
  6. Ved hjelp av en silkepapir, bruke isopropylalkohol og fjern merkingen for å eksponere de ikke-etset kobber pads.
  7. Skjær kretskortet i mindre firkanter ca 1 cm lang.
  8. Klipp to stykker av belagt, herdet, rustfritt stål wire (0,11 "belagt, 0.008" nakne) ved hjelp av en skarp kniv til lengder på 3 cm hver. Disse stykker av rustfri ståltråd er de aktive elektroder som skal settes inn i brysthulen på insektet.
  9. Ved hjelp av en kniv, fjerner 4-5 mm av plastbelegget fra hver ende av hver ledning. Ved å bruke et mikroskop er anbefalt.
  10. Skjær en 0,7 cm stykke av isolert rustfritt stål wire for å lage et tips forlengelse for jordelektroden. Fjern forsiktig malingen med et blad eller smelte det med varmen av en lodding irpå som utføres i trinn 1.9.
  11. For jordforbindelsen, kuttet ett stykke fleksibelt (litz eller spole) ledningen til en lengde på 4,5 cm.
  12. Lodde 0,7 cm stykke rustfritt stål utarbeidet i trinn 1.10 til bakken tilkoblingsledning utarbeidet i trinn 1.11. En eksponert rustfritt stål spissen skal være ved enden av jordforbindelsen.
  13. Tape forberedt elektrode bord fast til lodde arbeidsområdet ved hjelp av en ikke-reaktiv tape. Bruk tape til å maskere alt, men 1-2 mm av putene på brettet hvor elektrodene skal loddes. Det maskerte, loddefrie ende av elektrodene vil bli satt inn i FFC-kontakt som er beskrevet i trinn 4.1.
  14. Plasser de tre elektrode-ledningene, slik at en ende av hver enkelt kan bli loddet til de tilhørende pads på elektroden bord. Påfør rustfritt stål fluks over elektrodene for enklere lodding.
  15. Lodd hvert av de eksponerte elektroder på elektrodene.
  16. Fordyp elektrodene i aceton og isopropyl alkohol for 10 minhvert å rengjøre lodderester. Bruk av et ultralydbad forbedrer rengjøringsytelse.

2. Kirurgisk innsetting til Manduca Sexta Pupae

MERK: Insektene vil være mest aktive i overgangene mellom dag og natt. Derfor bør en kunstig dag / natt syklus være etablert innen et insekt kammer ved hjelp av automatiske uttak tidtakere. Disse bør være satt til å simulere en 7 timers mørke og 17 timers lyssyklus.

  1. Undersøk Manduca Sexta puppe daglig for å bestemme en passende tidspunktet for innsetting. Den puppe er klar for innsetting ca en dag etter at vingene stille mørke flekker.
  2. For å bedøve puppe, plassere dem i kjøleskapet (4C) for rundt seks timer.
  3. Forbered innsetting arbeidsområdet. Arbeidsområdet bør inneholde isopropanol, skarpe pinsett, kniver, og en 30 G kanyle. Som et alternativ, kan cyanoakrylat lim brukes til å forbedre elektroden fiksering.
  4. Steril nålen, pinsett, og elektrodene ved å dyppe dem i eller tørke med isopropylalkohol.
  5. Fjern puppe fra kjøleskapet og overføre den til arbeidsområdet.
  6. Bestemme posisjonen på toraks som tilsvarer den muskelgruppen av interesse. Fokus for arbeidet i dette eksempelet er de dorsoventral musklene ansvarlig for vinge upstroke bevegelse.
  7. Ved hjelp av en skarp kniv, forsiktig skrape en 1x1 cm 2 rektangel gjennom exocutical lag. Ved hjelp av pinsett, sakte løsner disse brikkene.
  8. (Valgfritt) Bruk en støvsuger for å fjerne vinge hår fra den eksponerte delen av thorax.
  9. Settes nålen om 5mm inn i mesothorax hvor vingene feste til thorax for å skape to innsettingspunkter rettet mot muskelgruppe.
  10. Ved hjelp av pinsett, veilede de to opptaks elektroder inn i de to innsettingspunktene.
  11. (Valgfritt) For å øke den mekaniske holdbarhet, rense håret rundt elektrodeneog generøst anvende cyanoakrylat limet rundt hver innføringspunkt på toraks med en wire applikator.
  12. Forbered et bur for veksten med riktig materiale (grov og tekstur) som dekker vegger og tak, slik at insektet kan klatre på veksten. Perforerte pappesker eller emballasjepapir kan anvendes.
  13. Forbered en rigid fiksering pinne med rundt 6 cm lengde og 2 mm i diameter. Plast rørere, en bomullsdott eller metalltråder kan anvendes for dette trinnet.
  14. Skyver denne pinnen nøye gjennom hullet under utstå snabel.
  15. Løser begge sider av staven på buret overflaten slik at puppe ikke kan rulle rundt. Plasser puppe innsiden av buret slik at mesothorax vender opp. Omfattende bevegelse kan forårsake skade på elektroden, tap av hemolymfe eller gjengi innsetting ubrukelig.

