Выделение и Культура Стоматологическая эпителиальных стволовых клеток из взрослых мышей резца

Biology

Your institution must subscribe to JoVE's Biology section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

Welcome!

Enter your email below to get your free 10 minute trial to JoVE!





We use/store this info to ensure you have proper access and that your account is secure. We may use this info to send you notifications about your account, your institutional access, and/or other related products. To learn more about our GDPR policies click here.

If you want more info regarding data storage, please contact gdpr@jove.com.

 

Summary

Постоянно растет резец мыши обеспечивает модель для изучения обновление тканей зуба из зубного эпителия стволовых клеток (десков). Надежная система для последовательно и надежно получения этих клеток из резца и расширение их в пробирке, как сообщается здесь.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Chavez, M. G., Hu, J., Seidel, K., Li, C., Jheon, A., Naveau, A., Horst, O., Klein, O. D. Isolation and Culture of Dental Epithelial Stem Cells from the Adult Mouse Incisor. J. Vis. Exp. (87), e51266, doi:10.3791/51266 (2014).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Понимание клеточные и молекулярные механизмы, лежащие в основе регенерации зубов и продление стала тема представляет большой интерес 1-4, а резец мыши обеспечивает модель для этих процессов. Этот замечательный орган постоянно растет в течение всей жизни животного и генерирует все необходимые типы клеток из активных пулов взрослых стволовых клеток, расположенных в его губной (к губе) и язычной (в сторону языка) шейки петли (CL) регионы. Только стоматологические стволовые клетки из губной CL привести к ameloblasts, которые генерируют эмаль, внешнее покрытие зубов, на губной поверхности. Это образование асимметричный эмаль позволяет истиранию на кончике резца, и клетки-предшественники и стволовые клетки в проксимальном резца гарантировать, что зубные ткани постоянно пополняется. Возможность изолировать и вырастить эти предшественники или стволовые клетки в пробирке позволяет их расширение и открывает двери для многочисленных экспериментов не достижимых в естественных условиях, например, чкайф пропускная тестирование регуляторных факторов потенциал стволовых клеток. Здесь мы описываем и продемонстрировать надежную и последовательный метод для культивирования клеток от губной CL резца мыши.

Introduction

Одной из уникальных характеристик позвоночных является эволюция зубов. Зуб стал важным модельной системой для многих областях исследований, как молекулярные пути и морфологические специализации, имеющих отношение к этому органу были исследованы с нескольких точек зрения, в том числе путем развития и эволюционных биологов 5. Совсем недавно, в поле регенеративной медицины начал получить ценную информацию с помощью зуб в качестве модели. В частности, открытие стоматологических эпителиальных стволовых клеток была важным шагом вперед 6-13.

Все грызуны обладают постоянно растущих резцов, чей рост подпитывается стволовых клеток, что делает эти зубы доступную модель системы для изучения регуляции взрослых стволовых клеток. Эксперименты маркировки в 1970-х годах 10,11, а затем генетической линии розыска экспериментов 8,9,12,14, показали, что десков проживают в проксимальной области резца. Стебельклеток потомство в эпителиальной отсек на губной стороны выйти из предполагаемого нише, известный как губной шейки петли (CL), и внести вклад в популяции клеток, называемых транзитных усиления (TA) клетки (рис. 1). В частности, десков проживают в наружной эмали эпителия (OEE) и звездчатого ретикулума (СР) 8,9,14, а внутренний эмаль эпителий (НВО) приводит к клеткам TA, что прогресс через ограниченное число циклов клеток, а затем ход дистально по длине резца (рис. 1). , Отличительным ameloblasts в резца мыши продолжать двигаться дистально вдоль резца на замечательной скоростью около 350 мкм в один день 15,16. Как они двигаются, клетки дифференцируются в зрелые ameloblasts и слой Intermedium (СИ) клеток. После нанесения полную толщину эмаль-матки, многие из ameloblasts апоптоз, а остальные клетки уменьшаться в размерах и регулируют созревание эмали <вир> 17. Родословная других типов клеток в губной CL, например, СР, менее ясно, и данные, касающиеся стволовых клеток в мезенхиме 18 и в языковой CL только начинают появляться.

