헬싱키 쥐 미세 측벽 동맥류 모델

1Neurosurgery Research Group, University of Helsinki, Helsinki, Finland
Published 10/12/2014
0 Comments
  CITE THIS  SHARE 
Medicine

Your institution must subscribe to JoVE's Medicine section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

Welcome!

Enter your email below to get your free 10 minute trial to JoVE!





By clicking "Submit", you agree to our policies.

 

Summary

Cite this Article

Copy Citation

Marbacher, S., Marjamaa, J., Abdelhameed, E., Hernesniemi, J., Niemelä, M., Frösen, J. The Helsinki Rat Microsurgical Sidewall Aneurysm Model. J. Vis. Exp. (92), e51071, doi:10.3791/51071 (2014).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

실험 동맥류 모델은 임상에 도입되기 전에 새로운 수술 및 혈관 내 치료 방법 및 장치를 테스트하기 위해 필요하다. 또한, 실험 모델은 주머니 모양 동맥류의 파열로 이어지는 복잡한 동맥류 생물학을 규명하기 위해 필요하다.

주머니 모양 동맥류에 대한 실험 모델의 몇 가지 다른 종류의 다른 종에 설립되었다. 그들 중 대부분은, 그러나, 그들의 광범위한 사용을 제한하는, 특별한 기술, 고가의 장비 또는 특수 환경을 필요로한다. A, 간단한 강력하고 저렴한 실험 모델은 다양한 기관에서 표준화 된 방식으로 사용할 수있는 표준화 된 도구로서 필요하다.

미세 쥐의 복부 대 동맥류 측벽 모델은 새로운 혈관 내 치료 전략 및 표준화하고 저렴한에서 동맥류 생물학의 분자 기준을 모두 공부 할 수있는 가능성을 결합방법. 모양, 크기, 형상에 의한 표준화 된 이식은 기증자 쥐의 하행 대동맥에서 수확 후 syngenic받는 사람 쥐에 이식된다. 동맥류는 지속적으로 엔드 - 투 -면을 봉합하거나 infrarenal 복부 대동맥에 9-0 나일론 봉합사를 중단한다.

우리는 필요한 장비에 대한 단계별 절차 지침, 정보를 제공하고, 쥐의 복부 대동맥 측벽 동맥류의 성공적인 미세 창조를위한 중요한 해부학 및 수술 세부 사항을 논의.

Introduction

주머니 모양 뇌동맥 동맥류의 파열은 뇌졸중, 영구적 인 신경 손상 또는 사망에 이르는 생명을 위협하는 출혈이 발생합니다. 파열이 중 미세 클리핑이나 혈관 동맥류 폐색을 방지 할 수있다. 동맥류 성장 및 파열을 방지하기 위해 의료 치료를 아직 확립되어 있지 않다.

주머니 모양 동맥류에 대한 실험 모델은 동맥 동맥류 및 새로운 치료 장치 및 전략의 테스트를위한 생물학을 연구하기 위해 필요하다. 이러한 목적을 위해, 다른 종에서 여러 가지 모델이 개발 한 간행되었다. 돼지, 개, 토끼의 큰 동맥류 모델은 바람직 복잡한 동맥류 아키텍처 1,2에서 혈관 혁신을 테스트하는 데 사용됩니다. 동맥류 뮤린 모델은, 반면에, 유전자 변형 종 3,4 연구 질문 테스트 허용 세포 및 분자 생물학에서 동맥류의 설명을 용이하게큰 종 1보다 훨씬 더 나은 수준. 혈관 트랜스 경동맥 및 트랜스 - 장골 장치 배포가 큰 쥐 제한 (> 400~500g) 및보다 작은 2.0 mm 직경 5,6에서 1.5 mm를 스텐트 있지만, 스텐트는 복부 대동맥에 직접 삽입을 통해 배치 할 수 있습니다 실험 동맥류를 숨겨 세그먼트. 쥐 미세 복부 대 동맥류 측벽 모델을 사용하여 이전 작업은 테스트 소설 전성 장치에있는 그것의 타당성 및 동맥류 생물학 3,7의 분자 기초를 공부에서의 사용을 보여 주었다.