Tre. Innsetting av Ground elektrode inn i Manduca Sexta

MERK: Første (seence) elektroden bør settes inn i magen eller distale deler av thorax for å unngå signal kopling. Denne innsettingen kan utføres enten under de senere stadier av pupal utvikling eller etter at insektet framgår. Vinduet for jordelektroden må være forberedt på pupal scenen for enten en pupal eller voksne stadiet bakken elektrode innsetting.

  1. For pupal scenen innsetting: etter peeling av mesothoracic hårstråene rundt den aktive elektroden (se trinn 2.7), klø en annen rektangel gjennom exocutical lag (rundt 0.5x0.5 cm 2) på rygg magen nær thorax bruker 30 G sprøyte nål. Sett bakken elektrode inn i dette vinduet ved hjelp av teknikken beskrevet i kapittel 2.
  2. For voksne stadiet bakken elektrode innsetting: Når insektet har dukket opp, legg den i kjøleskap ved 4 ° C i 6 til 24 timer for å immobilisere.
    De resterende trinnene er de samme for både puppestadiet og voksne stadiet innsettinger.
  3. Forbered innrykket sjon arbeidsområdet inkludert isopropyl alkohol, skarpe pinsett, en 30 G kanyle, cyanoacrylate lim, et stykke wire for påføring av lim, et termisk cauterizer (valgfritt), og en dental voks stick (valgfritt).
  4. Finn et innsettingspunkt ca 1-2 cm fra opptaks elektroder langs bakre magen.
  5. Settes nålen å punktere magen og gir en innstikkstedet.
  6. Ved hjelp av pinsett forsiktig inn i bakken elektrode inn i innstikkstedet og press til det er 3-4 mm dypt. Hold elektroden på plass og bruke en ledning for å bruke lim rundt innstikkstedet.
  7. (Valgfritt) For å øke den mekaniske styrken, bruker den termiske cauterizer og samle en liten (2-3 mm) perle av voks på tuppen. Plasser nær innstikkstedet spissen og bruke varmen slik at voksen omgir elektroden og holder den godt på plass.

4. Forberedelse av Adapter Board

ontent "> MERK:. er et adapter bord som kreves for å koble elektroden styret til det trådløse innspillingen heads gjennom en FFC (Flat Flexible Cable) kontakt For dette, trenger et styre som ligner på elektroden styret å være forberedt ved å følge trinn 01.01 til 01.07 .

  1. Lodd en FFC-kontakt til den ene enden av den tilberedte styret.
  2. Lodd tre 30 AWG (American Wire Gauge) hekte ledninger til tre pads på den andre enden.
  3. Lodd tre mini-kontakter til de tre pads på adapteren styret for oscilloskop avlesninger som er beskrevet i den neste fasen.
  4. Lodd den andre enden av disse tre ledninger til headskontakten.
  5. Fest headskretskortet på toppen av levitasjon rammen.

5. Foropptak med oscilloskop (valgfritt)

MERK: For å vurdere påliteligheten av elektrodene og observere signal til støy-forhold, tethered oscilloskop opptak kan fås før distribusjon av tråess opptakssystem. Mini kabeltilkoblere på adapteren styret bør brukes til dette.