Использование резцов модель мыши, ряд групп работали, чтобы выяснить генетические пути и биологические процессы клеток, участвующих в естественной основе клеток возобновления органов штока. Тем не менее, губной CL содержит относительно небольшое количество клеток, по оценкам, около 5000 за мыши резца, что делает работу с первичные элементы сложной. Таким образом, были предприняты усилия к культуре и расширить эти клетки в пробирке 6,16,19,20, чтобы открыть новые двери для экспериментальных подходов, которые не достижимы в естественных условиях. Самое последнее исследование продемонстрировало, что эти клетки могут как самообновлению и дифференцировке в амелогенина экспрессирующих клеток при культивировании 13. Здесь мы описываем и продемонстрировать способ-гоэ надежным и последовательным культура клеток из мыши губной CL.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Препарировать Нижние Hemi-челюсти от взрослой мыши

  1. Перед выполнением этого протокола, получить необходимую институциональную одобрение и обязательно соблюдать все правила ухода за животными. Усыпить животное с использованием стандартных IACUC утвержденные процедуры. Для этой работы CO 2 удушье был использован с последующим смещением шейных позвонков.
    1. ДОПОЛНИТЕЛЬНО: Отдельная глава от остальной части тела с помощью лезвия бритвы.
  2. Удалить кожу от нижней губы к декольте.
  3. Использование скальпеля, сделать надрез между двумя нижними резцами, которые слабо связаны. По применяя давление, нижняя челюсть будет разделен на две половины.
  4. Клин скальпель между мыщелка нижней челюсти и височной нижней челюсти сустава и сократить наряду челюсти мышцы, чтобы отсоединить челюсть.
  5. Удалите все мышцы, сухожилия и связки, пока только кость не остается.

2. Изолировать резца

  1. Использование # 15 скальпель, Тщательно сбрить кости под углом 45 ° от дистального конца до проксимального конца мембранного области. Используйте кончик скальпеля, чтобы забрать от оставшуюся кость в том числе костных фрагментов на краю. Медленно начинают собирать прочь на язычной кортикальной пластинки нижней челюсти, начиная чуть ниже 3-го моляра.
  2. Продолжайте, пока резец не станет чистым, тщательно работает над области, содержащей CL.
  3. Удалить нижнего альвеолярного нерва расслоение.
  4. Сделать чистый срез сначала удалить кости и ткани проксимального к CL.
  5. Сделать второй разрез дистально с скальпелем, примерно ниже 2-го моляра. Проксимальный край резец затем вырезали путем вставки скальпель между костью и медиальной поверхности проксимального резца. Это должно быть тщательно сделано, чтобы не порвать ткань. Движение разрез проксимального-дистальной.
    АЛЬТЕРНАТИВА ШАГ:
    Удалить столько кость как можно вдоль над I областиncisor. Как только область очищается, осторожно удалите всю резца используя размер 5 щипцы для обработки эмали части ближе всего к CL регионе.
  6. Поместите расчлененный ткани (или изолированный CL как показано на рис 3Е, или весь резца как в альтернативном шаге 2.5) в 2% коллагеназы в 1X PBS в течение 3-4 ч при 4 ° С в низком прилипания пластины. В течение 1-10 резцов, используют 100 мкл на лунку в 12-луночный планшет. Для более 10 резцов, используют 500 мкл на лунку в 6-луночный низкая приверженность пластины.

3. Microdissect Губные шейки Loop

  1. Удалить CL область от коллагеназы и место в холодной DMEM/F12 СМИ.
  2. Извлеките осторожно на нижнем конце CL с использованием либо размер 5 щипцов или инсулиновый шприц (1 куб.см, 28 G ½); мезенхима развалится в то время как эпителий остается неизменным. CL и прилегающей эпителий, что проходит в боковом как "крыло-как" структуры будут видны.
  3. Удалятьверхушечная почка от соседней эпителия, сделав V-образный разрез с обеих сторон, и сразу же поместить в холодную DMEM/F12 на льду.
  4. Повторите эти действия для всех CLs, собрать в 1,5 мл пробирке.
  5. Спином вниз пробирке с образцами, не извлекайте носитель, заменить 100 мкл раствора клеточной отряда.
  6. Выдержите ткани в клетки отряд решения в течение 30 мин при 37 ° С
  7. Диссоциируют ткани для получения суспензии отдельных клеток, осторожно пипеткой вверх и вниз с помощью 1000 мкл с низким коэффициентом сцепления пипетки с. Клетки также могут быть размещены через стерильный сито клеток для достижения диссоциации.
  8. Граф клеток с гемоцитометре, пластины на тканевой культуральной пластмассы или другого желаемого материала.