현재 게시 된 실험 동맥류 모델의 대부분은 고가의 장비, 특수 환경 (투시 기능을 예를 들면 멸균 조작 실), 중재 적 방사선 능력, 비싼 종의 사용을 필요로한다. 이러한 요구 사항은 이러한 모델의 광범위한 사용을 제한하고, M 개의 상이한 실험실에서 다른 모델의 사용으로 이어질akes 데이터 비교 및​​ 메타 분석 불가능하지는 않지만 어렵다. A, 간단한 강력하고 저렴한 실험 모델은 상이한 기관에서 유사한 결과를 얻기 위하여 여러 실험실에서 표준화 된 방식으로 사용할 수있는 표준화 된 도구로서 필요하다. 이러한 목적을 위해, 우리는 래트 대동맥 측벽 주머니 모양 동맥 동맥류 모델을 만들었다.

이 보고서의 목적은 필요한 장비에 대한 단계별 절차 지침, 정보를 제공하고, 쥐의 복부 대동맥 측벽 동맥류의 성공적인 미세 창조를위한 중요한 해부학 및 수술 특성을 설명하는 것입니다.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

참고 : 남성의 Wistar 쥐 (평균 체중 : 356 ± 44g, 10~14주 이전) 22 ~ 24 ° C와 12 시간 조명 / 펠렛 다이어트에 무료로 액세스, 일반 수돗물 어두운 사이클 동물 실에 보관 하였다 또한 제도적 지침을 준수 인간적인 치료를 받았다. 실험은 검토하고 핀란드 헬싱키 대학의 동물 복지위원회에 의해 승인되었다.

참고 : medetomidine 하이드로 클로라이드 (0.5 ㎎ / ㎏)와 케타민 염산염의 복강 내 주사 (50 ㎎ / ㎏)의 체중 적응 피하 주사로 쥐를 마취 다음 데모에서는 우리의 수술 방법은 다음과 같습니다. 발가락 - 핀치 반사의 부족에 대한 테스트는 쥐가 완전히 마취되어 있는지 확인합니다. 예를 클로르헥시딘에 대한, 중 알코올이나 물, 눈 연고를 적용 수술 부위를 클립하고, 적절한 소독제로 피부를 청소하십시오. 보호 복, 헤드 커버 및 얼굴에 넣어 손을 씻으십시오마스크 및 무균 수술 장갑. 무균 수술 환경을 유지하는 수술 보조 지원을하고 (표 1에 표시) 수술의 특성을 문서화 할 수 있습니다. 유해 자극 (발가락 핀치 테스트)에 호흡, 심장 박동, 반응에 따라 수술 중 마취 15 분마다의 깊이를 모니터링합니다. 부 프레 노르 핀 (0.03 ㎎ / ㎏)의 피하 주사는 수술 후 진통을위한 것으로 매 12 시간 필요한 경우 반복 하였다.

