Der Rat von Helsinki Mikroseitenwand Aneurysma Modell

1Neurosurgery Research Group, University of Helsinki, Helsinki, Finland
Published 10/12/2014
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Medicine

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Marbacher, S., Marjamaa, J., Abdelhameed, E., Hernesniemi, J., Niemelä, M., Frösen, J. The Helsinki Rat Microsurgical Sidewall Aneurysm Model. J. Vis. Exp. (92), e51071, doi:10.3791/51071 (2014).

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Abstract

Experimentelle sackförmigen Aneurysmas Modelle sind für die Prüfung neuartige chirurgische und endovaskuläre Behandlungsmöglichkeiten und Geräte, bevor sie in die klinische Praxis eingeführt werden, erforderlich. Darüber hinaus werden experimentelle Modelle benötigt, um die komplexe Biologie Aneurysma, die zu der sackförmigen Aneurysmen reißen aufzuklären.

Mehrere verschiedene Arten von experimentellen Modellen für sackförmige Aneurysmen in verschiedenen Spezies nachgewiesen. Viele von ihnen erfordern jedoch besondere Fähigkeiten, teure Ausrüstung oder spezielle Umgebungen, was ihre weitverbreitete Verwendung einschränkt. Eine einfache, robuste und kostengünstige Versuchsmodell wird als standardisiertes Werkzeug, das in standardisierter Weise in verschiedenen Einrichtungen verwendet werden können, erforderlich.

Die mikrochirurgische Ratte Bauch-Aorten-Aneurysma Seitenwand Modell kombiniert die Möglichkeit, sowohl neue endovaskuläre Behandlungsstrategien und die molekularen Grundlagen der Biologie Aneurysma in einem standardisierten und preiswert studierenWeise. Standardisierten Transplantate durch Form, Größe und Geometrie von Aorta descendens einer Spenderratte geerntet und dann mit einem syngenen Ratten-Empfänger transplantiert. Aneurysmen sind mit durchgehenden Naht Ende-zu-Seite oder unterbrochen 9-0 Nylonnaht an der infrarenalen Bauchaorta.

Wir präsentieren die Schritt-für-Schritt-Handlungsanweisungen, Informationen über notwendige Ausrüstung und diskutieren wichtige anatomische und chirurgische Details für eine erfolgreiche mikro Schaffung eines Bauch-Aorten-Aneurysma Seitenwand in der Ratte.

Introduction

Bruch einer sackförmigen Hirnarterie Aneurysma verursacht lebensbedrohliche Blutung, die zu Schlaganfall, bleibende neurologische Schäden oder Tod. Bruch kann entweder durch mikrochirurgische Clipping oder endovaskuläre Aneurysma Okklusion verhindert werden. Eine medizinische Behandlung, um Aneurysma Wachstum und Bruch zu verhindern, ist noch nicht erwiesen.

Versuchsmodellen für sackförmige Aneurysmen sind erforderlich, um die Biologie von Aneurysmen und zum Testen neuer therapeutischer Vorrichtungen und Strategien zu studieren. Für diese Zwecke sind mehrere verschiedene Modelle in unterschiedlichen Spezies entwickelt und veröffentlicht 1. Vorzugsweise größer Aneurysma Modelle in Schweinen, Hunden und Kaninchen zur endovaskulären Aneurysma Innovationen in komplexen Architektur 1,2 testen. Murine Aneurysma Modelle, auf der anderen Seite, lassen die Prüfung Forschungsfragen in gentechnisch veränderten Arten 3,4 und erleichtern Klärung Aneurysma Biologie auf zellulärer und molekularerNiveau weit besser als größere Arten 1. Obwohl endovaskulären trans carotis und trans-iliaca-Einsetzungs an Ratten größer begrenzt (> 400-500 g) und Stents kleiner als 2,0 mm und 1,5 mm im Durchmesser 5,6 Stents kann auch durch direkte Einführung in die Aorta abdominalis platziert werden Segment beherbergen die experimentellen Aneurysmen. Frühere Arbeiten mit der Ratte mikro Bauch-Aorten-Aneurysma Seitenwand Modell demonstriert die Machbarkeit in der Prüfung Roman embolischen Geräte und ihre Verwendung bei der Untersuchung der molekularen Grundlagen der Biologie Aneurysma 3,7.

