Labor Schätzung der Netto Trophic Transfereffizienz von PCB auf Seeforelle (
1Great Lakes Science Center, U. S. Geological Survey, 2Annis Water Resources Institute, Grand Valley State University, 3Daniel P. Haerther Center for Conservation and Research, Shedd Aquarium

Environment

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Summary

Eine Technik für Labor-Schätzung des Netto trophische Transfereffizienz von polychlorierten Biphenylen (PCB) Kongenere fischfressenden Fisch aus ihrer Beute wird vorgestellt. Anwendbarkeit der Laborergebnisse auf dem Gebiet maximieren, sollte die fischfressenden Fische Beutefische, die in der Regel im Feld gegessen werden zugeführt werden.

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Madenjian, C. P., Rediske, R. R., O'Keefe, J. P., David, S. R. Laboratory Estimation of Net Trophic Transfer Efficiencies of PCB Congeners to Lake Trout (Salvelinus namaycush) from Its Prey. J. Vis. Exp. (90), e51496, doi:10.3791/51496 (2014).

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Abstract

Eine Technik zur Schätzung der Netto-Labor trophische Transfereffizienz (γ) von polychlorierten Biphenylen (PCB) Kongenere piscivorous Fisch von Beute wird hier beschrieben. Während eines 135-Tage-Laborexperiment, wir gefüttert Bückling (Coregonus hoyi), die in den Lake Michigan zu Seeforelle (Salvelinus namaycush) gefangen worden war in acht Labortanks gehalten. Bückling ist eine natürliche Beute für Seeforellen. In vier der Tanks wurde eine relativ hohe Strömungsgeschwindigkeit verwendet werden, um relativ hohe Aktivität von der Seeforelle zu gewährleisten, wohingegen ein niedriger Flussrate wurde in den anderen vier Tanks verwendet, so dass für niedrige Seeforelle Aktivität. An einem Tank-Nebentank Grundlage wurde die Menge der Nahrung durch die Forelle an jedem Tag des Experiments aufgezeichnet gegessen. Jede Forelle wurde zu Beginn und am Ende des Versuchs gewogen. Vier bis neun Forelle aus jeder der acht Tanks wurden zu Beginn des Experiments getötet und alle in jedem der Tanks verbleibenden 10 Seforelle waren euthanized am Ende des Experiments. Wir bestimmten Konzentrationen der PCB 75 in der Forelle zu Beginn des Experiments in der Forelle am Ende des Experiments und bloaters See Forellen während des Versuchs zugeführt. Basierend auf diesen Messungen wurde γ für jede PCB 75 in jeder der acht Tanks berechnet. Mittlere γ wurde für jeden der 75 PCB für aktive und inaktive Seeforelle berechnet. Da das Experiment wurde in acht Tanks repliziert, der Standardfehler zu bedeuten γ geschätzt werden konnte. Ergebnisse aus dieser Art von Experiment sind bei der Risikobewertungsmodelle für zukünftige Gefahr für Mensch und Tier Verzehr von kontaminierten Fischen unter verschiedenen Szenarien von einer Kontamination der Umwelt vorherzusagen.