1 하드웨어, 소모품, 및 위치

  1. 조용하고 작은 동물 수술 방을 유지 무균, 23 + 3 ° C의 실내 온도를 유지한다. 다음과 같은 최소한의 장비가 필요한 실험 동맥류 수술을 수행하려면 :
    1. 이상적으로 보조 범위와 디지털 현미경 카메라가 장착 된 테이블 위에 수술 현미경을 사용합니다. 실험실 벤치를 보호하기 위해 비 다공성 재사용 운영 표면과 청소 가능 악기 표면을 사용합니다.
    2. 외과 용 가위, 조직 겸자, 연부 조직 확장기 또는 자체 유지 견인기, 두 개의 모기 외과 클램프 : 다음과 같은 표준 수술 도구를 사용합니다.
    3. 곡선 미세 바늘 홀더, 곡선 하나와 두 개의 직선 microforceps하고, 직선 또는 곡선 microscissor ​​: 포함 기본 미세 악기 세트를 사용합니다.
    4. 수술 중 끈적하고 깨끗한 장비를 유지하기 위해 멸균 식염수로 가득 신장 접시에 미세 악기를 보관하십시오. 신장 요리는 고무 매트 또는 마이크로 악기의 선단의 손상을 방지하기 위해 수술 장갑으로 패딩된다. 모든 공급 멸균 및 절차는 실험 동물에서 생존 수술에 대한 현재의 권장 사항에 따라 무균 기술로 수행되었는지 확인
    5. 또한, 혈관 클립 어플리케이터 세 외상 임시 혈관 클램프를 사용한다. 그것은 사용 클램프 래트 대동맥 매우 얇은 벽으로 부상을 방지 낮은 닫는 힘이 중요하다. 또한 반 밀리미터 스케일 바, 작은 색깔의 고무 패드, 짧은 무딘 바늘 통치자를 준비합니다.
    6. , 앙와위에서 쥐를 배치로 전면을 고정화하고 피부에 스트레칭이나 압축을 적용하지 않고 수술 테이프로 발을 뒷다​​리, 그리고 뒷면의 목재 영역 아래에 배치하여 두꺼운 마커 또는 소작 펜으로 자신의 등을 구부리십시오. 그것은 미세 문합을 용이 infrarenal 대동맥 복막 노광 및 접근성을 향상시키기 위해 가능한 한 많은 요추 전만을 얻는 것이 중요하다. 이 위치는 복부 대동맥 동맥류 작성을 권장하지만, 흉부 이식 수확에 필요한되지 않습니다.

2 이식 수확

  1. U파인더 전신 마취, 흉강을 열고 (이식 허혈 시작 시간). 쥐가 다음 단계를 진행하기 전에 응답하지 않는 것을 확인하기 위해 유해 발가락 핀치를 적용합니다. midventral 복벽을 통해 자르고, 단지 간 위에 진동판을 식별하고, 흉곽에 대한 액세스를 허용하도록 진동판의 하부에서 결합 조직을 잘라. 리브의 실수로 큰 위, 아래로 무딘면, 그냥 일cm 왼쪽과 흉곽의 정중선의 오른쪽 흉강을 엽니 다. 폐는 심장의 오른쪽에 동원된다. 케타민 hydrochloride.Pulmonary 트렁크 왼쪽 쇄골 하 정맥의 심장 내 주입, 왼쪽 뇌 대정맥과 했나봐하여 쥐를 희생하고 azygous 정맥 근위 흉부 대동맥의 수확을 방해.
  2. 꼬리는 눈에 띄는 혈관에 마이크로 가위 microforceps를 사용하여 하행 흉부 대동맥 박리를 시작하는 좋은 엔트리 포인트가있다.
  3. 흉부 대동맥 B를 추적위쪽으로 모기 외과 클램프와 부드러운 무딘 후퇴와 절개에 의한 대동맥 궁에 가슴의 등쪽 벽에서 ACK.
  4. 클램프 한 다음 가위로 정맥을 잘라. 혈관에 클램프를 유지하고 기본 대동맥 궁을 노출 트랙터로 사용합니다.
  5. 단지 대동맥을 떠나 첫 번째 늑간 동맥 위에 비 흡수성 6-0 실크 봉합사를 놓습니다.
  6. 단지 왼쪽 쇄골 하 동맥 아래에 다음 합자 아래 하행 대동맥을 잘라. 트리밍은 수직 표준화 동맥류 형상을 얻기 위해 수행 될 수 있고, 또는 필요한 경우, 대동맥 동맥류와의 축 사이의 소정 각도를 얻기 위해. 폭과 길이 이식을 측정합니다.
    NOTE : 수확 역시 즉시 이식받는 쥐에 이식하거나, 상기 그래프트 벽의 탈세 포화를 달성하기 위하여 처리 될 수있다. Decellularized 이식은 나중에 다시 주입 (그림 1)까지 -4 섭씨 온도에서 저장 될 수있다. 목동맥류 벽의 전자 탈세 포화는 11를 확대 동맥류 걸리기 쉬운 것으로 나타났다.

3 이식 탈세 포화

  1. 정지 기증자 이식 인산염에 C ° -4 완충 식염수.
  2. 다음 날, 이식을 녹여 상온에서 정제 및 탈 이온수로 세척하고, 0.1 % 황산 도데 실 나트륨에 37 ° C에서 10 시간 동안 배양한다.
  3. 마지막으로, 교반과 함께 황산 도데 실 나트륨 처리 이식을 세 번 씻어 인산염 완충 생리 식염수에 다시 냉동 및하시오 -4 ° C 사용할 때까지.