  1. Koble oscilloskop til en ekstracellulær nevrale opptak forsterker. Sett forsterkeren parametre til en høy-pass-cut-off frekvens på 1 Hz, en lav-pass-grensefrekvens på 20 kHz, og en gevinst på 100.
  2. Koble hver av de kvinnelige mini ledningstilkoblinger på adapterkortet til forsterkeren inngangskanaler.
  3. Fjern insekt med implantert elektrode bord fra buret når det er i en aktiv tilstand (i løpet av sin daggry tid). Legg et stykke silkepapir under insekt for den å hvile på før målingene foretas.
  4. Ved hjelp av pinsett, skyv elektroden kortet i FFC-reseptoren på adapteren bord. Observere en flat og lav spenning baseline når insektet hviler og generering av electromyogram (EMG) spikes som insektet flaps sine vinger.
    MERK: Se avsnitt 6: Observere insekt flytur med den trådløse Recording System for REPRESENTATive oscilloskop resultater.
  5. Juster visningsparametere av oscilloskopet som nødvendig. Fange data på oscilloskop og lagre dataene.

6. Observing Insect Fly med Wireless Recording System

MERK: En elektromagnetisk levitasjon plattformen kan bygges for trådløst opptak av EMG-signaler under tethered Manduca Sexta flytur. Den levitasjon plattformen består av en ramme utformet for å balansere en deling mekanisme. Den levitasjon tillater en ramme, og derfor insekt, til yaw under testing uten begrensningen av forankringstråder. Rammen kan være raske prototyper ved hjelp av en smeltet deponering modellering (FDM) maskin. En magnet som må festes til bunnen av denne ramme som skal levitated av en serie av magneter i basisplattformen. Insektet er koblet til FFC opphengt fra toppen av rammen. Dette levitating plattform ligger på innsiden av LED Arena som ble bygget using 60 paneler som består av en matrise med 5x7 enkelte lysdioder. Dette systemet er basert på etablerte metoder for utvikling av et miljø for visuell stimulering av fruktfluer 15, 16, 17. Den arenaen er kontrollert av en mikrokontroller som tillater simulering av både medurs og moturs rotasjon, så vel som styring av rotasjonshastigheten.

  1. Sett opp trådløst opptakssystem ved å koble heads til adapteren kortet på levitasjon plattformen.
  2. Fjern insektet fra buret når den er i en aktiv tilstand fortrinnsvis i løpet av dens dawn tid.
  3. Ved hjelp av pinsett, forsiktig sette elektroden kortet i FFC-reseptoren på levitating rammen slik at insektet er suspendert fast i oppsettet.
  4. Plasser den magnetiske stav i nærheten av den magnetiske bryteren på heads å aktivere trådløs dataoverføring. Et blått lys vil komme på noe som indikerer at heads er aktiv.
  5. Slå av lysene irom for fullstendig mørke. En rød lampe kan brukes til å legge belysnings til rommet. Åpne telemetri datainnsamling programvaren på en datamaskin, og velg den riktige forhåndslastet konfigurasjonsfilen hvis gitt. Start datainnsamling for å begynne visning signaler.
  6. Velg den relevante brukergrensesnittet for observasjon av EMG-signaler på den trådløse opptakssystem for å sikre en pålitelig trådløs forbindelse og elektrodedrift.
  7. Slå på alle LED Arena komponenter: Regulert DC strømforsyning og mikrokontroller. Mikrokontrolleren kan justere rotasjoner per minutt av det cykliske lysmønsteret, og kan også styre retningen av lyset rotasjon.
  8. Sakte balansere levitasjon plattform innenfor arenaen. Juster ramme over midten av levitasjon basen nøye, ellers rammen vil bli trukket hurtig til bakken vil kunne føre til insektet.
  9. Initiere videoopptakssystem.
  10. Velg aktuelt fliken opptak av programvarengrensesnitt. Utpeke opptakstiden og Fil Lagre destinasjon. Velg de riktige utskriftsinnstillinger for å lagre dataene. Klikk på startknappen for å starte innspillingen i programvaren. Dette vil spare datafilen som kan importeres til numeriske datamiljøer.
  11. Observer som insektet flyr i retning som tilsvarer bevegelsen av lysdioder. Motsatt retning av lysdiodene og bekrefte at insektet reverserer retning. Utfør dette så mange ganger som ønskelig.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

En skjematisk av den samlede EMIT fremgangsmåte er presentert i figur 1, som viser hovedtrinnene i den hawkmoth sin metamorphic syklus, og de ​​tilsvarende elektrodeinnføringstrinn. Elektroden innsetting bør utføres i slutten pupal stadium 4 til 7 dager før eklosjonshormon. Dette gjør at muskelfibrene for å utvikle rundt elektrodene og feste implantatet i insektet.