4. Первичная культура десков

  1. Пластина клеток в 6-луночный планшет 1-6 × 10 4 клеток / мл в средах DESC, который состоит из DMEM/F12, дополненной мышь рекомбинантного белка EGF в концентрации 20 Nг / мл, FGF рекомбинантный белок в концентрации 25 нг / мл, 1x B27 добавки, и 1% раствором антибиотика (пенициллина, 100 ед / мл, стрептомицин, 50 мкг / мл).
  2. Рост клеток высевают на 6-луночный планшет при 37 ° С в 5% СО 2 в 1 мл DESC СМИ. Не беспокоить начальные культур в течение 5 дней после посева, чтобы клеточную адгезию и образования колоний.
  3. Для первого изменения носителя, заменить половины объема (500 мкл) старых средах с половины объема (500 мкл) новых средств массовой информации. Проверьте колонии под микроскопом при изменении СМИ.
  4. После первого изменения медиа, продолжать меняться СМИ (1-2 мл) каждые 2 дня. Проверьте колонии под микроскопом при изменении СМИ.

5. Прохождение десков

  1. Аспирируйте СМИ и промыть клетки 3x с подогретого PBS.
  2. Добавить подогретого 0,25% трипсин-ЭДТА в солевом растворе и инкубируют при 37 ° С в течение 10-15 мин для десков отсоединить.
  3. Добавить DESC СМИ, чтобы нейтрализовать трипсин, мягко пипетки вдоль планшета для культуры ткани, чтобы собрать клетки и место в 15 мл коническую трубку.
  4. Спином вниз клетки при 800 мкг в течение 2 мин.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Мышь полуизотактическую челюсть состоит одна постоянно растет резца и три укоренившиеся моляров (рис. 1а). Все зубы состоят из дентина и эмали, двух минерализованных компонентов коронки зуба (фиг.1А и 1а '). Резца дома две стволовых клеток ниши называется губной CL и язычной CL, и эмаль формируется исключительно на губной стороны (рис. 1А "). Десков ответственны за образование резец эмали и размещены в губной CL, в частности в OEE и СР (рис. 1А'') 8,9. Губные CL также содержит НВО, клетки TA, и Si (рис. 1А''). Наша методика ориентирована на вскрытие и изоляции десков из губной CL (рис. 1А''). Krt14-актина GFP помечает все эпителиальные происхождения клетки Hemi-нижняя челюсть (рис. 1В) и губной CL может быть хорошо видно беспересадочныйтьфу нижняя челюсть (рис. 1В ", белая стрелка). Следует отметить, что все типы клеток могут быть идентифицированы при большем увеличении (ср. фиг.1А '' и B'').

Процедура для выделения десков от губной CL суммированы на рисунке 2. Вкратце, геми-нижней челюсти сначала удаляют из животного, нижнечелюстной кости удаляется подвергать губной CL, а затем губной CL обрабатывают коллагеназой, чтобы отделить эпителий от окружающей мезенхимы. КЛ микродиссекции, обрабатывают клеточной диссоциации буфера и помещали в чашки для тканевых культур. Разделение губной CL от основной кости челюсти (рис. 3) и добавление надлежащего объема средств массовой информации имеют важное значение для изоляции и роста колоний, соответственно. Маленькие, узкие эпителиальные колонии, образованные с помощью этой техники могут видеть на 7 дней (рис. 4, а)и они растут в больших колониях в течение 2-3 недель (рис. 4б).

Рисунок 1
Рисунок 1. Иллюстрации резца взрослых мышей. (А) для взрослых мышь полуизотактическую челюсть показывая минерализованных компоненты, эмаль и дентин и два типа зубов, моляров и резцов. Ближняя область резец где десков размещены выделен А '. (') Сагиттальный вид проксимального резца показывая 2 стволовых клеток ниши, губные и язычные шейки цикл (LaCl и LiCl), ameloblasts которые генерируют эмаль, а одонтобластов, которые образуют дентин. LaCl, которые исключительно генерирует амелобласт предшественников клеток и в конечном итоге образуют резец эмаль выделены A''. ('') LaCl, демонстрирующий внешний эмаль эпителий (OEE), севрюга ретикулум (SR), внутренний эмаль эпителий (НВО), транзитно-усилительная (ТП) область, и слой Intermedium (СИ). SR представлена ​​в синем и темно-розовом, чтобы отразить субпопуляции с разным плотности. (В) Визуализация шейного цикле, используя флуоресцентный репортер мышь, KRT14-EGFP/Actb. Кость относительно autofluorescent, и удаление кости выставляет шейки петлю (B ') и остальную часть эпителия, который затем может быть легко вырезали. (В'') Все структуры шейного цикла, включая OEE, НВО, Т. А. С. И. могут быть легко визуализированы с гена-репортера. Масштабные бары В ', В "= 2 мм, В" = 50 мкм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