4 동맥류 만들기

  1. 복부 대동맥의 해부
    1. 동물을 마취 한 후 수술 부위에서 털을 잘라 내고 적합한 살균제로 피부를 깨끗하게. 종래의 피부 절개에 토인 핀치 응답의 부족에 대한 시험. 성기에 절개 1cm 근위 시작 전N midventral 위치 (단계 : 시작 시간). 조심스럽게 기본 근육으로부터 피부를 구분합니다. 흉골 아래 1~2cm 최종 해부.
    2. 조심스럽게 단단히 기본 장기에 손상을 방지하기 위해 기본이되는 복부 근육을 잡아 당깁니다. 칼 모양의 프로세스에 위쪽으로 원격 교육의 알바을 따라 종 방향 절단을 확장 및 방광의 수준에서 꼬리 방향으로 끝난다.
    3. 부드럽게 복막 공간에 대한 액세스를 용이하게하기 위해 그것을 비우기 방광에 압력을 적용한다.
    4. 소장하고 오른쪽 또는 왼쪽으로 눈에 띄는 맹장 이동합니다. 복강의 왼쪽 하단에있는 대장에게 즉 하행 결장을 확인합니다.
    5. 등쪽 체벽의 넓은 노출을 허용하는 소장 및 두개골 방향으로 하강 콜론 사이의 인대를 잘라. 떨어져 창자를 보유하는 자체 유지 견인기를 놓습니다.
    6. 엔드 - 투 - 사이드 동맥류 문합 난의 이상적인 위치신장과 iliolumbar 맥 사이의 레벨에있는 s의. 복부 대동맥은 지방 조직에 포함 된 복막을있다. 해부하는 동안 쌍 거의 투명 요관 및 고환의 혈관에 특히주의를 기울이십시오.
    7. 내장의 추가 후퇴가 필요한 경우, 큰 스왑 거즈를 사용한다. 쥐의 허리 아래 소작 펜 또는 유사 물체를 배치하여 위치하는 동안 유도 요추 전만은 크게 장 후퇴의 필요성을 감소시킨다.
    8. 등쪽 체벽의 복부 표면은 얇은 정수리 복막으로 덮여있다. 이가 개방되면, 바로 아래 대동맥을 시각화. 인접한 큰 혈관에서 복부 대동맥 조심 날카로운 무딘 절개 중에 혈관 벽의 손상을 방지하기 만 외막을 파악.
    9. 가끔, 작은 척추 동맥은 복부 대동맥의 등면에서 분절 선박으로 일어나 준비를 방해합니다. 혈관의 결찰 및 절단은 옛 성은입니다동맥류 봉합 동안 역행 흘러 나오지 않도록 DED. 곡선 형 마이크​​로 핀셋을 사용하면 깊이 합자 배치를 용이하게 할 수있다.
  2. 엔드 - 투 - 측면 문합
    1. 복부 대동맥 아래 색깔의 고무 패드를 넣고 작은 거즈 면봉을 대다. 계획된 문 합부의 수준에서 느슨한 결합 조직 및 외막을 제거합니다.
    2. 첫째, 다음 근위부 문합에 복부 대동맥의 원위부 클램프 (대동맥 차단 시간을 시작). 이것은 용기의 충전을 보장 회사 및 후속 arteriotomy을 용이하게한다.
    3. 직선 또는 곡선 마이크로 가위를 사용하여 arteriotomy를 수행합니다. 마이크로 집게 타원형를 잘라하기 위해 혈관 벽의 아주 작은 조각을 보유하고있다.
    4. 끝이 무딘 바늘을 사용하여 두 방향으로 식염수로 완전히 동맥을 세척합니다.
    5. (arteriotomy의 근위 및 원위 단부에서이 엔드 - 투 - 측면 문합이 봉합 제를 배치 문합 시작 시간). 가능하면 마이크로 포셉으로 혈관 벽의 잡지 마십시오. 각 봉합은 혈관벽의 모든 층을 통해 배치되어 있는지 확인합니다.
    6. 중 연속 또는 중단 봉합사로 봉합을 수행합니다. 중단 봉합을 선택하면 먼저 뒷면 구 시방 봉합을 배치합니다. 후속 봉합사는 봉합사 최초 인접 시작 이격 될 수있다. 조심스럽게 외막을 잡고. 내막의 압착 / 파지을 피하십시오.
    7. 다시 벽이 완료되면 잘못된 봉합의 문합의 endoluminal 부분을 확인합니다. 전방 측에 동일한 순서로 동일한 절차를 수행한다. 봉합 당 세 노트의 총의 첫번째가 너무 꽉 회사가 아닌 지 확인합니다.
  3. 지혈 및 폐쇄
    1. 측면 문합에 단부 (끝 문합 시간)을 완료 한 후, 생리 식염수와 사이트 린스 및 (역류를 허용하는 제 1 단부 대동맥 시간과 종료 그래프트 허혈 TI 클램핑을 원위 클램프를 제거나).
    2. 명백한 출혈 여분 스티치가 필요할 수있다 역류로부터 발생하는 경우 (지혈 개시 시간). 마이너 스며 경우, 거즈 면봉의 작은 조각을 이용하여 출혈 사이트 위에 부드러운 압력으로 지혈을 달성한다.
    3. , 근위 혈관 클램프를 제거 한 번 더 문 합부를 씻어하고, 동맥류 돔에서 합자의 나머지 끝을 잘라.
    4. 피크 동맥 맥파 중 동맥류의 볼륨 증가의 관찰에 의해 동맥류의 개통을 확인합니다. 직접 "착유 테스트"를 통해 말초 복부 동맥의 개통을 평가합니다.
    5. 플라스틱 시트와 아래에있는 작은 거즈 면봉을 제거합니다. 생성 된 동맥류 내에서 맥동 혈액 소용돌이는 명확하게 볼 수 있습니다.
    6. 작은 돌아 다니며 여전히 존재하는 경우 (지혈의 종료 시간) 추가 지혈을위한 지방 조직 또는 Spongostan의 작은 조각으로 문합 주위 봉합 라인을 커버.
    7. 연부 조직 확장기와 거즈 면봉을 제거합니다.다시 올바른 위치에 소장, 맹장, 그리고 지방 질량을 놓습니다.
    8. 5-0, 4-0, 또는 3-0 3-0 흡수성 polyfilament 봉합 (끝 동작 시간)으로 연속 봉합 기술을 사용하여 피부에 상처 폐쇄 다음 흡수성 또는 비 흡수성 봉합사를 사용하여 중간 선 복부 근육을 닫습니다. 참고 : 우리의 경험 쥐 비 흡수성 모노 필라멘트 봉합사보다 흡수성 피부 봉합을 허용합니다.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

파일럿 시리즈는 14 쥐를 구성. 그 후 84 동물의 총은 2012 년 추가 29 동물 동맥 주머니 모양 이식을위한 기증자 역임 월과 9 월 사이에 몇 가지 연구 프로젝트에 대한 발표 프로토콜에 따라 운영되었다. 나머지 실험 수확과 동일한 성별, 스트레인, 체중, 연령의 래트를 사용하여 이전의 실험에서 저장된 전처리 이식편을 사용하여 수행 하였다.

체중, 전체 운전 시간, 대동맥 차단 시간, 문합 창조를위한 시간, 시간은 문합 작성, 이식 허혈 시간 후 지혈하고, 창조의 시간 (동맥류의 폭과 길이)에서 동맥류의 크기가 기록 및 작성 사례 보고서 양식에서 추출 된 . 모든 특성을 요약하면 표 1과 그림 1에서 시각입니다.

아브 인해 혈전증의 제 2 동작을 시행 한 동물을 제외문 합부에하면 악 대동맥 원위부는 시술 전후 사망률이나 이환율 없었다. 수술 시간을 평균하면보다 52 분 (52 ± 12 분)이었다. 동계 동맥류의 이식 동물에서 (N = 21) 이식 허혈 시간은 29 ± 7 분이었다 의미한다. 전체 평균 대동맥 차단 시간은 25 ± 7 분이었다. 크기의 낮은 편차를 일정하게 밝혀 동맥류의 크기는 (폭 2.5 ± 0.2 mm 평균 길이 3.8 ± 0.2 mm를 의미).