Protocol

1. Labor-Experiment

  1. Besorgen Sie sich die Beutefische, um die Raubfische während des Experiments eingespeist werden. Vorzugsweise sind diese Raubfische sollte im Bereich, gefroren erfasst werden, und bei etwa -30 ° C gelagert. Betrachten gewerblichen Fischerei als eine mögliche Quelle für die Raubfische.
  2. Einführung der Raubfische in den Laborbehältern für den Versuch verwendet werden. Bis zu 15 Raubfische wurden in jede der 870-Liter-Druckbehälter eingeführt worden ist, und bis zu 30 Raubfische wurden in früheren Studien 16,18 in jede 2,380-l-Tanks eingeführt.
  3. Akklimatisieren die Raubfische zu einer Diät der ausgewählten Beutefische. Einmal eingewöhnt, die Raubfische sollten auf diese Diät für 1-3 Monate vor Beginn des Experiments bleiben.
  4. Beiseite Proben Raubfisch durch zufällige Auswahl von 10 bis 20 Mischproben aus der Partie der Beutefische gesetzt. Anzahl der Beutefisch in einer Mischprobe kann von 3 bis 100 reichen, abhängig von der Größe des BeuteFisch. Jede Mischprobe sollte doppelt verpackt, eingefroren und bei etwa -30 ° C gelagert werden.
  5. Einleitung des Versuchs durch Verzicht 30 bis 50% der Fische in jedem der Tanks.
    1. , Um die Fische einschläfern, mischen 8 g Finquel mit 45 l Wasser in einem großen Kunststoffbehälter und legen Sie dann die Fische in dem Behälter mit der Finquel Lösung.
    2. Sobald eingeschläfert, legen alle Fische getötet von einem Tank in einen Beutel, dann Doppeltasche, und lagern bei etwa -30 ° C bis zur Zeit der Verarbeitung.
    3. Wiegen jede der in jedem der Tanks restlichen Fisch, und notieren Sie die Gewichte; ein Anästhetikum wird wahrscheinlich nötig sein, um den über Wiegen.
    4. , Um die Fische zu betäuben, mischen Sie 4,6 g Finquel mit 45 l Wasser in einem großen Kunststoffbehälter, und legen Sie dann die Fische in dem Behälter mit der Finquel Lösung.
    5. Warten Sie ein paar Minuten für die Betäubung wirksam vor dem Wiegen der Fische zu nehmen.
  6. An jedem Tag des Experiments wurde ein Auftauenentsprechende Menge an Beutefisch, und schneiden Sie die Beutefische in Stücke mit einem Gewicht von etwa 1 bis 5 g. Wiegen die Menge der Beutefische in jedem der Tanks platziert werden, dann fallen die Beutefische Stücke in jedem Tank und ermöglichen die Raubfische ca. 1 Stunde zu füttern. Dann entfernen Sie alle Futterreste, lassen Sie das Essen an der Luft trocknen für ca. 20 min, und dann wiegen die Futterreste für jeden der Tanks. Notieren Sie die Menge der Nahrung in den Tank gelegt und die Menge der Futterreste für jeden der Tanks jeden Tag.
    HINWEIS: Für die repräsentative Experiment wurden Seeforelle so viel Nahrung zugeführt, wie sie während einer Fütterungsperiode jeden Tag 18 verbrauchen würde. Allerdings könnte die Raubfische auch auf festRationen 16,19 platziert werden.
  7. Beenden das Experiment durch Verzicht gesamte verbleibende Raubfische in jedem der Tanks. , Um die Fische einschläfern, mischen 8 g Finquel mit 45 l Wasser in einem großen Kunststoffbehälter und legen Sie dann die Fische in dem Behälter mit der Finquel Lösung. Rekord ter Gewicht jedes der geopfert Fisch. Um zuverlässige Ergebnisse, muss der Versuch für mindestens 100 Tage, vorzugsweise für mindestens 130 Tage ausgeführt. Zeigen alle Fische aus einem Tank in einen Beutel, dann Doppeltasche, und lagern bei etwa -30 ° C bis zur Zeit der Verarbeitung.

2. Fisch Homogenisierung

  1. Wählen Sie eine Reihe von Raubfische und / oder Raubfischverbundwerkstoffe zum Auftauen. Lassen Sie die Verbundwerkstoffe teilweise auftauen. Jede Zusammensetzung kann 0,5 bis 1 Stunde erfordern, zu homogenisieren.
  2. Mit den entsprechenden großen Mixer homogenisieren jedem der Verbundwerkstoffe. Für jede Verbund Platzieren einer Probe (50 bis 100 g) des Homogenats in ein gereinigtes, mit Aceton gespült, und gekennzeichnet Glas. Dann das Glas verschließen und speichern Sie das Glas bei etwa -30 ° C, bis zur Zeit der Verarbeitung.
  3. Gebrauchte, um die Fische zu homogenisieren Ausrüstung zu waschen, und dann richtig mit destilliertem Wasser und Methanol, zwischen den Proben zu spülen.