es/ftp_upload/51266/51266fig2highres.jpg "ширина =" 500 "/>
Рисунок 2. Обзор вскрытия и изоляции ХЛ мыши резца. Схематическое изображение процедуры. CL расположена на проксимальном конце нижней челюсти резца. Первый шаг заключается в удалении окружающую кость челюсти, чтобы разоблачить резца с CL нетронутыми. Далее, орган зуб изолирован и помещают в 2% коллагеназы в отдельном эпителия из мезенхимы. После 4 часов инкубации, CL вручную вырезают, диссоциируют на отдельные клетки и культивировали на вершине стандартных тканевой культуры пластин.

Рисунок 3
Рисунок 3. Удаления костей нижней челюсти мыши, чтобы разоблачить базовый CL регион. Визуальные контрольно-пропускные пункты для удаления костного процесса вскрытия показаны. (А) Показывает Hemi-челюсть Aосле Шаг 1,5, после того, как мышцы, сухожилия и связки удаляются из кости. (B) показывает область, чтобы начать удаление кости, начиная от чуть ниже 3-го моляра, перемещение в проксимальном направлении к области, содержащей CL. Далее, все кости проксимальнее удаляется CL (С), как отмечено на этапе 2.4. На следующий разрез, чтобы удалить остальную часть кости, как указано в шаге 2,5 показан на (D). Наконец, CL удаляется из оставшейся кости, как указано в шаге 2.6 (E), увеличенный вид (вставка).

Рисунок 4
Рисунок 4. Представитель результаты успешного образования колоний в пробирке. А. Этап контраст микроскопия десков, после посева в культуре в течение 7 дней. Формирование Тесная колонии указывает на успешное эпителиальных isolatioн, не загрязнения мезенхимальных. Шкала бар = 400 мкм. В. Через 10 дней инкубации колонии больше по размеру и клетки имеют характерную эпителиальных булыжником морфологии. Шкала бар = 100 мкм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Эпителиальные клетки были впервые успешно культивируют более 40 лет назад 21-24, а в последнее время, успешный изоляция эпителиальных стволовых клеток 25-27 продвинулась наши знания о эпителиальной биологии. Мы сообщаем протокол для выделения десков резца взрослых мышей, относительно изученной популяции стволовых клеток, который имеет потенциал произвести важную информацию стоматологической биологии и формирования эмали. Этот протокол был изначально основан на предыдущих докладах изоляции эпителиальных стволовых клеток из волосяного фолликула 28. В то время как многие протоколы используют фидерные слои и сыворотки для поддержания эпителиальных стволовых клеток, наш метод подачи бесплатно, без сыворотки система. Тем не менее, наш рост СМИ требует использование коктейля EGF, FGF2 и B27 добавки. EGF уже давно используется для поддержания недифференцированных клеток 29. Коктейль из EGF и FGF2 вместе с B27 ранее был использован для волос культура фолликул стволовых клеток 27 и B27 широко используется для поддержания нервных стволовых клеток в культуре 30,31. Мы также ранее измеренное жизнеспособности и темп роста характеристики десков вершине культуры ткани пластика и по целому ряду ECM субстратов, и никаких различий не было обнаружено темпов распространения 19. Клетки можно поддерживать до 10 серийных пассажей 19.

Мы используем нижние резцы для этой процедуры из-за легкости удаления по сравнению с верхних резцов. Наиболее важные шаги в рамках нашего протокола во время изоляции являются полное удаление области CL от нижней челюсти до размещения в коллагеназы и чистой микродиссекции ХЛ. Поскольку ближний резец очень нежная, очень важно, чтобы не повредить его во время вскрытия, которые могут привести к потере губной CL. Неполное удаление приведет к остатками labialCL и более низкой доходностью десков. Кроме того, важно, чтобы избежать загрязнения с не-CL эпителиальные клетки. Таким образом, после того, как эпителий был отделен от мезенхимы, чистый V-образный разрез должны быть сделаны, чтобы удалить губной CL из соседней эпителия. Наконец, важно, чтобы пластины эти клетки в концентрации более чем 1 × 10 4 клеток на мл и оставить половины кондиционированной среды для первого изменения средств массовой информации.