Viele der aktuell veröffentlichten experimentellen sackförmigen Aneurysmas Modelle erfordern teure Ausrüstung, spezielle Umgebungen (zB sterile OP-Sälen mit Durchleuchtung Fähigkeiten), der interventionellen Radiologie Kompetenz, oder die Verwendung von teuren Arten. Diese Anforderungen schränken die weit verbreitete Verwendung dieser Modelle, und führen zu der Verwendung von verschiedenen Modellen in verschiedenen Laboratorien, worin MFlocken Datenvergleich und Meta-Analyse schwierig, wenn nicht unmöglich. Eine einfache, robuste und kostengünstige Versuchsmodell wird als standardisiertes Tool, das in einer standardisierten Art und Weise in verschiedenen Labors, um vergleichbare Ergebnisse von verschiedenen Institutionen erhalten verwendet werden können, benötigt. Zu diesem Zweck haben wir die Rattenaorta Seitenwand sackförmiges Aneurysma arteriellen Modell erstellt.

Das Ziel dieses Berichts ist es, Schritt-für-Schritt-Handlungsanweisungen, Informationen über notwendige Ausrüstung zu präsentieren und wichtige anatomische und chirurgische Eigenschaften für die erfolgreiche Schaffung von mikro Bauch-Aorten-Aneurysmen Seitenwand in der Ratte zu diskutieren.

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Protocol

HINWEIS: Männliche Wistar-Ratten (mittleres Körpergewicht: 356 ± 44 g, 10-14 Wochen alt) wurden in der Tierraum bei 22-24 ° C und 12 Stunden Licht / Dunkel-Zyklus mit freiem Zugang zu Pellet-Ernährung, regelmäßige Leitungswasser untergebracht und auch humane Pflege im Einklang mit den Richtlinien des Instituts erhalten. Die Experimente wurden überprüft und vom Ausschuss für Tierschutz an der Universität Helsinki, Finnland zugelassen.

HINWEIS: In der folgenden Demonstration unserer chirurgischen Verfahren ist wie folgt: die Ratten Anesthetize Gewichtsangepassten subkutane Injektion von Medetomidin-Hydrochlorid (0,5 mg / kg) und die intraperitoneale Injektion von Ketamin-Hydrochlorid (50 mg / kg). Test für den Mangel an einer Zehenreflex Klemm zu bestätigen, dass die Ratten vollständig betäubt wird. Augensalbe anwenden, Clip die Operationsstelle, und reinigen Sie die Haut mit einem geeigneten Desinfektionsmittel, zum Beispiel Chlorhexidin, entweder in Alkohol oder Wasser. Hände waschen, auf Schutzkleidung, eine Kopfhaube und Gesicht zaubernMaske und sterile Handschuhe. Haben einen chirurgischen Assistenten helfen bei der aseptischen Operationsbedingungen und die chirurgische Eigenschaften zu dokumentieren (wie in Tabelle 1 aufgeführt). Überwachen Sie die Tiefe der Narkose alle 15 min während der Operation durch folgende Atemfrequenz, Herzfrequenz, und der Reaktion auf Schmerzreiz (toe Prise Test). Die subkutane Injektion von Buprenorphin (0,03 mg / kg) wurde für postoperative Analgesie gegeben und gegebenenfalls wiederholt alle 12 Stunden.

1. Hardware, Verbrauchsmaterialien und Positionierung

  1. Halten Sie die Kleintierchirurgie Zimmer ruhig, aseptisch, und die Raumtemperatur auf 23 ° C +/- 3 zu halten. Um die experimentellen Aneurysmachirurgie der folgende minimale Ausrüstung notwendig ist, durchführen:
    1. Verwenden Sie eine Tischplatte Operationsmikroskop idealerweise mit einem Assistenten Umfang und Digital-Mikroskop-Kamera ausgestattet. Verwenden Sie nicht porös wiederverwendbar Betriebsfläche und zu reinigen Instrument Oberfläche, um die Labortisch zu schützen.
    2. Verwenden Sie die folgenden Standard-OP-Instrumente: Chirurgische Scheren, Pinzetten, Weichteilspreizer oder Wundspreizer, und zwei Mosquito chirurgische Klammern.
    3. Verwenden Sie ein mikrochirurgisches Instrument Grundsatz, der folgendes beinhaltet: Gebogene Mikronadelhalter, eine gekrümmte und zwei geraden Mikropinzetten, und einen geraden oder gebogenen microscissor.
    4. Halten Sie die mikrochirurgischen Instrumente in einer Nierenschale mit steriler Kochsalzlösung gefüllt, um das Instrument nicht klebrig und sauber während der Operation zu halten. Die Nierenschale mit Gummimatte oder ein OP-Handschuh, um Schäden an den Spitzen der Mikroinstrumenten verhindern gepolstert. Stellen Sie sicher, dass alle Lieferungen sind steril und das Verfahren wird mit aseptischer Technik nach den aktuellen Empfehlungen für das Überleben der Operation an Labortieren durchgeführt
    5. Darüber hinaus verwenden Sie einen Gefäß Clipapplikator und drei temporäre atraumatische Gefäßklemmen. Es ist wichtig, daß die verwendeten Klemmen weisen eine geringe Schließkraft, um eine Verletzung der sehr dünnen Wand der Aorta von Ratten zu verhindern. Bereiten auch ein Lineal mit Halbmillimeterskala Bars, einem kleinen farbigen Gummi-Pad, und eine kurze stumpfe Nadel.
    6. Legen Sie die Ratten in Rückenlage, zu immobilisieren vorne und Hinterpfoten mit chirurgischen Band ohne Anwendung Dehnung oder Kompression auf die Haut und beugen den Rücken mit einem dicken Marker oder Stift Kauter, indem er unter der Holz Bereich des Rückens. Es ist wichtig, so viel wie Lordose der Lendenwirbelsäule möglich ist, um Belichtung und retroperitonealen Zugang zu der infrarenalen Aorta, die mikro Anastomose erleichtert Verbesserung erhalten. Diese Positionierung wird für die Bauch-Aorta Aneurysma Schaffung empfohlen, ist aber für die Thoraxspanentnahme nicht notwendig.

2. Graft Ernte

  1. Under Vollnarkose, öffnen Sie die Brusthöhle (Start Transplantat Ischämie-Zeit). Tragen Sie eine schädliche Zehe Prise zu bestätigen, dass die Ratte nicht reagiert, bevor Sie mit den folgenden Schritten fortfahren. Durch die Bauchwand midventral geschnitten, identifizieren die Membran direkt über der Leber, und schneiden das Bindegewebe an der Unterseite der Membran, um Zugang zu den Brustkorb zu ermöglichen. Mit großen Scheren, stumpfen Seite nach unten, durch Rippen schneiden nur einen Zentimeter links und rechts der Mittellinie des Brustkorbs und öffnen Sie die Brusthöhle. Die Lungen werden an der rechten Seite des Herzens mobilisiert. Opfern die Ratten durch eine Überdosierung mit intra Injektion von Ketamin hydrochloride.Pulmonary Kofferraum, links subclavia, links Schädel Hohlvene und die azygous Vene mit der Ernte der proximalen Aorta stören.
  2. Caudal zu den prominenten Venen gibt es eine gute Einstiegspunkt, um die Dissektion der Aorta descendens mit Mikro-Schere und microforceps starten.
  3. Verfolgen Sie die thorakalen Aorta back von der dorsalen Thoraxwand nach oben, um den Aortenbogen durch sanftes Zurückziehen und stumpfe Dissektion mit dem Mosquito chirurgische Klemme.
  4. Klemme und dann schneiden Sie die Adern mit einer Schere. Pflegen Sie die Klammern auf die Venen und die Verwendung als Aufroller, um die zugrunde liegenden Aortenbogen aussetzen.
  5. Legen Sie eine nicht-resorbierbaren 6-0 Seidenligatur knapp über dem ersten Zwischenrippenarterie Verlassen der Aorta.
  6. Schneiden Sie die absteigende Aorta knapp unterhalb des linken Schlüsselbeinarterie und dann unterhalb der Ligatur. Trimmen kann, um eine senkrecht standardisierten Aneurysma Geometrie erhalten erfolgen oder, wenn nötig, um einen bestimmten Winkel zwischen der Achse und dem Aneurysma der Aorta zu erhalten. Messung des Transplantats in der Breite und Länge.
    HINWEIS: Geerntet Transplantate können entweder sofort in Empfänger Ratten transplantiert werden oder weiterverarbeitet werden, um Dezellularisierung des Transplantats Wand zu erreichen. Dezellularisiertes Transplantate bei -4 Grad Celsius bis zur Wieder Implantation zu einem späteren Zeitpunkt (Abbildung 1) gespeichert werden. The Dezellularisierung der Aneurysmawand ist gezeigt worden, um das Aneurysma zu vergrößern 11 prädisponieren.

3. Graft Dezellularisierung

  1. Gefriertspendertransplantaten in Phosphat-gepufferter Salzlösung bei 4 ° C ist.
  2. Am nächsten Tag auftauen Transplantate gründlich mit gereinigtem und deionisiertem Wasser bei Raumtemperatur und Inkubation für 10 h bei 37 ° C in 0,1% Natriumdodecylsulfat.
  3. Schließlich, waschen Sie die Natriumdodecylsulfat-behandelten Transplantate drei Mal mit sanfter Bewegung, wieder einfrieren in Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung, und halten Sie bei -4 ° C bis zur Verwendung.

4. Aneurysma Creation

  1. Dissektion der Bauchaorta
    1. Nachdem das Tier wurde betäubt, Clip das Fell von der Operationsstelle und reinigen Sie die Haut mit einem geeigneten Desinfektionsmittel. Test für den Mangel an einer Zehenklemm Reaktion vor Hautinzision. Starten Sie den Schnitt 1cm proximal zu den Genitalien in midventral Position (Startbetriebszeit). Vorsichtig die Haut von den darunter liegenden Muskeln. Ende Präparation 1-2 cm unter dem Brustbein.
    2. Vorsichtig, aber fest ziehen Sie die zugrunde liegenden Bauchmuskeln, um Schäden an den darunter liegenden Organe zu vermeiden. Verlängern Sie die Längsschnitt entlang der Linea alba nach oben, um den Schwertfortsatz und am Ende in Richtung Schwanz auf der Ebene der Blase.
    3. Druck auf die Blase sanft an, um es um den Zugang zu dem Retroperitonealraum erleichtern entleeren.
    4. Bewegen Sie den Dünndarm und den prominenten Blinddarm nach rechts oder links. Identifizieren Sie die Dickdarm nämlich die absteigend Doppelpunkt links unten auf der Bauchhöhle.
    5. Schneiden Sie das Band zwischen dem Dünndarm und dem absteigenden Dickdarm in Richtung Schädel breitere Exposition der dorsalen Körperwand zu ermöglichen. Legen Sie eine Wundspreizer, den Darm auseinander zu halten.
    6. Die ideale Lage des Ende-zu-Seite-Anastomose Aneurysma is auf der Ebene zwischen der Nieren-und iliolumbalen Venen gefunden. Die Bauchaorta liegt retroperitoneal im Fettgewebe eingebettet. Bei der Präparation ein besonderes Augenmerk auf die gepaarten fast transparent Harnleiter und Hodengefäße.
    7. Wenn weitere Zurückziehen der Darm braucht, soll größer Gaze-Swaps. Die Lendenwirbelsäule Lordose während der Positionierung, indem Sie einen Stift oder Kauter ein ähnliches Objekt unter den unteren Rücken der Ratte induziert, reduziert deutlich die Notwendigkeit der Darm Rückzug.
    8. Die Bauchseite der dorsalen Körperwand ist mit einer dünnen Bauchfell bedeckt. Sobald diese geöffnet wird, visualisieren die Aorta knapp unterhalb. Bei der sorgfältigen scharfe und stumpfe Dissektion der Bauchaorta von benachbarten großen Venen erfassen nur die Adventitia, um Schäden an der Gefäßwand zu vermeiden.
    9. Selten entstehen kleine Lendenarterien als segmentale Gefäß von der dorsalen Oberfläche der Bauchaorta und stören Vorbereitung. Ligation und Schneiden des Behälters geb.ded retrograden Nässen während Aneurysma Naht zu vermeiden. Verwendung von gekrümmten Mikro-Pinzette können Ligatur Platzierung in der Tiefe zu erleichtern.
  2. End-zu-Seit-Anastomose
    1. Setzen Sie einen farbigen Gummipolster unter der Bauchaorta und polstern sie mit einem kleinen Gaze Tupfer. Entfernen Sie lose Bindegewebe und Adventitia auf der Ebene der geplanten Anastomose.
    2. Spannen Sie den Bauch-Aorta distal der Anastomose, dann proximalen (Start Aorten-Spannzeit). Dies gewährleistet eine feste Füllung des Behälters und erleichtert die anschließende Arteriotomie.
    3. Führen Sie die Arteriotomie entweder gerade oder gebogen Mikro-Schere. Ein Mikro-Pinzette hält ein sehr kleines Stück der Gefäßwand zu schneiden eine elliptische Form.
    4. Spülen Sie die Arterie gründlich mit Kochsalzlösung in beide Richtungen mit einem stumpfen Spitze Nadel.
    5. Platzieren der ersten beiden Nähte des End-zu-Seit-Anastomose an dem proximalen und distalen Ende der Arteriotomie (Startzeit Anastomose). Vermeiden Greifen der Gefäßwand mit den Mikropinzette, wann immer möglich. Stellen Sie sicher, dass jede Naht wird durch alle Schichten der Gefäßwand platziert.
    6. Führen Naht entweder als durchgehenden oder unterbrochenen Nähten. Wenn unterbrochen Naht gewählt legen Sie dann zuerst die Rückseite neun Uhr Naht. Anschließende Naht auseinander beginnend benachbart der ersten Naht beabstandet ist. Fassen Sie die Adventitia sorgfältig. Vermeiden Sie jede Quetschung / Greifen der Intima.
    7. Wenn die Rückwand fertig ist, überprüfen Sie die endoluminale Teil der Anastomose nach verlegten Nähten. Führen die gleichen Verfahren in der gleichen Reihenfolge auf der Vorderseite. Stellen Sie sicher, dass der erste von insgesamt drei Knoten pro Naht ist fest, aber nicht zu eng.
  3. Blutstillung und Verschluss
    1. Nachdem das Ende Anastomose abgeschlossen ist (End-Anastomose Zeit), spülen Sie die Website mit Kochsalzlösung und entfernen Sie die distale Klemme erste für Rückstau ermöglichen (Aorten-Klemmende und Endzeit Transplantat Ischämie timich).
    2. Wenn offensichtlich Blutungen aus Rückfluss eine zusätzliche Stich können erforderlich sein, tritt (Startzeit der Hämostase). Bei kleineren Nässen, Blutstillung zu erreichen mit sanftem Druck über die blutende Stelle mit einem kleinen Stück von einem Gaze-Tupfer.
    3. Entfernen Sie den proximalen Gefäßklemme, spülen Sie die Anastomose noch einmal, und schneiden Sie die verbleibenden Enden der Ligatur am Aneurysma Kuppel.
    4. Durchgängigkeit des Aneurysmas durch Beobachtung der Volumenzunahme des Aneurysmas während der Spitzen bestätigen arteriellen Pulswelle. Beurteilen distalen Bauchschlagader Durchgängigkeit durch die direkte "Melken Test".
    5. Entfernen Sie die Plastikfolie und die kleine Mulltupfer darunter. Der pulsierende Blut Wirbel innerhalb des Aneurysmas erstellt ist deutlich sichtbar.
    6. Decken Nahtlinien rund um die Anastomose mit kleinen Stücken von Fettgewebe oder Spongostan für zusätzliche Blutstillung, wenn kleine Nässen noch vorhanden ist (Endzeit der Blutstillung).
    7. Entfernen Sie die Weichteilspreizer und Tupfer.Legen Sie den Dünndarm, Blinddarm, und der Fettmasse zurück in ihre richtige Position.
    8. Schließen Sie die Mittellinie Bauchmuskeln mit 5-0, 4-0, 3-0 oder resorbierbaren oder nicht resorbierbaren Nahtmaterial, gefolgt von Hautwundverschluss mit fortlaufenden Naht-Technik mit 3-0 resorbierbaren Naht polyfilen (Ende Betriebszeit). Hinweis: Nach unserer Erfahrung Ratten toleriert resorbierbaren Hautnähte besser als nicht-resorbierbares Nahtmaterial Monofilament.

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Representative Results

Ein Pilot-Serie umfasst 14 Ratten. Anschließend wurden insgesamt 84 Tiere wurden nach dem vorgelegten Protokoll für mehrere Forschungsprojekte zwischen März und September 2012 weitere 29 Tiere dienten als Spender für die arterielle sackförmigen Transplantate betrieben. Die übrigen Versuche wurden unter Verwendung vorbehandelt Transplantate geerntet und aus früheren Experimenten mit Ratten des gleichen Geschlechtes, Stammes, Gewicht, Alter und gespeichert.

Körpergewicht, Gesamtbetriebszeit, Aorten-Spannzeit, Zeit für Anastomose Schöpfung, Zeit, um nach Anastomose Schöpfung, Transplantat Ischämie Zeitblutstillung und Aneurysma Dimensionen zum Zeitpunkt der Erstellung (Aneurysma Breite und Länge) wurden aufgezeichnet und aus schriftlichen Prüfbögen extrahiert . Alle Merkmale sind zusammengefaßt in Tabelle 1 und Abbildung 1 visualisiert.

Mit Ausnahme eines Tieres, das eine zweite Operation durch Thrombose des Abdomens unterminal Aorta distal der Anastomose es keine periprozeduralen Mortalität und Morbidität. Mittlere Betriebszeit betrug weniger als 52 min (52 ± 12 min). Bei Tieren mit der Transplantation von syngenen Aneurysmen (n = 21) bedeuten Transplantat Ischämie Zeit betrug 29 ± 7 min. Gesamtmittel Aorten-Spannzeit betrug 25 ± 7 min. Aneurysma Dimensionen offenbart konstant mit geringer Abweichung von der Größe zu sein (mittlere Breite 2,5 ± 0,2 mm und mittlere Länge 3,8 ± 0,2 mm).

Die gesammelten Daten unterzog deskriptive Analyse und Visualisierung mit Hilfe statistischer Software. Die Werte sind als Mittelwert ± Standardabweichung (SD) und 95% Konfidenzintervall (CI) ausgedrückt.

Figur 1
Abbildung 1:. Nicht Dezellularisierte oder dezellularisierten Transplantate unbehandelt Mutterspendertransplantaten aus der Aorta unmittelbar in Empfängerratten wieder implantiert (1). Transplantate zu seindezellularisierte mit Natriumdodecylsulfat (SDS) und gelagert bei -4 Grad Celsius bis zur Wiederimplantation (2) behandelt. Die histologische Tafel zeigt im Längsschnitt einer unbehandelten (links) und dezellularisiert (rechts) Transplantatwand. Hämatoxylin-Eosin-Färbung.

Figur 2
Abbildung 2: Chirurgische Eigenschaften. Die Diagramme visualisieren die Verteilung der einzelnen Datenwerte (kleine schwarze Punkte), Daten Mittelwert (fett lange Balken) und Standardabweichung (Fehlerbalken). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

Merkmal Bedeuten ± SD 95% CI obere - untere
Mittlere Körpergewicht (Gramm) 363 47 350-373
Mittlere Betriebszeit (Minuten) 50 11 48-53
Bedeuten, Aorten-Spannzeit (Minuten) 25 7 23. - 27.
Bedeuten Anastomose Zeit (Minuten) 18 6 16. - 19.
Mittlere Zeit der Hämostase (Minuten) 2 2 2 - 3
Mittlere Transplantat Ischämie Zeit (Minuten) 29 7 26-32
Bedeuten Aneurysma Breite (Millimeter) 2.5 0,2 2,4-2,5
Bedeuten Aneurysma Länge (Millimeter) 3.7 0,5 3,5-3,8

Tabelle 1: Chirurgische Eigenschaften. SD = Standardabweichung; CI = Konfidenzintervall

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Discussion

Fortschritte in unserem Verständnis der komplexen Biologie der sackförmige Hirnarterie Aneurysma hängt Analyse von epidemiologischen und klinischen Daten, ergänzt durch Laborstudien an Patientenproben und experimentelle Arbeiten in Tiermodellen 3,12,13.

Kleintiere wie Ratten inhärent mit niedrigeren Kosten von Versuchen und dem Gehäuse verbunden ist, und verringerten Bedarf an Spezialgeräten. Eine durchschnittliche Betriebszeit von weniger als 60 Minuten für mikro Schaffung einer Seitenwand Aneurysma in Ratten ist viel kürzer als die Zeit für die Erstellung komplexer mikro venösen Beutels arteriellen Verzweigungsaneurysma in Kaninchen und Hunden 2,14,15 verwendet. Die Vorteile der niedrigen Kosten und schnellere Methoden der Aneurysma-Erstellung kann Leitung von Studien mit größeren Anzahl von Experimenten und die anschließende statistische Aussagekraft erhöht erleichtern. Darüber hinaus haben aktuelle Mausmodelle erfolgreich implementiert, um researc beantworten h Fragen brauchen mehr anspruchsvolle Labormethodik, einschließlich transgenen Tieren 3,4. Bei der Verwendung von Mäusen für die Erstellung von Seitenwand Aneurysmen, um eine Notwendigkeit im Auge zu behalten, dass die benötigten unterbrochen 11-0 Nähte erfordern zusätzliche mikrochirurgische Fähigkeiten. Leistung des Aneurysmas dargestellt Modell in Mäusen ist auch mit höheren Sterblichkeit assoziiert (30%, vor allem aufgrund von Komplikationen im Flüssigkeitshaushalt und Anästhesie und kleineren Durchmesser (0,5-1 mm) der Maus Aorta) 3.

Grundprinzipien der Ratte Aneurysma Modell in kurzer Zeit bewältigt werden. Ein Einführungskurs in Nagetier-Mikrochirurgie ist für jene Forscher unerfahren in der Durchführung Dissektionen und Nahttechniken unter einem Operationsmikroskop empfohlen. Hervorgehoben wichtigsten Schritte in der angegebenen Protokoll wird eine weitere Vereinfachung der Verfahren. Besondere Vorsicht ist bei der Präparation der Bauchaorta, die von benachbarten großen Adern ausgeübt werden.

ntent "> Die kleine peripheren Gefäßen Durchmesser eines mittelgroßen Ratte macht trans-und trans-Halsbecken endovaskulären Gerät Einsatz erschweren 5,6. jedoch Geräte können auch durch direkte Bauch-Aorten-Insertion oder direkte Vermittlung in den experimentellen Aneurysma vor Ende gesetzt werden to-Site Anastomose 7,16. Volumenänderungen in Hals Reste und Aneurysma Geometrie Follow-up mit serieller und nicht-invasive Ultraschall-Hochfrequenz-, Mikro-CT, oder hochauflösende Magnetresonanzangiographie 16 sein. Vorherige Experimente zeigten hohe Gesamt Offenheitsrate von 92,5% bei einem medianen Follow-up von sechs Wochen nach der Schöpfung ohne peri-oder intraVerfahrens Antikoagulation und Antiaggregations 3,7,16. Mit Ausnahme von einem einzigen Fall ein deutliches Wachstum oder Erweiterung der experimentellen Aneurysmen wurde nicht beobachtet und keiner von ihnen zerrissen 3.

Allerdings, wenn die Transplantate geerntet dezellularisiert werden die Aneurysmen DEMonstrate ein heterogenes Muster von Thrombose, Rekanalisation, Wachstum und eventuellen Bruch 11. Wachsenden Aneurysmen in der zweiten Studie zeigte deutliche adventitialen Fibrose und Entzündung, komplette Wand Störungen und erhöhte Neutrophilen-Akkumulation in unorganisierten intraluminalen Thrombus. Auf diese Weise erlaubt das Modell Aneurysma Wachstum und Bruch untersuchen und könnte verwendet werden, um biologische Reaktionen induziert durch Embolisation Geräte in wachsenden und bruchanfällig Aneurysmen zu bewerten. Keine der verfügbaren Modelle, die ideal Aneurysma embolisiert werden kann stellen eine sackförmige menschlichen Hirnarterie Aneurysma oder zu reproduzieren die genaue Pathobiologie hinter Aneurysmabildung oder Ruptur.

Es bleibt die Frage umstritten, inwieweit die Wahl des Transplantats (venöse oder arterielle Tasche) und die Wahl der Angioarchitektur (Seitenwand oder Bifurkation Konstrukt) beeinflussen die Umsetzung der Ergebnisse in die klinische Praxis. Sicherlich verschiedene Modelle sind optimal für verschiedeneZwecken und kann zu einem sehr hohen Niveau in bestimmten Einrichtungen optimiert werden. Das vorgestellte Modell nicht machen andere Modelle überholt. Es wird notwendig bleiben für ein Ermittler, aus einer breiten Palette von verschiedenen technischen Modellen und Tiere die eine, die die experimentellen Ziele am besten passt, praktische Erwägungen, und Laborumgebung zu wählen.

Allerdings sollten einige Experimente ideal in einer gleichen standardisierten Modell in verschiedenen Institutionen und Labors durchgeführt werden, um einen besseren Vergleich der Daten und der Geräte oder Behandlungen zu ermöglichen. Bis heute gibt es keine Leitlinien für eine standardisierte Prüfung von endovaskulären Geräten vor der klinischen Anwendung und Tiermodelle nur wenig Gebrauch 1. Standardisierte Modelle werden an Bedeutung gewinnen, sobald multizentrische randomisierte präklinischen Versuchen entstehen auch in diesem Forschungsfeld.

Mikro Aneurysma Erstellung ermöglicht die Standardisierung der Transplantatursprungsvolumen-zu-Öffnungsverhältnis und StammgefßLangachsenwinkel Aneurysma. Das vorgestellte Verfahren ist gerichtet auf standardisierte Aneurysmen mit minimaler Variation Aneurysma Abmessung, Lage und Bezug auf die Stammarterie zu erzeugen. Dieser hohe Grad an Standardisierung und die relativ niedrigen Kosten machen das Modell ein gutes Werkzeug, um Embolisation Materialien und Geräte, die dann in anderen komplizierter und teurer Modelle sind geprüft testen.

Abschließend präsentierte der mikrochirurgischen Seitenwand Ratte Aneurysma-Modell ist eine schnelle, kostengünstige und konsistente Methode zur experimentellen Aneurysmen, die durch Größe, Form, und geometrische Konfiguration des Aneurysmas in Bezug auf die Stammarterie standardisiert zu erstellen.

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Disclosures

Die Autoren haben keine finanziellen oder wirtschaftlichen Interesse in einem der Medikamente, Materialien oder Geräte verwendet.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Medetomidine Any genericon
Ketamin Any genericon
Buprenorphine Any genericon
Phosphate buffered saline
Sodium dodecyl sulfate (0.1%)
3-0 resorbable suture Ethicon Inc., USA VCP824G
5-0 non absorbable suture Ethicon Inc., USA 8618G
6-0 non absorbable silk suture B. Braun, Germany C0761060
9-0 nylon micro suture B. Braun, Germany G1118471
Spongostan Ethicon Inc., USA MS0002
Operation microscope Leica , Germany M651
Digital microscope camera Sony, Japan SSC-DC58AP
Standard surgical instruments B. Braun, Germany Multiple See protocol 1.4
Microsurgical instruments B. Braun, Germany Multiple See protocol 1.5
Vascular clip applicator B. Braun, Germany FT495T
Temporary vascular clamps B. Braun, Germany FT250T
Graph Pad Prism statistical software  GraphPad Software, San Diego, California, USA V 6.02 for Windows

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References

  1. Bouzeghrane, F., et al. In vivo experimental intracranial aneurysm models: a systematic review. AJNR Am J Neuroradiol. 31, 418-423 (2010).
  2. Marbacher, S., et al. Complex bilobular, bisaccular, and broad-neck microsurgical aneurysm formation in the rabbit bifurcation model for the study of upcoming endovascular techniques. AJNR. American journal of neuroradiology. 32, 772-777 (2011).
  3. Frosen, J., et al. Contribution of mural and bone marrow-derived neointimal cells to thrombus organization and wall remodeling in a microsurgical murine saccular aneurysm model. Neurosurgery. 58, 936-944 (2006).
  4. Marjamaa, J., et al. Mice with a deletion in the first intron of the Col1a1 gene develop dissection and rupture of aorta in the absence of aneurysms: high-resolution magnetic resonance imaging. at 4.7 T, of the aorta and cerebral arteries. Magn Reson Med. 55, 592-597 (2006).
  5. Oyamada, S., et al. Trans-iliac rat aorta stenting: a novel high throughput preclinical stent model for restenosis and thrombosis. The Journal of surgical research. 166-191 (2011).
  6. Lowe, H. C., James, B., Khachigian, L. M. A novel model of in-stent restenosis: rat aortic stenting. Heart. 91, 393-395 (2005).
  7. Marjamaa, J., et al. Occlusion of neck remnant in experimental rat aneurysms after treatment with platinum- or polyglycolic-polylactic acid-coated coils. Surg Neurol. 71, 458-465 (2009).
  8. with the support of the NC3Rs. Aseptic Technique in Rodent Surgery. Newcastle University. cited 2014 Oct 3] Available from: http://www.procedureswithcare.org.uk/aseptic-technique-in-rodent-surgery (2014).
  9. Bernal, J., et al. Guidelines for rodent survival surgery. Journal of investigative surgery : the official journal of the Academy of Surgical Research. 22, 445-451 (2009).
  10. Pritchett-Corning, K. R., Luo, Y., Mulder, G. B., White, W. J. Principles of rodent surgery for the new. (2011).
  11. Marbacher, S., et al. Loss of mural cells leads to wall degeneration, aneurysm growth, and eventual rupture in a rat aneurysm model. Stroke. 45, 248-254 (2014).
  12. Frosen, J., et al. Remodeling of saccular cerebral artery aneurysm wall is associated with rupture: histological analysis of 24 unruptured and 42 ruptured cases. Stroke. 35, 2287-2293 (2004).
  13. Frosen, J., et al. Saccular intracranial aneurysm: pathology and mechanisms. Acta neuropathologica. 123-773 (2012).
  14. Ysuda, R., Strother, C. M., Aagaard-Kienitz, B., Pulfer, K., Consigny, D. A large and giant bifurcation aneurysm model in canines: proof of feasibility. AJNR Am J Neuroradiol. 33, 507-512 (2012).
  15. Sherif, C., et al. Microsurgical venous pouch arterial-bifurcation aneurysms in the rabbit model: technical aspects. Journal of visualized experiments : JoVE. (2011).
  16. Marjamaa, J., et al. High-resolution TOF MR angiography at 4.7 Tesla for volumetric and morphologic evaluation of coiled aneurysm neck remnants in a rat model. Acta Radiol. 52, 340-348 (2011).

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