3. Extraktion

  1. Wiegen 20,0 gdes aufgetauten homogenisiert Fischgewebe in einem 200-ml-Becherglas.
  2. Fügen Sie ca. 40 g Natriumsulfat und gut mischen mit Spachtel.
  3. Hinzufügen Ersatzspitze enthaltenden Lösung Analoga 30, 61, 161, und 166 Spikes bei einer Konzentration, die eine Endkonzentration von 20 ng / ml im Extrakt liefert.
  4. Die Probe wird bei Raumtemperatur zu trocknen, während das Mischen alle 20 min.
  5. Lassen Sie die Probe, um eine Konsistenz von trockenem Sand, an welcher Stelle die Probe bereit für Extraktion zu erreichen.
  6. Einrichten der Soxhlet-Extraktionsvorrichtung mit einem 500-ml-Kolben mit Teflon Sieden Chips Soxhlet und Kondensator.
  7. Fügen Sie die getrockneten Fisch Mischung auf eine Glas Fingerhut mit einem grobFrittenScheibe unten oder Papier Fingerhut.
  8. Mit 150 ml 50% Hexan und 50% Dichlormethan in das Becherglas für die Probe verwendet und rührt während Kratzen an den Wänden des Becherglases mit einem Spatel.
  9. Übertragen des Lösungsmittels auf die Oberseite der Soxhlet mit dem Kolben befestigt und ermöglichen es, um durch den Soxhlet undin den Kolben.
  10. Wiederholen Sie ein zweites Mal mit 150 ml erneut.
  11. Legen Sie die Soxhlet mit dem angebrachten Kolben auf das Heizelement und befestigen Sie den Kondensator.
  12. Einschalten des Heizelements und das Lösungsmittel auf einem sanften Erhitzen, dann extrahieren für mindestens 16 h sicherstellen, dass Kaltwasser zu den Kondensatoren zugeführt.
  13. Nachdem das Lösungsmittel zu kühlen, um zu sehen, ob einer der Probenflaschen Wasser enthalten. Für jene Kolben, enthaltend Wasser, Natriumsulfat hinzu und schwenken, bis das Wasser durch Natriumsulfat absorbiert.
  14. Konzentrieren die Probe mit Hilfe eines Stickstoff Probenkonzentrator oder ein Kaderna Dänisch (KD) Glasaufbau mit einem heißen Wasserbad.
  15. Die Probe wird auf ein Volumen von weniger als 2 ml verdampfen, und dann auf ein Endvolumen von 5 ml zu bringen, indem kleine Wasch Hexan, um die Probe aus der Glaswaren zu einem 5-ml-Meßkolben übertragen verwendet.
  16. Transfer in ein 10-ml-Fläschchen und beschriften mit Probeninformationen.

  1. Vorbereitung angesäuert Kieselgel durch Zugabe von 44 g konzentrierter Schwefelsäure in 100 g aktiviertes Kieselgel.
  2. 10 g angesäuertem Silicagel in eine kleine Chromatographiesäule, die einen kleinen Pfropfen aus Glaswolle an der Unterseite.
  3. 1 ml der Probenlösung auf die Säule nach Vorreinigung der Säule mit 10 ml Hexan.
  4. Eluieren der Säule mit 20 ml Hexan und sammeln sich verjüngenden 20-ml Glasrohr.
  5. Platzieren der Glasröhre an dem Stickstoffverdampfer (N-Vap) Vorrichtung unter einem Stickstoffstrom und in heißes Wasser eingetaucht.
  6. Dampfe zu weniger als 1 ml, jedoch nicht bis zur Trockene.
  7. Von der N-Vap Gerät zu entfernen und zu 1-ml-Messkolben mit kleinen Wasch Hexan.
  8. Transfer in ein 1,8 ml Autosampler Fläschchen mit Probeninformationen gekennzeichnet.
  9. Spike 4 ul internen Standard in das Fläschchen. Die Probe ist nun bereit für die Analyse.

5. Anallyse mittels Gaschromatographie - Massenspektrometrie unter Verwendung negative chemische Ionisation

  1. Verwenden Sie Standards, um das Gerät zu kalibrieren: Die Standards sind in Mischungen, bestehend aus Gruppen von Artgenossen gut getrennt. Mischungen bestehen aus 1-5 fast aller Kongenere in Arochlors 1016 1221 1232 1242 1248 1254 gefunden, und 1260 Mix 1 ist als Multi-Level-Kalibrierungsmischung verwendet und Systemlinearität wird durch die Vorbereitung zumindest bestätigt fünf Kalibrierungspegel in Konzentrationen zwischen 2 und 100 ng / ml. Mixe 2-5 werden als Single-Point-Kalibrierungen für jeden Aroma verwendet.
  2. Massenspektrometriesystem im negativen Modus der chemischen Ionisation mit Wasserstoff als Trägergas (1 ml / min) und Methan als Reaktionsgas - die Chromatographie eingestellt.
  3. Verwenden Sie einen Quarzglas-, Kapillar-Säule (60 m × 0,25 mm Innendurchmesser) mit DB-XLB bei 0,25 um-Schichtdicke für die Trennung beschichtet. Programm Ofen Temperatur von 60 bis 212 ° C bei 25 ° C / min, dann auf 260 ° C mit 1 ° C / min, und dann auf 280 ° C bei 4 ° C / min, mit einer endgültigen Haltezeit 4 min. Injektor und Transferleitung Temperaturen sollten bei 280 ° C eingestellt werden. Injizieren 1 bis 2 ul der Probe unter Verwendung des splitlosen Injektionsmodus.
  4. Analysieren alle Standards und Proben von der internen Standardmethode mit 13 C-markierten Decachlorbiphenyl.
  5. Führen Sie eine Überprüfung der anfänglichen Kalibrierung, indem Sie eine zweite Quelle-Standard und Aroclors 1242 und 1260, und vergleichen Sie dann die vorhergesagten Werte für die Aroclor Kongenere mit den beobachteten Mengen von diesem Prüfverfahren.
  6. Sobald die erste Kalibrierungsprozedur erfolgreich durchgeführt wurde, vollständige Analyse aller Proben. Führen Sie eine Kalibrierung prüfen alle zehn Proben, mit einer der Kalibrierung Gemische aus der anfänglichen Kalibrierung.

6. Berechnung des Netto Trophic Transfereffizienz

  1. Berechnen Netto trophische Transfereffizienz, γ, die für jede Kombination of Tank und PCB Kongeneren mit der folgenden Gleichung:
    Gleichung 1 , Wobei [PCB f] ist die durchschnittliche PCB Kongener Konzentration des Raubfische im Tank am Ende des Experiments, W f das Durchschnittsgewicht der Raubfische im Tank am Ende des Experiments [PCB i] Die durchschnittliche PCB Kongener Konzentration des Raubfische im Tank zu Beginn des Experiments, W i das Durchschnittsgewicht der Raubfische zu Beginn des Experiments, und die Menge an PCB Kongener eingenommen bezieht sich auf das Gewicht der PCB Kongeneren eingenommen wird, im Durchschnitt von jedem Seeforelle im Tank während des Experiments.
  2. Berechnen Sie den Nenner in der obigen Gleichung durch Multiplikation der durchschnittlichen Konzentration der PCB-Kongeneren in den Beutefisch Verbundwerkstoffen durch die durchschnittliche Menge (Gewicht) der Beute Fische in den Tank dur gegessen pro Raubfischeing den gesamten Verlauf des Experiments.

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Representative Results

Seeforelle zeigte eine erhebliche Menge an Wachstum während des Experiments, als die ersten Seeforelle bedeuten Gewichte reichten von 694 bis 907 g, während die letzten Seeforelle bedeuten Gewichte reichten von 853 bis 1.566 g (Tabelle 1). Die durchschnittliche Menge der Nahrung durch eine Seeforelle im Laufe der 135-Tage-Experiment verbraucht reichten von 641 bis 2.649 g. Bedeuten, PCB-Konzentrationen in der Kongeners Seeforelle erhöht während des Experiments, als mittlere PCB-Konzentrationen Kongeners reichten von 0,01 bis 7,14 ng / g (Nassgewicht) zu Beginn des Experiments, während mittlere PCB-Konzentrationen Kongeners reichten von 0,03 bis 29,31 durch die Ende des Experiments (Tabelle 2). Mittelung über die 10 Mischproben September gefangenen Bückling, reichten PCB Kongeneren Konzentrationen von 0,03 bis 26,56 ng / g. Mittelung über die 10 Mischproben von Mai gefangenen Bückling, reichten PCB Kongeneren Konzentrationen von 0,03 bis 23,52 ng / g (Tabelle 2). SieheMadenjian et al. 21 für weitere Einzelheiten auf der Bückling im Experiment verwendet.

Die geschätzte mittlere γ reichten von 0,309 bis 0,988, bezogen auf Mittelwertbildung über alle acht Tanks (Tabelle 3). Standardfehler für diese mittlere Schätzungen reichten von 0,029 bis 0,227. Für alle 75 der PCB, bedeuten γ für die aktive Seeforellen nicht signifikant vom Mittelwert γ für die inaktive Seeforelle abweichen. So behielt aktiv Seeforelle die PCB aus der Nahrung, die sie mit fast der gleichen Effizienz wie inaktiv Seeforelle verbraucht.

Da der Grad der Chlorierung stieg von 5 auf 10 Chloratomen pro Molekül, Schätzungen von γ zeigte eine leichte Abnahme (Abbildung 1). Allerdings γ nicht signifikant mit dem Grad der Chlorierung der PCB variieren (one-way ANOVA: F = 2,16; Freiheitsgrade [DF] = 6, 67, p = 0,0579). Mittelung über γ Alle 75 Artgenossen, der Mittelwert war 0,664.