Основное преимущество этого протокола к стоматологической исследования является то, что она позволяет эффективное производство и манипулирование десков в пробирке. Несмотря на то, резец мыши устанавливается как в естественных условиях модели 7-9,12,32-34, развитие системы в пробирке выдвигает область исследований стоматологической, открыв двери для экспериментов, которые трудно выполнить в естественных условиях. Преимущества этой системы включают в себя возможность легко манипулировать клеток в различных условиях культивирования, легкий адресности одного или даже нескольких сигнальных путей и ингибирование или активацию таrgeted молекулы с использованием миРНК или факторы роста. Вниз по течению применения этой системы в пробирке включают в себя использование перечисленных выше методов, а также другие современные технологии для проведения функциональных и / или механистические исследования, особенно на уровне одной клетки.

В целом, информация, собранная из DESC в пробирке культуры может помочь разгадать хитросплетения обновления зуба стволовых клеток на основе.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Авторы не имеют конфликта интересов раскрывать.

Acknowledgments

Авторы благодарят Сю-Ping Wang и проконсультироваться с DESC культур. Авторы частично финансируется за счет стипендий и грантов от Национального института здоровья (K99-DE022059 до AHJ, К12-GM081266 в MGC, K08-DE022377-02 до О, и R01-DE021420 к ОДК).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Forceps, size 5 Fine Science Tools 11251-30 FST by Dumont, Dumoxel
Forceps straight, fine, 3.5 Roboz RS5070
Razorblades Electron Microscopy Services #71960
Scalpel Handle No. 3 VWR
Feather Blade No. 15 Electron Microscopy Services #72044-15 Surgical Stainless Steel
Collagenase Type-1 filtered Worthington Biochemical Corporation #4214
Insulin syringe BD #329424
Accumax EMD Millipore #SCR006
DMEM/F12 Gibco 11320-033
EGF R&D 2028-EG-200
FGF2 R&D 233-FB-025
B27 Supplement Gibco 10889-038