Den typiske resultat av en fullført sen pupal stadium innsetting hvor de to aktive elektroder og jordelektroder er satt inn er vist i figur 2..

Den typiske resultat av en fullført voksne stadiet innsetting hvor de to aktive elektrode og jordelektroden er satt inn er vist i figur 3..

LED arena brukes til å indusere i omdreining i uren for Manduca sexta er vist i figur 4.. En mikrokontroller wsom er programmert for å tillate styring av rotasjonshastigheten for LED-matrisen vertikale mønster. Den vinkelhastighet av LED-mønsteret ble satt til 7,3 grader per sekund. Den magnetisk levitasjon plattformen ble plassert i sentrum av LED arena for å tillate at insektet til fritt å svinge i respons til LED-matrisen.

Figur 5 viser den potensielle muskelsignal anskaffet fra dorsoventral muskler med oscilloskopet før og etter vingeflagrende. Signalet er behandlet med 100 ganger forsterkning og høy-pass filter av 1 Hz, og et lavpass-filter på 20 kHz. I hvileperioden, er ingen muskel potensialer observert. De muskelpotensialer under vingen flagrende oppstår ved ca 15 Hz-20Hz.

Figur 6 viser den potensielle muskelsignal tatt med den trådløse instrumentering før og etter vingeflagrende. I hvileperioden, er ingen muskel potensialer observert. De muskel potensialer during vingeflagrende oppstår ved ca 15 Hz-20 Hz.

Figur 1
Figur 1. EMIT Fremgangsmåte. En skjematisk diagram av EMIT prosedyren utført på Manduca sexta, som beskrevet i protokollen.

Fig. 2
Figur 2. Pupa Insertion. Fotografi av et sent stadium puppe umiddelbart etter opptak elektroder ble satt inn med EMIT.

Figur 3
Figur 3. Moth Emergence. Fotografi av en voksen møll med implantert opptak elektroder enfter eklosjonshormon.

Figur 4
Figur 4. Opptaksoppsett. Den magnetiske levitasjon plattform og LED arena brukes til å registrere EMG signaler fra Manduca Sexta flight muskler. Her en Manduca sexta utfører en yaw manøver som reaksjon på den roterende LE mønster.

Figur 5
Figur 5. Oscilloskop EMG. Et 2,5 sek EMG opptak av en dorsoventral muskel ved hjelp av en forsterker og et oscilloskop.

Figur 6
Figur 6. Wireless EMG. Et 1,9sek EMG opptak av dorsoventral muskel hjelp av den trådløse headsopptaksenhet og datainnsamling programvare.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Det er flere kritiske trinn under kirurgisk innsetting av opptakselektroder som påvirker evnen til å lagre data i de senere trinnene i protokollen. Opptaks elektroder skal settes inn i puppe en dag etter oppviser kantsteder på sin dorsale side. Ved innsettingen utføres to eller flere dager etter denne tid, vil det insekt vev ikke har nok tid til å utvikle seg og stabilisere de innskutte elektroder. Dette kan føre til bevegelse av de implanterte elektroder og upålitelige opptak i det voksne stadiet.

Det er viktig ikke å sette opptaks elektroder inn i pupal flight muskler på en dybde på mer enn 5 mm. Ellers vil hemolymph avslutte innsetting poeng og resultere i utviklingen av svakere flight muskler. Hvis hemolymph ikke dukke opp, stoppe prosedyren og la puppe 24 timer å komme seg før du prøver å sette inn elektrodene på nytt. Innstikkstedet bør rengjøres thgrundig.vasket av alle vinge håret før elektrodene er satt inn i puppe. Dette hindrer at hår kommer inn i innføringshull og forstyrrer elektrode vev.