Log K ow 6,0-8,2 erhöht, γ sank exponentiell (Abbildung 2). Diese Rate der Abnahme war signifikant von Null verschieden (t-Test: t = -4,09; df = 64, p = 0,0001), war aber gleich, nur 7% pro Einheit der log K ow. Basierend auf der angepassten Kurve, war γ gleich 0,70 bei K ow = 6 und γ war gleich 0,61 bei K ow = 8 (Figur 2).

Für 66 der 75 PCB, der Standardfehler um den Mittelwert Schätzung von γ war klein (≤ 0,05) (Tabelle 3). Für sechs der neun anderen PCB, waren die Standardfehler um den Mittelwert der Schätzung γ ziemlich niedrig (≤ 0,10). Höhere Standardabweichungen waren mit einem geringeren Grad der Chlorierung (drei bis fünf Chloratomen pro Molekül) assoziiert.

Zelt "fo: keep-together.within-page =" always "> Figur 1
Abbildung 1. Schätzungen des Netto trophische Transfereffizienz (γ) von PCB zu Seeforelle von seiner Beute in Abhängigkeit von der Anzahl der Chloratome pro Molekül des PCB-Kongeners dargestellt. Schätzungen wurden auf einem Laborexperiment, bei dem auf der Basis Bücklinge waren auf die Seeforelle zugeführt. Abdruck mit freundlicher Genehmigung aus 18 Madenjian et al..

Figur 2
Abbildung 2. Schätzungen des Netto trophische Transfereffizienz (γ) von PCB zu Seeforelle von seiner Beute als Funktion der log K ow des PCB-Kongeners dargestellt. Schätzungen wurden auf einem Laborexperiment, bei dem Bücklinge wurden zum See zugeführt basierend Forelle. Die Einbau regression Linie für Artgenossen mit log K ow mehr als 6 wird ebenfalls angezeigt. Die r 2-Wert für die angepassten Regressionslinie stellt die Menge an Variation in Log-γ durch log K ow erklärt. Abdruck mit freundlicher Genehmigung aus 18 Madenjian et al..

Tabelle 1. Anfangsdurchschnittsgewichte und letzte Durchschnittsgewichte der Seeforelle in der 135-Tage-Labor Experiment verwendet. Bücklinge wurden der Seeforelle zugeführt. Ebenfalls enthalten ist die durchschnittliche Menge der Nahrung von einer Forelle während des gesamten Verlaufs des Experiments gegessen. Tabelle wiedergegeben mit Genehmigung aus 18 Madenjian et al..

Tanknummer Anfangsdurchschnittsgewicht der Seeforelle (g) Endgültigen Mittelgewicht Seeforelle (g) Verbrauch (g)
1 907 1.345 1.734
2 860 1.339 1.999
3 890 1.518 2.344
4 817 1.566 2.649
5 694 1.242 1.870
6 729 853 641
7 754 1.050 1.203
8 729 1.092 1.336

Tabelle 2. Erste und letzte PCB-Konzentrationen in Kongeners Seeforelle, gemittelt über die acht Tanks während der 135-Tage-Labor Experiment verwendet. Durchschnittliche PCB Kongeneren-Konzentrationen in den September-Mai gefangen und fang Bücklinge auf die Seeforelle während des Experiments eingespeist werden ebenfalls gezeigt. Tabelle reprmit Genehmigung von 18 Madenjian et al. oduced. PCB wurden nach Ballschmiter et al. 20 nummeriert.

PCB Kongeneren Anfangs Seeforelle PCB Kongeneren mittlere Konzentration (ng / g) Schluss Seeforelle PCB Kongeneren mittlere Konzentration (ng / g) September gefangenen Bückling PCB Kongeneren mittlere Konzentration (ng / g) Kann gefangenen Bückling PCB Kongeneren mittlere Konzentration (ng / g)
19 1,62 3,41 3,27 2.01
22 0,41 0,66 0,36 0,32
28 1,22 2,24 1,27 0,82
31 1,19 1,97 1,13 0,67
44 1.10 2,08 1.09 </ Td> 0,84
45 0,66 1,74 2,25 1,71
46 0,81 2,51 5,23 3,73
47 1,88 5,72 9.10 5,81
52 2.11 3,76 2,05 1,66
60 0,59 2,04 2.10 1,50
63 0,19 0,68 0,74 0,52
70 3,05 10,25 9,43 6,62
74 0,76 2,76 2,35 1,79
82 0,26 0,91 0,80 0,75
83 0,45 1,60 1,62 1,28
85 1,70 6,63 6,38 5,15
87 1.12 3,47 3,09 2,46
92 1,17 4.16 3,91 3,06
95 2.22 5,06 3,09 2,59
97 1,04 3,37 3,08 2,45
99 3.19 12.38 11.95 9,59
101 3,33 10,25 8.90 7,37
105 2,88 11.35 10.80 9,28
110 4,53 15.78 15,55 12.31
115 0,20 1,03 0,69 0,54 117 0,25 1,24 1,19 0,98
118 6,20 24,17 22.94 19.35
124 0,22 0,79 0,77 0,63
128 1,58 6,26 6,03 5,37
130 0,85 3,26 3,24 2,85
131 0,77 2,97 2,89 2,52
134 0,14 0,44 0,42 0,36
135 0,84 3.19 3.16 2,62
137 0,46 1,77 1,67 1,49
138 7.14 28,31 26.56 23,52
141 0,71 2,50 2,45 2.17
144 0,08 0,22 0,19 0,18
146 2,34 9.10 8,96 7,86
149 2,38 8.18 8,25 6,72
151 0,47 1,53 1,43 1,27
156 0,68 2.65 2,31 1,96
158 0,64 2,42 2,36 1.99
163 2,92 10,24 10.07 8,94
164 0,47 1,81 1,79 1,58
167 0,43 1,65 1,64 1,43
170 1,03 3,94 3,71 3,47
171 0,39 1,46 1,43 1,26
172 0,38 1,45 1,41 1,30
174 0,48 1,83 1,84 1,67
175 0,11 0,42 0,42 0,37
176 0,03 0,09 0,09 0,09
177 0,72 2,67 2.65 2,45
178 0,61 2,33 2,26 2,03
179 0,17 0,60 0,58 0,55
180 3,35 12,84 11.97 10,73
183 1,18 4,44 4,32 3,79
185 0,04 0,14 0,14 0,14
187 3.12 12.07 11.65 10,67
190 0,27 1,02 1,18 1,02
191 0,05 0,20 0,20 0,17
193 0,27 1,03 0,94 0,87
194 0,46 1,73 1,66 1,55
195 0,14 0,54 0,53 0,49
196 0,30 1.12 1,15 1,03
197 0,06 0,23 0,23 0,20
199 0,67 2,44 2.17 2.12
200 0,01 0,03 0,03 0,03
201 0,14 0,53 0,52 0,48
202 0,31 1,14 1.12 1,02
203 0,48 1,83 1,83 1,61
205 0,02 0,09 0,09 0,08
206 0,19 0,70 0,70 0,65
207 0,07 0,25 0,26 0,24
208 0,11 0,41 0,43 0,40
209 0,11 0,36 0,38 0,36

Tabelle 3. Mittlere Schätzungen des Netto trophische Transfereffizienz (γ) von PCB zu Seeforelle von seiner Beute. Schätzungen wurden auf einem 135-Tage-Laborexperiment, bei dem Seeforellen wurden Bücklinge zugeführt basiert. Für jeden Aroma wurden γ Schätzungen aus allen acht Tanks gemittelt, um die mittlere Schätzung ergeben. Standardfehler des Mittelwertes wird in Klammern gesetzt. Tabelle wiedergegeben mit Genehmigung aus 18 Madenjian et al.. PCB wurden nach Ballschmiter et al. 20 nummeriert.

PCB Kongeneren Bedeuten, γ Standardfehler der mittleren
19 0,563 0,046
22 0,813 0,127
28 0,900 0,086
31 0,848 0.065
44 0,988 0,058
45 0,474 0,058
46 0.309 0,035
47 0.401 0,029
52 0,911 0,059
60 0,625 0,034
63 0,596 0,036
70 0,702 0,039
74 0.753 0,050
82 0.700 0,038
83 0,644 0,039
85 0,677 0,037
87 0,699 0,038
92 0,681 0,032
95 0,887 0,102
97 0,683 0,032
99 0,675 0,035
101 0,705 0,035
105 0.678 0,035
110 0.647 0,037
115 0,957 0.227
117 0,704 0,050
118 0.680 0,035
124 0,655 0,037
128 0.666 0,035
130 0,644 0,034
131 0.659 0,037
134 0,646 0,032
135 0,653 0,034
137 0,675 0,035
138 0,686 0,033
141 0.639 0,037
144 0.680 0,050
146 0,650 0,034
149 0.628 0,036
151 0,653 0,034
156 0,733 0,051
158 0,657 0,032
163 0.632 0,042
164 0.648 0,035
167 0,642 0,033
170 0,668 0,039
171 0,649 0,038
172 0,649 0,035
174 0,646 0,037
175 0.632 0,038
176 0.636 0,046
177 0.636 0,031
178 0,654 0,040
179 0.647 0,034
180 0,681 0,036
183 0,654 0,038
185 0,611 0,036
187 0.659 0,036
190 0,549 0,031
191 0,629 0,032
193 0,693 0,037
194 0,654 0,035
195 0.643 0,039
196 0.614
197 0.640 0,040
199 0,696 0,036
200 0,543 0,042
201 0,634 0,040
202 0.639 0,036
203 0.631 0,036
205 0,645 0,038
206 0,617 0,036
207 0,606 0,039
208 0,592 0,038
209 0,570 0,037

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Discussion

Um die genauesten Schätzung der γ muß der Experimentator in der Lage, genau zu verfolgen, sowohl die Menge der Nahrung in jedem der Tanks und der Menge des Futterreste in jedem der Behälter während des Verlaufs des Experiments platziert werden. Um dies zu erreichen, muss der Experimentator in der Lage, alle Futterreste aus den Tanks zu entfernen und das Gewicht genau zu bestimmen sein. Zusätzlich zur genauen Verfolgung der Nahrung tatsächlich durch die Raubfische verzehrt, kann eine genaue Abschätzung der γ auch auf ausreichende Dauer des Experiments abhängt. Da häufig zitierten Laborstudien speziell entwickelt, um trophische Transfereffizienz von PCB schätzen zu fischen aus ihrer Nahrung reichten von 105 bis 224 Tage im Dauer 22,23, eine Laufzeit von mindestens 100 Tagen und vorzugsweise mindestens 130 Tagen wird empfohlen. Ferner Vorspannung kann in die Schätzung von γ durch eine unzureichende Anzahl von Raubfischen für PCB Bestimmungen abgetasteten Beginn der exp eingeführt werdeneriment 14. Die Wahrscheinlichkeit, eine Stichprobe von Raubfische mit PCB-Konzentrationen nicht repräsentativ für die durchschnittliche PCB-Konzentration für alle Raubfische in den Tank steigt mit abnehmender Probengröße. Idealerweise sollte die Hälfte der Fische in den Tank für PCB Bestimmungen zu Beginn des Versuchs getötet werden.

Um Relevanz und Anwendbarkeit der Laborexperiment Ergebnisse auf den Bereich zu maximieren, sollte eine Beute Fische, die in der Regel von der Raubfische auf dem Gebiet gegessen wird zu der Raubfische während der Laborversuch zugeführt werden. Netto trophische Transfereffizienz kann von der Art der Matrix, die die Nahrungsmittel PCB 11,24 abhängen. Hinweise aus früheren Studien hat vorgeschlagen, dass Schätzungen der γ auf Basis eines kommerziellen Pellet Ernährung kann wesentlich kleiner als γ Schätzungen, die auf Raubfische Fütterung auf tatsächliche Beutefisch 17 sein. Daher ist eine Diät Raubfisch nicht verarbeitet oder synthesized Diät empfohlen.

Unsicherheiten in den Schätzungen der γ zu minimieren, sollten sowohl die Raubfische und Raubfische Verbund gut homogenisiert werden. Der Grad der Homogenisierung hängt zum Teil von der verfügbaren Menge von Mixer und Mischer. Für große Raubfische kann eine große Mischer benötigt werden, um die Homogenisierung Prozess einzuleiten. Eine Teilprobe des Homogenats aus dem großen Mischer kann dann zu einem kleineren Mischer, bei denen ein höherer Grad an Homogenisierung erreicht werden kann übertragen werden.