수집 된 데이터는 통계 소프트웨어를 사용하여 설명 적 분석 및 시각화를 시행 하였다. 값은 평균 ± 표준 편차 (SD) 및 95 % 신뢰 구간 (CI)로 표현된다.

그림 1
그림 1 :. 비 Decellularized 또는 Decellularized 이식은 흉부 대동맥에서 처리되지 않은 원시 기증자 이식 즉시받는 사람 쥐에 다시 주입한다 (1). 이식가되게합니다decellularized 재 주입 될 때까지 황산 도데 실 나트륨 (SDS) 및 저장 -4 섭씨 온도로 처리된다 (2). 조직 학적 패널 치료 (왼쪽)와 decellularized (오른쪽) 이식 벽을 통해 종단면을 보여줍니다. 헤 마톡 실린 - 에오신 염색.

그림이
그림 2 : 수술 특징. 그래프는 하나의 데이터 값의 분포 (작은 검은 점), 데이터 평균 (굵은 긴 막대)과 표준 편차 (오차 막대)를 시각화. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

특징 평균 ± SD 상위 95 % CI - 낮은
평균 체중 (g) 363 47 350-373
수술 시간은 평균 (분) 50 11 48-53
대동맥 차단 시간 평균 (분) 25 7 23-27
문합 평균 시간 (분) 18 6 16-19
지혈의 평균 시간 (분) 2-3
이식 허혈 시간 평균 (분) 29 7 26-32
동맥류 폭 (mm)를 의미 2.5 0.2 2.4-2.5
동맥류 길이 (mm)를 의미 3.7 0.5 3.5-3.8

표 1 : 수술 특징. SD = 표준 편차; CI = 신뢰 구간

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

주머니 모양 뇌동맥 동맥류의 복잡한 생물학에 대한 우리의 이해의 발전은 동물 모델 3,12,13 환자의 샘플 및 실험 연구에 실험 연구에 의해 보완 역학 및 임상 데이터의 분석에 따라 달라집니다.

예를 들면 쥐와 같은 작은 동물은 본질적으로 실험 주택의 낮은 비용과 관련, 전문 장비의 필요성을 줄일 수 있습니다. 쥐의 측벽 동맥류의 미세 창조를위한 60 분 미만의 평균 총 수술 시간은 토끼, 개 2,14,15에서 더 복잡한 미세 정맥 파우치 동맥 분기 동맥류의 생성에 사용되는 시간보다 훨씬 짧다. 낮은 비용과 동맥류 창조의 빠른 방법의 장점은 실험의 더 많은 수의 후속 증가 통계 학적으로 연구의 전도를 용이하게 할 수있다. 또한, 현재의 뮤린 모델이 성공적 researc 응답하도록 구현되었다 형질 전환 동물 3,4를 포함하여 더 정교한 실험 방법을 필요로하는 시간 질문. 측벽 동맥류의 창조를위한 마우스를 사용하는 경우 중단 필요한 11-0 봉합 추가 미세 기술을 필요로하는, 일 필요가 염두에 두어야합니다. 마우스에서 제시 동맥류 모델의 성능은 높은 사망률과 관련이 있습니다 (30 %, 주로 유체 균형과 마취 마우스 대동맥의 직경이 작은 (0.5 mm)의 합병증) 3.

쥐 동맥류 모델의 기본 원리는 단시간에 습득 할 수있다. 설치류 미세의 입문 과정이 운영 현미경으로 해부와 봉합 기법을 수행하기에 미경 연구자들에게 추천합니다. 제시된 프로토콜에 강조 주요 단계는 상기 절차를 단순화하는 것이다. 특히주의 인접한 큰 정맥에서 복부 대동맥의 박리시 행사해야한다.

ntent은 "> 중간 크기의 쥐의 작은 말초 혈관의 직경은 트랜스 경동맥 및 트랜스 - 장골 혈관 내 장치 배포를 만드는 어려운 5,6. 그러나, 장치도 끝나기 전에 실험 동맥류에 직접 복부 대동맥에 삽입 또는 직접 배치를 통해 배치 할 수 있습니다 로의 사이트는 목 잔해에서 7,16. 부피 변화를 문합 및 동맥류의 형상은 직렬 및 비 침습적 고주파 초음파, 마이크로-CT, 또는 고해상도 자기 공명 혈관 조영술 (16) 추적 할 수 있습니다. 이전 실험은 전반적으로 높은 것으로 밝혀 실험 동맥류의 하나의 경우 상당한 성장이나 팽창을 제외하고 주 산기 또는 내부 절차 항 응고 및 antiaggregation 3,7,16없이 만든 후 육주의 추적 관찰.에서 92.5 %의 개존율은 관찰되지 않았다 그리고 그들 중 누구도 3 파열 없습니다.

그러나, 수확 된 이식편은 decellularized 경우 동맥류 DEM혈전증, 재 개통, 성장, 및 (11)의 파단이 이종 패턴을 onstrate. 후자의 연구에서 성장 동맥류는 뚜렷한 외막 섬유화와 염증, 완벽한 벽 중단을 입증하고, 조직화 관내 혈전에서 호중구의 축적을 증가했다. 이러한 방식으로 모델 동맥류 파열 성장을 연구 할 수 있으며, 잠재적으로 성장하기 쉬운 동맥류 파열에 색전 장치에 의해 유도 된 생물학적 반응을 평가하기 위해 사용될 수있다. 이상적으로 색전 할 수있는 사용 가능한 동맥류 모델 중에 인간의 주머니 모양 뇌동맥 동맥류를 대표하거나 동맥류 형성 파열 뒤에 정확한 pathobiology를 재현.

그것은 어느 정도 이식 (정맥 또는 동맥 파우치) 및 angioarchitecture (측벽 또는 분기 구조)의 선택의 선택은 임상 적으로 결과의 번역에 영향을 미치는 논쟁의 문제가 남아있다. 물론 다른 모델은 서로 다른 최적 아르목적은, 특정 기관에 매우 높은 수준으로 최적화 될 수있다. 제시된 모델은 다른 모델이 쓸모 없게 만들지는 않을 것입니다. 조사는 다른 기술 모델과 동물 최고의 실험의 목표에 맞는 것을, 실제 고려 사항 및 실험실 환경의 넓은 범위에서 선택할 필요는 유지됩니다.

그러나, 일부 실험은 이상적으로 데이터와 장치 또는 치료 나은 비교를 허용하기 위해, 다양한 기관 및 연구소에서 동일 표준 모델에서 수행되어야한다. 현재까지이 혈관 내 장치의 표준화 된 시험에 대한 가이드 라인은 임상 적 적용에 앞서 없으며, 동물 모델은 하나를 과소 상태로 유지됩니다. 표준화 된 모델은 한 번 다기관 무작위 임상 시험은 또한 연구의이 필드에 등장 중요성을 얻게 될 것이다.

미세 동맥류 작성 이식 기원, 볼륨에 오리피스 비율 및 부모 용기의 표준화를 할 수 있습니다장축 각도 동맥류한다. 제시된 기술은 부모 동맥 최소한의 동맥류의 크기, 위치의 변화와 관련하여 표준화 된 동맥류를 생성하는 것을 목표로한다. 표준화와 상대적으로 낮은 비용이 높은 수준의 모델 후 다른 더 복잡하고 고가의 모델에서 테스트 색전 물질 및 장치를 테스트 할 수있는 좋은 도구합니다.

결론적으로 제시 미세 측벽 쥐 동맥류 모델은 크기, 모양 및 부모 동맥 관련하여 동맥류의 기하학적 구성에 의해 표준화되어 실험 동맥류를 만들 수있는 빠르고, 저렴하고 일관된 방법입니다.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

저자는 사용 된 약물 물질 또는 장치 중 임의 재정적 또는 상업적 관심이 없다.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Medetomidine Any genericon
Ketamin Any genericon
Buprenorphine Any genericon
Phosphate buffered saline
Sodium dodecyl sulfate (0.1%)
3-0 resorbable suture Ethicon Inc., USA VCP824G
5-0 non absorbable suture Ethicon Inc., USA 8618G
6-0 non absorbable silk suture B. Braun, Germany C0761060
9-0 nylon micro suture B. Braun, Germany G1118471
Spongostan Ethicon Inc., USA MS0002
Operation microscope Leica , Germany M651
Digital microscope camera Sony, Japan SSC-DC58AP
Standard surgical instruments B. Braun, Germany Multiple See protocol 1.4
Microsurgical instruments B. Braun, Germany Multiple See protocol 1.5
Vascular clip applicator B. Braun, Germany FT495T
Temporary vascular clamps B. Braun, Germany FT250T
Graph Pad Prism statistical software  GraphPad Software, San Diego, California, USA V 6.02 for Windows

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Bouzeghrane, F., et al. In vivo experimental intracranial aneurysm models: a systematic review. AJNR Am J Neuroradiol. 31, 418-423 (2010).
  2. Marbacher, S., et al. Complex bilobular, bisaccular, and broad-neck microsurgical aneurysm formation in the rabbit bifurcation model for the study of upcoming endovascular techniques. AJNR. American journal of neuroradiology. 32, 772-777 (2011).
  3. Frosen, J., et al. Contribution of mural and bone marrow-derived neointimal cells to thrombus organization and wall remodeling in a microsurgical murine saccular aneurysm model. Neurosurgery. 58, 936-944 (2006).
  4. Marjamaa, J., et al. Mice with a deletion in the first intron of the Col1a1 gene develop dissection and rupture of aorta in the absence of aneurysms: high-resolution magnetic resonance imaging. at 4.7 T, of the aorta and cerebral arteries. Magn Reson Med. 55, 592-597 (2006).
  5. Oyamada, S., et al. Trans-iliac rat aorta stenting: a novel high throughput preclinical stent model for restenosis and thrombosis. The Journal of surgical research. 166-191 (2011).
  6. Lowe, H. C., James, B., Khachigian, L. M. A novel model of in-stent restenosis: rat aortic stenting. Heart. 91, 393-395 (2005).
  7. Marjamaa, J., et al. Occlusion of neck remnant in experimental rat aneurysms after treatment with platinum- or polyglycolic-polylactic acid-coated coils. Surg Neurol. 71, 458-465 (2009).
  8. with the support of the NC3Rs. Aseptic Technique in Rodent Surgery. Newcastle University. cited 2014 Oct 3] Available from: http://www.procedureswithcare.org.uk/aseptic-technique-in-rodent-surgery (2014).
  9. Bernal, J., et al. Guidelines for rodent survival surgery. Journal of investigative surgery : the official journal of the Academy of Surgical Research. 22, 445-451 (2009).
  10. Pritchett-Corning, K. R., Luo, Y., Mulder, G. B., White, W. J. Principles of rodent surgery for the new. (2011).
  11. Marbacher, S., et al. Loss of mural cells leads to wall degeneration, aneurysm growth, and eventual rupture in a rat aneurysm model. Stroke. 45, 248-254 (2014).
  12. Frosen, J., et al. Remodeling of saccular cerebral artery aneurysm wall is associated with rupture: histological analysis of 24 unruptured and 42 ruptured cases. Stroke. 35, 2287-2293 (2004).
  13. Frosen, J., et al. Saccular intracranial aneurysm: pathology and mechanisms. Acta neuropathologica. 123-773 (2012).
  14. Ysuda, R., Strother, C. M., Aagaard-Kienitz, B., Pulfer, K., Consigny, D. A large and giant bifurcation aneurysm model in canines: proof of feasibility. AJNR Am J Neuroradiol. 33, 507-512 (2012).
  15. Sherif, C., et al. Microsurgical venous pouch arterial-bifurcation aneurysms in the rabbit model: technical aspects. Journal of visualized experiments : JoVE. (2011).
  16. Marjamaa, J., et al. High-resolution TOF MR angiography at 4.7 Tesla for volumetric and morphologic evaluation of coiled aneurysm neck remnants in a rat model. Acta Radiol. 52, 340-348 (2011).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Video Stats