For å sikre optimal vinge helse i voksen møll, innstikkstedet bør re-rengjort av fløyen håret dagen før eklosjonshormon bruker pinsett. I tillegg anbefales det å bruke pinsett for å løsne kantene på hårstråene vinduet som ble radert med nålen for å bistå eklosjonshormon inntreffe på den påfølgende dagen. Hvis en hvilken som helst lim eller hemolymfe har tørket nær kantene på hårstråene vinduet, vil møllen ikke være i stand til å blåse vingene etter eklosjonshormon og denne prøven ikke vil være nyttig for eksperimenter.

Selv om innsetting Tidene er oppgitt i dager, kan disse variere noe som tidslinjen av den metamorfe utviklingen er en funksjon av merdene temperaturer for poikilotherms. De angitte dager er for insekter oppdrettet i RT Hvis en standard 25 °; C insectary inkubator er brukt, vil utviklingen være ca 10-20% raskere og innsetting ganger må justeres tilsvarende.

En begrensning av denne studien ville være rotasjons treghet introdusert til oppsett av den raske prototyper ABS plast levitasjon ramme. Massen av rammen kan være opp til 200 gram, mens massen av møll er ca 4 gram. Fordelen med å bruke en elektromagnetisk levitated rammen er tapet av friksjonskontakt mellom rammen og en bærekonstruksjon. Imidlertid, bruken av en forholdsvis tung ramme bevirker at insektet til å bruke mer energi for å fullføre yaw manøvrer i respons til den roterende LED-mønster. En modifikasjon av-deling rammen brukt i denne studien kan være bruk av et mindre tett materiale og / eller bygge opp et tynnere ramme for å redusere treghetsbelastning.

Den utviklingsmessige forandringer under metamorfosen bringe nye muligheter til nevrale engineering metoder for å lære hvordan insekter fly.Det er en bemerkelsesverdig observasjon at elektrode innsetting under pupal stadiene resultatene i lindres vevsreaksjoner med hensyn til voksne stadiet innsettinger. Derfor avgir basert innsett sikre mekaniske festet av syntetiske systemer i eller på et insekt, mens realisere en forutsigbar nevromuskulær grensesnitt med minimal kortsiktig effekt på insekt motorisk atferd. I løpet av de siste to tiårene, har robotists arbeider på svært liten skala ubemannede luft kjøretøy blitt inspirert av insekt fly. Utover muliggjør en roman elektroteknikk, EMIT prosedyre gir også mulighet for insekt-maskin-grensesnitt (IMI) som kan gi tilgang for nevrale ingeniører til de elektrisk opphisset celler av insektet til å kontrollere sin sensoriske og atferdsfysiologi åtte. Dette har potensial til å "biobotically" temme og kontrollere insekt bevegelse. Derfor, den spesifikke metoden presentert i denne artikkelen er ikke bare nyttig for å studere insekt fly, men også fordomesticating insekter som hybrid centimeter-skala flying Biobots 18. En anvendelse av en slik hybrid-plattform er å konvertere insekter til mobile miljøet følesystemer. Disse arbeider dyr potensielt kan bistå mennesker i overvåkingen av co-delt økosystemer ved å samle og lagre miljøinformasjon.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Acknowledgements

Takknemlige AB National Science Foundation for støtte under Cyber ​​Physical Systems program (1239243) og Division of Undergraduate Education (1245680); og Defense Advanced Research Project Agency (DARPA) for å støtte de tidligere stadier av dette arbeidet. De tidligere stadier av dette arbeidet ble utført av AB i Prof Amit Lal laboratorium ved Cornell University. AB takket Ayesa Sinha og Prof Lal for eksperimentell veiledning og idéskaping på det stadiet. Manduca sexta (Linnaeus 1763) ble hentet fra en koloni opprettholdes ved Institutt for biologi ved Duke University, Durham, NC, USA. Møll ble brukt i løpet av fem dager av eklosjonshormon. Vi vil gjerne takke Triangle Biosystems International, spesielt David Juranas og Katy Millay for deres utmerkede teknisk assistanse og bruk av deres Neuroware system. Vi vil også gjerne takke Will Caffey for hans hjelp under eksperimentene.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Coated stainless steel wire A-M Systems 791900 0.008’’ bare, 0.011’’ coated, annealed
Flexible electrode wire Litz or inductor wire can be used. 
Surface-mount FFC connector Hirose Connector FH28E-20S-0.5SH(05)
Tweezers Grobet USA Clean with 70% alcohol before use on the insect.
Kim-Wipes Kimberly-Clark Worldwide 34155 Any size delicate-wipe tissues can be used.
Teflon tape 5 mm width Teflon tape.
Hypodermic Needle Becton Dickinson & Co. 30511 20-30 G hypodermic needle can be used. Video showed 30 G.
Rigid fixation stick Variety of materials can be used (e.g., coffee stirrers)
Insect emergence cage Plastic pet cage lined with packing paper or similar padding. Ventilation holes are needed.
Thermal cauterizer Advanced Meditech International CH-HI CT2103 (tip) Optional equipment used for application of dental wax.
Dental wax Orthomechanics LC., Broken Arrow, Oklahoma Optional material used for stabilizing the electrodes on the insect.
Magnetic levitation platform Custom designed frame fabricated in-house with 3D prototyping.

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Taubes, G. Biologists and engineers create a new generation of robotics that imitate life. Science. 288, (7), 80-83 (2000).
  2. Duch, C., Bayline, R. J., Levine, R. B. Postembryonic development of the dorsal longitudinal flight muscle and its innervation in Manduca sexta. Journal of Comparative Neurology. 422, (1), 1-17 (2000).
  3. Levine, R. B., Morton, D. B., Restifo, L. L. Remodeling of the insect nervous system. Current opinion in neurobiology. 5, (1), 28-35 (1995).
  4. Williams, C. M. Physiology of insect diapause: the role of the brain in the production and termination of pupal dormancy in the giant silkworm Platysamia cecropia. Bio. Bull. 90, 234-243 (1946).
  5. Williams, C. M. The juvenile hormone. II. Its role in the endocrine control of molting, pupation, and adult development in the Cecropia silkworm. Bio. Bull. 121, 572-585 (1961).
  6. Bozkurt, A., Lal, A., Gilmour, R. Radio control of insects for biobotic domestication. 4th International IEEE/EMBS Conference on Neural Engineering. 215-218 (2009).
  7. Bozkurt, A., Gilmour, R. F., Lal, A. In vivo electrochemical characterization of a tissue–electrode interface during metamorphic growth. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 58, (8), 2401-2406 (2011).
  8. Bozkurt, A., Gilmour, R. F., Lal, A. Insect–machine interface based neurocybernetics. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 56, (6), 1727-1733 (2009).
  9. Chapman, R. F. The Insects: Structure and Function. Cambridge University Press. (1998).
  10. Eaton, J. L. Morphology of the head and thorax of the adult tobacco hornworm, Manduca sexta (Lepidoptera:Sphingidae). I. Skeleton and muscles. Annals of the Entomological Society of America. 64, 437-445 (1971).
  11. Resier, M. B., Dickinson, M. H. A modular display system for insect behavioral neuroscience. Journal of Neuroscience Methods. 167, (2), 127-139 (2008).
  12. Dombeck, D. A., Reiser, M. B. Real neuroscience in virtual worlds. Current opinion in neurobiology. 22, (1), 3-10 (2011).
  13. Weir, P. T., Dickinson, M. H. Flying drosophila orient to sky polarization. Current Biology. 22, (1), 21-27 (2012).
  14. Ristroph, L., Bergou, A. J., et al. Discovering the flight autostabilizer of fruit flies by inducing aerial stumbles. Proceedings of the National Academy of Sciences. 107, (11), 4820-4824 (2010).
  15. Strauss, R., Schuster, S., Götz, K. G. Processing of artificial visual feedback in the walking fruit fly Drosophila melanogaster. The Journal of experimental biology. 20, (9), 1281-1296 (1997).
  16. Lindemann, J., Kern, R., Michaelis, C., Meyer, P., van Hateren, J., Egelhaaf, M. FliMax, a novel stimulus device for panoramic and highspeed presentation of behaviourally generated optic flow. Vision Research. 43, (7), 779-791 (2003).
  17. Reiser, M. B., Dickinson, M. H. A modular display system for insect behavioral neuroscience. Journal of neuroscience methods. 167, (2), 127-139 (2008).
  18. Bozkurt, A., Gilmour, R. F., Lal, A. Balloon-assisted flight of radio-controlled insect biobots. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 56, (9), 2304-2307 (2009).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Video Stats