Genaue Bestimmung der PCB-Konzentrationen in den Kongeners homogenisiert Fischgewebeproben ist eine Schlüsselkomponente des Prozesses der genaue Schätzung γ für die verschiedenen PCB. Die Proben müssen während des Follow-up zu den Extraktionsprozess zu Matrix-Interferenzen zu entfernen und eine niedrige Nachweisgrenze für die PCB erreichen richtig gereinigt werden. Verwendung einer Gaschromatographie - Massenspektrometrie-System mit negativerchemische Ionisation Quelle in der Einzelionenmodus betrieben werden kann, um den Nachweis so niedrig wie 0,02 ng / ml in der Extrakt für die höher chlorierten PCB führen, obwohl die Nachweisgrenze für die unteren chlorierten PCB wäre deutlich höher als dieser Wert 25 sein . Ein Elektronen-Einfang-Detektor kann für die negative chemische Ionisation Instrument ersetzt werden, und dieser Ansatz wird Leermeldung bieten, aber auch anfälliger für Matrixstörungen sein. Je nach den PCB-Konzentrationen in den Kongeners homogenisiert Fischgewebeproben, wird der Forscher müssen sich entscheiden, welche Vorgehensweise (negative chemische Ionisation oder Elektronen-Einfang) besser geeignet ist. Für sehr niedrige PCB-Konzentrationen Kongeners kann die Elektronen-Einfang-Ansatz verwendet werden müssen. Es sollte sich durch analytische Fehler 26 hingewiesen werden, dass die Messungen in der Nähe der Nachweisgrenze haben oft relativ niedrige Präzision und Genauigkeit.

DieMethodik in dieser Studie beschrieben leicht an neue Fragestellungen im Bereich der PCB-Akkumulation in Fisch adressieren werden. Zum Beispiel, wie oben erwähnt, γ kann durch Vorschubgeschwindigkeit beeinflusst werden. Frühere Arbeiten haben vorgeschlagen, dass γ mit zunehmender Geschwindigkeit der Nahrungsaufnahme 14,17 abnimmt. Genau wie funktioniert γ mit zunehmender Vorschubgeschwindigkeit ändern? Haben die Beziehungen zwischen γ und der Grad der Chlorierung oder zwischen γ und log K ow, die in dieser Studie für Fische ad libitum aufgeklärt wurden, konsistent bleiben bei niedrigeren Futterkosten? Welche der folgenden beiden Faktoren einen größeren Einfluss auf die γ: die Menge der Nahrung verbraucht jeden Tag oder die Häufigkeit der Fütterung (dh, Fütterung einmal täglich gegenüber Fütterung alle zwei oder drei Tage)? Welche der folgenden beiden Faktoren einen größeren Einfluss auf die γ: das Gewicht der Lebensmittel verbraucht jeden Tag oder die Menge an Energie in der Nahrung verbraucht jeden Tag? Die Methdik in dieser Studie ausführlich ist gut geeignet, um diese Fragen zu beantworten, weil beide Zuführungsrate und Lebensmitteltyp kann im Labor kontrolliert werden.

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Materials

Name Company Catalog Number Comments
870-L fiberglass tanks Frigid Units RT-430-1
2,380-L fiberglass tanks Frigid Units RT-630-1
Tricaine methanesulfonate (Finquel) Argent Chemical Laboratories, Inc. C-FINQ-UE-100G Eugenol could also be used as an anesthetic.
Ashland chef knife Chicago Cutlery SKU 1106336
Cutting board Williams-Sonoma 3863586
Hobart verical mixer (40 quart) Hobart Corporation
1.9-L food processor Robot Coupe, Inc. RSI 2Y1 
Polyethylene bags (various sizes) Arcan Inc.
I-Chem jars I-Chem 220-0125
Top-load electronic balance Mettler Toledo Mettler PM 6000 
Sodium sulfate, anhydrous - granular EMD SX0760E-3
Glass extraction thimbles (45 mm x 130 mm) Wilmad-Lab Glass LG-7070-114
Teflon boiling chips Chemware 919120
Rapid Vap nitrogen sample concentrator Labconco 7910000
N-Vap nitrogen concentrator Organomation 112
Soxhlet extraction glassware (500 ml) Wilmad-Lab Glass  LG-6900-104
Hexane Burdick & Jackson  Cat. 211-4
Dichloromethane Burdick & Jackson  Cat. 300-4
Silica gel BDH Cat. BDH9004-1KG
Labl Line 5000 mult-unit extraction heater Lab Line Instruments
Agilent 5973 GC/MS with chemical ionization Agilent 5973N
Internal standard solution  Cambridge Isotope Laboratories EC-1410-1.2
PCB congener calibration standards Accustandard C-CSQ-SET
DB-XLB column (60 m x 0.25 mm, 0.25 micron) Agilent/ J&W 122-1262

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References

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