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Sharpe, P. T., Young, C. S. Test-tube teeth. Sci Am. 293, 34-41 (2005).
  2. D'Souza, R. N., Klein, O. D. Unraveling the molecular mechanisms that lead to supernumerary teeth in mice and men: Current concepts and novel approaches. Cells Tissues Organs. 186, 60-69 (2007).
  3. Jernvall, J., Thesleff, I. Tooth shape formation and tooth renewal: evolving with the same signals. Development. 139, 3487-3497 (2012).
  4. Yen, A. H., Yelick, P. C. Dental Tissue Regeneration A Mini-Review. Gerontology. 57, 85-94 (2011).
  5. Jheon, A. H., Seidel, K., Biehs, B., Klein, O. D. From molecules to mastication: the development and evolution of tooth development. WIREs Dev Biol. 2, 165-182 (2013).
  6. Wang, X. P., et al. An integrated gene regulatory network controls stem cell proliferation in teeth. PLoS Biol. 5, (2007).
  7. Harada, H., et al. Localization of putative stem cells in dental epithelium and their association with Notch and FGF signaling. J Cell Biol. 147, 105-120 (1999).
  8. Juuri, E., et al. Sox2+ stem cells contribute to all epithelial lineages of the tooth via Sfrp5+ progenitors. Dev Cell. 23, 317-328 (2012).
  9. Seidel, K., et al. Hedgehog signaling regulates the generation of ameloblast progenitors in the continuously growing mouse incisor. Development. 137, 3753-3761 (2010).
  10. Smith, C. E., Warshawsky, H. Cellular renewal in the enamel organ and the odontoblast layer of the rat incisor as followed by radioautography using 3H-thymidine. Anat Rec. 183, 523-561 (1975).
  11. Smith, C. E., Warshawsky, H. Quantitative analysis of cell turnover in the enamel organ of the rat incisor. Evidence for ameloblast death immediately after enamel matrix secretion. Anat Rec. 187, 63-98 (1977).
  12. Parsa, S., et al. Signaling by FGFR2b controls the regenerative capacity of adult mouse incisors. Development. 137, 3743-3752 (2010).
  13. Chang, J. Y., et al. Self-renewal and multilineage differentiation of mouse dental epithelial stem cells. Stem Cell Res. 11, 990-1002 (2013).
  14. Biehs, B., et al. Bmi1 represses Ink4a/Arf and Hox genes to regulate stem cells in the rodent incisor. Nat Cell Biol. 15, 846-852 (2013).
  15. Hwang, W. S., Tonna, E. A. Autoradiographic Analysis of Labeling Indices and Migration Rates of Cellular Component of Mouse Incisors Using Tritiated Thymidine (H3tdr). J Dent Res. 44, 42-53 (1965).
  16. Li, C. Y., et al. E-cadherin regulates the behavior and fate of epithelial stem cells and their progeny in the mouse incisor. Dev Biol. 366, 357-366 (2012).
  17. Smith, C. E. Cellular and chemical events during enamel maturation. Crit Rev Oral Biol Med. 9, 128-161 (1998).
  18. Lapthanasupkul, P., et al. Ring1a/b polycomb proteins regulate the mesenchymal stem cell niche in continuously growing incisors. Dev Biol. 367, 140-153 (2012).
  19. Chavez, M. G., et al. Characterization of dental epithelial stem cells from the mouse incisor with two-dimensional and three-dimensional platforms. Tissue Eng Part C Methods. 19, 15-24 (2013).
  20. Kawano, S., et al. Establishment of dental epithelial cell line (HAT-7) and the cell differentiation dependent on Notch signaling pathway. Connect Tissue Res. 43, 409-412 (2002).
  21. Briggaman, R. A., Abele, D. C., Harris, S. R., Wheeler, C. E. Preparation and characterization of a viable suspension of postembryonic human epidermal cells. J Invest Dermatol. 48, 159-168 (1967).
  22. Fusenig, N. E. Isolation and cultivation of epidermal cells from embryonic mouse skin. Naturwissenschaften. 58, 421 (1971).
  23. Fusenig, N. E., Worst, P. K. Mouse epidermal cell cultures. I. Isolation and cultivation of epidermal cells from adult mouse skin. J Invest Dermatol. 63, 187-193 (1974).
  24. Rheinwald, J. G., Green, H. Serial cultivation of strains of human epidermal keratinocytes: the formation of keratinizing colonies from single cells. Cell. 6, 331-343 (1975).
  25. Barrandon, Y., Green, H. Three clonal types of keratinocyte with different capacities for multiplication. Proc Natl Acad Sci U S A. 84, 2302-2306 (1987).
  26. Blanpain, C., et al. Self-renewal, multipotency, and the existence of two cell populations within an epithelial stem cell niche. Cell. 118, 635-648 (2004).
  27. Toma, J. G., et al. Isolation of multipotent adult stem cells from the dermis of mammalian skin. Nat Cell Biol. 3, 778-784 (2001).
  28. Nowak, J. A., Fuchs, E. Isolation and culture of epithelial stem cells. Methods Mol Biol. 482, 215-232 (2009).
  29. Rheinwald, J. G., Green, H. Epidermal growth factor and the multiplication of cultured human epidermal keratinocytes. Nature. 265, 421-424 (1977).
  30. Brewer, G. J., Torricelli, J. R., Evege, E. K., Price, P. J. Optimized survival of hippocampal neurons in B27-supplemented Neurobasal, a new serum-free medium combination. J Neurosci Res. 35, 567-576 (1993).
  31. Lesuisse, C., Martin, L. J. Long-term culture of mouse cortical neurons as a model for neuronal development, aging, and death. J Neurobiol. 51, 9-23 (2002).
  32. Felszeghy, S., Suomalainen, M., Thesleff, I. Notch signalling is required for the survival of epithelial stem cells in the continuously growing mouse incisor. Differentiation. 80, 241-248 (2010).
  33. Fujimori, S., et al. Wnt/beta-catenin signaling in the dental mesenchyme regulates incisor development by regulating Bmp4. Dev Biol. 348, 97-106 (2010).
  34. Klein, O. D., et al. An FGF signaling loop sustains the generation of differentiated progeny from stem cells in mouse incisors. Development. 135, 377-385 (2008).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics