Легких крупного рогатого скота в биомедицинских исследований: Визуально Руководствуясь Бронхоскопия, внутрибронхиального Прививка и

Medicine
 

Summary

В этой статье описывается бронхоскопических методы в легких крупного рогатого скота в условиях эксперимента, т.е. bronchoscopically руководствуясь прививку, бронхоальвеолярный промывание, бронхиальной щеткой и трансбронхиальную биопсию легкого.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Prohl, A., Ostermann, C., Lohr, M., Reinhold, P. The Bovine Lung in Biomedical Research: Visually Guided Bronchoscopy, Intrabronchial Inoculation and In Vivo Sampling Techniques. J. Vis. Exp. (89), e51557, doi:10.3791/51557 (2014).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Существует постоянная поиск альтернативных моделях животных в исследовании респираторной медицины. В зависимости от цели исследования, крупные животные как модели болезни легких часто напоминают ситуацию легких человека гораздо лучше, чем мыши сделать. Работа с большими животных также предлагает возможность попробовать то же самое животное неоднократно в течение определенного течением времени, что позволяет долгосрочные исследования без ущерба для животных.

Цель состояла в том, чтобы установить в естественных условиях методы отбора проб для использования в бычьей модели респираторного Chlamydia psittaci инфекции. Отбор проб следует проводить в различные моменты времени у каждого животного во время исследования, и образцы должны быть пригодными для изучения реакцию хозяина, а также патоген в экспериментальных условиях.

Бронхоскопия является ценным диагностическим инструментом в медицине и ветеринарии. Это безопасный и минимально инвазивная процедура. Этот арктическийле описывает внутрибронхиального прививку телят, а также методы отбора проб для нижних дыхательных путей. Видеоэндоскопических, внутрибронхиального прививка приводит к очень последовательные клинические и патологические результаты во всех привитых животных и, следовательно, хорошо подходит для использования в моделях инфекционных заболеваний легких. Методы отбора проб описанные бронхоальвеолярного лаважа, бронхиальная щеткой и трансбронхиальная биопсия легкого. Все эти ценные диагностические инструменты в медицине, и могут быть адаптированы для экспериментальных целей в телят в возрасте 6-8 недель. Полученные образцы были пригодны как для обнаружения патогенов и характеристика тяжести воспаления легких у хозяина.

Introduction

Ценности крупное животное Моделей в биомедицинских исследований

В современной междисциплинарной медико-биологических исследований, животные модели по-прежнему необходимы для выяснения сложных взаимодействий - связаны со здоровьем или статуса заболевания - в течение организмов млекопитающих. Несмотря +17 Нобелевских премий к присуждению ученых, которые изучали крупный рогатый скот, лошадей, овец или птицы в качестве моделей для биомедицинских исследований 1, в настоящее время подавляющее большинство экспериментов на животных проводятся с грызунами, а менее 1% исследований работают с домашними животными или животноводства.

Мелкие животные предлагают много практических преимуществ (то есть дешевые, генетическая пластичность, высокую пропускную способность, наличии многочисленных генетических и иммунологических инструменты и наборы), и генетически модифицированных мышиные модели, как правило, принимаются для выполнения механистические исследования обнаруживают, особые молекулярные пути. В медико-биологических исследований сложных систем, тон биологическое значение и клиническая эффективность моделей мышей становится все более и более сомнительной. Они могут вводить в заблуждение и несут риск упрощение биологического сложности 2-9.

Из-за особенностей межвидовых, ни один вид животных не будет полностью отражать человеческую ситуацию, а также использование более чем одной модели, кажется, быть полезным в междисциплинарной биомедицинских исследований подхода. В контексте трансляционной медицины, крупные животные предлагаем возможность служить сравнительные модели предоставления результатов с высокой биологической значимости двойного применения для здоровья человека и животных 1. Примечательно, что геном человека скорее напоминали по бычьей генома, чем геном лабораторных грызунов. Кроме того, недавно было подтверждено, что, по сравнению с других таксонов, геном мышей гораздо более переставить 10-12.

В комплексе дизайна исследования, использование скота предлагает Uniqие возможность внутри отдельных долгосрочных исследованиях повторного сбора различных образцов в естественных условиях от одно-и-в-же индивида без ущерба для животного. Таким образом, функциональные, воспалительные и морфологические изменения можно отслеживать в этой же теме в течение определенного периода времени 13.

Легких крупного рогатого скота в качестве подходящего Респиратор модели

В связи с большим количеством существенных различий в легких анатомии, физиологии дыхания и легочной иммунологии, мыши не размножаются многие важные патофизиологические аспекты болезни легких человека. Это должно быть принято во внимание при использовании их в качестве моделей животных респираторных заболеваний 2,9,14-16. Хотя особенности анатомии и структуры существуют для каждого легкого млекопитающих, функциональные характеристики (т.е. объемы легких, воздушных потоков и дыхательных механика) лучше сопоставимы между взрослыми людьми и телят из-за подобных массы тела(50-100 кг).

Видоспецифических характеристик легких крупного рогатого скота можно резюмировать следующим образом: левое легкое состоит из двух долей (Lõbus cranialis, который разделен на два сегмента, и Лобус caudalis), в то время как правое легкое состоит из четырех лепестков (Лобус cranialis, Лобус мышца, Лобус caudalis и Лобус вспомогательный `орган). В отличие от легких анатомии большинства других млекопитающих, бронхов правых ветвей черепных лепестков непосредственно из правой боковой стороне трахеи. По отношению к subgross анатомии, легких крупного рогатого скота представляет высокую степень дольчатость и высокий процент интерстициальной ткани 17,18, ведущих к относительно низкой удельной податливости легких и более высокое сопротивление легочной ткани 19. Таким образом, требуется дыхание активность достаточно высока по сравнению с другими видами 20,21. Высокая степень дольчатость приводит к сильному независимости сегментов. Таким образом, инфlammatory процессы ограничивается соединительной ткани перегородками, и больные и здоровые сегменты часто лежат в пределах одной доли. В связи с отсутствием залоговых дыхательных путей, легких крупного рогатого скота особенно подходит для зеркалирования обструктивной дисфункции 13. Что касается сосудистой в легких крупного рогатого скота, маленькие легочные артерии показывают очень видных слоев гладких мышц. Таким образом, теленок может также служить солидной животной модели легочной гипертензии или ремоделирования сосудов 22-24.

В отношении респираторных инфекций, встречающиеся в природе заболевания существуют в животноводстве, что много общего со сравнимой заболеваний человека. Типичными примерами являются туберкулез крупного рогатого скота 25, респираторно-синцитиальный вирус (RSV) инфекций у телят 26-28, или естественно приобретенные Chlamydia инфекции 29. Таким образом, крупные животные модели действительно очень напоминают ситуацию в естественной хозяина. Таким образом, они являются наиболее USEFул изучения хост-патогенных взаимодействия и сложную патофизиологию соответствующего заболевания людьми 30,31.

В биологически соответствующем модели респираторной инфекции Chlamydia psittaci, телята были выбраны, так как крупного рогатого скота представляют собой естественные хозяев за этого патогена 32-35. Информация, полученная из этой модели, по отношению к патогенезе заболевания или возможных путей передачи между животными и людьми, поможет расширить наши знания с ударом для обоих крупного рогатого скота и человека. Модель также может помочь проверить общепринятые и альтернативные терапевтические возможности для ликвидации легочной C. psittaci инфекции, которые, опять же, из интереса как к ветеринарному и медицине.

Методы, применяемые к и образцы получены из бычьего дыхательной системы

Эта статья описывает и иллюстрирует методы и методы диагностики applicablе в легких крупного рогатого скота и использовали в нашей модели для оценки обоих эффектов патогена на легких млекопитающих и эффективности терапевтического вмешательства.

Бронхоскопия была выполнена в медицине с 1960 года и считается безопасной процедурой 36. В телят, экспериментальный бронхоскопии был описан в 1968 году впервые 37. Внутрибронхиального применение патогенов была предложена Potgieter соавт., Как надежный способ вызвать заболевание нижних дыхательных путей у телят 38 и в настоящее время является распространенным методом в коровьем исследования 34,39,40. Внутрибронхиального прививка определенного количества патогена под контролем видеоэндоскопических позволяет для селективного размещения инфекционного агента в легких. Это приводит к последовательной клинических и патологических у всех животных 34 и позволяет целевой выборки регионов легких, как ожидается, будут изменены из-за воздействия болезнетворных микроорганизмов.

жидкости бронхоальвеолярного лаважа (БАЛ) является хорошо описано показателем присутствия и тяжести воспаления легких. Бронхоальвеолярного лаважа (БАЛ) является стандартной процедурой в медицине для диагностики различных заболеваний органов дыхания 41. В живой скот, БАЛ был введен Уилки и Маркхэм в конце семидесятых годов прошлого века 42. Считалось безопасным и повторяемые методика исследования нижних дыхательных путей крупного рогатого скота. В связи с отсутствием достаточных данных о параметрах БАЛ у здоровых животных, в 1988 Прингл и др.. Выполняемой БАЛ на здоровых телят с гибкий волоконно-оптический бронхоскоп. Авторы также отметили необходимость стандартизировать протоколы БАЛ в экспериментальных условиях на приобретение сопоставимые результаты 43. БАЛ до сих пор используется в качестве в естественных условиях выборочного метода у телят 44-46.

Бронхиальная щеткой обычно используется в медицине какдиагностический инструмент, чтобы пробовать опухолевые поражения или для микробиологического анализа 36. Для исследовательских целей, первичных клеточных культур из эпителиальных клеток, полученных путем цитологического щеткой можно получить 47. У крупного рогатого скота, использование бронхиальных втулками для микробиологического анализа было описано охарактеризовать микробную среду легких 43.

Трансбронхиальная биопсия легкого предоставляет образцы легочной ткани и является ценным диагностическим инструментом для диффузного заболевания легких у людей. Ятрогенная пневмоторакс и порядок связанных кровоизлияния являются осложнения, связанные с этой техникой. Их частота, как сообщается, менее одного процента в человеческих пациентов 48. Трансбронхиальная биопсия легкого не является общим методом для использования в крупного рогатого скота, из-за высокой стоимости оборудования, необходимого и времени, необходимого для получения биопсии. Вместо этого, чрескожные биопсии легких более удобны в полевых условиях 49-51.

Protocol

Заявление по этике
Это исследование было проведено в строгом соответствии с европейской и национальной закона по уходу и использованию животных. Протокол был одобрен Комитетом по этике экспериментах на животных и защите животных в штате Тюрингии, Германия (номер разрешения: 04-004/11). Все эксперименты проводились под наблюдением уполномоченного институциональной Агент защиты животных. Бронхоскопия строго проводится под общим наркозом. В ходе исследования, было сделано все возможное, чтобы минимизировать дискомфорт или страдания.

Общие замечания
Описанные методы были разработаны для телят примерно 6-8 недель от роду, весом около 60-80 кг. Для использования в других крупных видов животных или телят разных по возрасту и веса тела, методы должны быть адаптированы в соответствии с размером и весом и учитывать легких анатомию конкретных видов животных. ВсеОборудование, используемое должны быть стерильными. Хламидиоз psittaci является зоонозных бактерия, которая может привести к дыхательной и общее заболевание у людей. Помимо птиц, С. psittaci штамм DC15 используется в настоящем протоколе должны быть обработаны в соответствии с уровнем биобезопасности 2. Вся работа с патогеном и с инфицированными животными должны выполняться носить средства индивидуальной защиты, такие как респиратор, брызгозащищенной комбинезон, резиновые сапоги и перчатки. Ношение подходящий респиратор имеет большое значение, так как естественным путем инфекции для С. psittaci является Aerogen. Упаковка и маркировка образцов должны быть дезинфицирующее доказательство, так как все вещи должны быть обработаны дезинфицирующим эффективен против хламидий в соответствии с инструкциями изготовителя, прежде чем покинуть жилищного животное блок.

1. Подготовка животных для Бронхоскопия

  1. Определите вес теленка для дозировки анестетиков.
  2. Наведите внутривенного (IV) получить доступ кн левая яремную вену.
  3. Во-первых, медленно вводят ксилазина (0,2 мг / кг массы тела) в течение приблизительно 30 сек, а затем, после возникновения седативный эффект, вводят кетамин (2,0 мг / кг массы тела).
  4. Поднимите животное на стол и поместите его в правой боковой лежачее положение. После того, как животное адекватно позиционируется на стол, проверить, если доступ IV по-прежнему на месте и скорректировать его в случае необходимости. Во время наркоза, регулярно проверять век рефлекс для определения глубины анестезии.
  5. После того, как животное постоянно дышит, кто-то вытащить язык и растянуть шею. Поместите металлическую трубку расширитель в рот животного, используя небольшие движения вращается. Нажмите расширитель вперед под контролем зрения, используя фонарик, пока гортань не видно.
  6. Поддержание анестезии в течение всего эндоскопической процедуры путем инъекции болюса 7 мг ксилазина и 70 мг кетамина по мере необходимости.

. 2 Прививка (Прививка сайты: Рисунок 1)

  • Подготовка 3 шприцы с инокулята, содержащие 1, 2, и 5 мл инокулята.
  • Вставьте тефлоновую трубку в рабочем канале эндоскопа. Трубка не должна выступать из наконечника эндоскопа.
  • Вставьте эндоскоп через металлическую зеркалах. Незначительные перенастройка о зеркалах может быть необходимо для того, чтобы прохождение гортани. Бронха trachealis, которая ответвляется в правую сторону, помогает выровнять изображение на мониторе.
  • Присоединить шприц 5 мл инокулята в конце тефлоновой трубки. Перейдите трубку в филиалах, где посевной сдаются на хранение и применить нужную сумму (правого легкого: Лобус мышца: 0,5 мл, Лобус вспомогательный `орган: 0,5 мл, Лобус caudalis: 0,5 мл и 1,0 мл; Левое легкое: Lõbus cranialis, Pars cranialis : 0,5 мл, Парс caudalis: 0,5 мл, Лобус caudalis: 1,5 мл). Прикрепите шприц с 1 &# 160; мл посевной к трубке, затем перейдите к trachealis бронхов и хранение посевного (Lõbus cranialis, Pars caudalis: 1,0 мл). Это полезно, чтобы всегда подходить к локализации в том же порядке.
  • Удалить эндоскоп и расширитель.
  • Спрей 1 мл посевного материала в каждую ноздрю с приводом.
  • Принесите животное обратно в конюшню и поместить его в положении лежа для пробуждения. Не оставляйте животное без присмотра или в компании других животных, пока он не пришел в достаточной сознание поддерживать грудины лежачее положение. Восстановление стабильной должна быть с кондиционером, так как способность животного для терморегуляции снижается под общим наркозом.
    Примечание: первые клинические признаки должно происходить около 24-36 ч после инокуляции, в зависимости от патогена используется.
  • . 3 Процедуры отбора проб (выборка сайты: Рисунок 2)

    1. Подготовьте животное, как описано в шагах 1.1-1.6.
    2. Бронхоальвеолярный лаваж
      1. Поместите 5 шприцев каждый из которых содержит 20 мл стерильного изотонического солевого раствора, в водяной бане и дать им нагреться до приблизительно 38 ° С.
      2. Вставьте промывание катетер в рабочем канале эндоскопа, а затем вставьте эндоскоп в металлическую зеркалах и перемещения вперед в главный бронх левого легкого, пока «Позиция клин" не будет достигнуто, где эндоскоп не может быть выдвинут дальше вперед.
      3. Один за другим, прикрепите шприцы с теплым раствором NaCl в промывной катетера, привить жидкость и аспирации его непосредственно. БАЛ должен храниться в силиконизированных стеклянные бутылки и поставить на лед сразу после восстановления, чтобы предотвратить альвеолярных макрофагов от прикрепляться к поверхности стекла. Обратите внимание, как количество физиологического раствора закапывают и количество извлеченного флюида.
      4. Извлеките промывание катетера из рабочего канала.
    3. Бронхиальная чистка
      1. Перейдите эндоскоп в нужное место отбора проб, в описанном протоколе это Bifurcatio трахеи.
      2. Накройте кисть с трубки, прежде чем вставлять его в рабочем канале эндоскопа до кончик кисти на мониторе не появится.
      3. Нажмите на кисть с пластиковой трубки вперед примерно на 5 см и раскрыть его из пластиковой трубки, нажав на ручку, то перейти его в месте, которое должно быть щеткой.
      4. Оботрите эпителиальные призывы мягко нажимать и вытягивать кисти вперед и назад во время навигации эндоскоп, чтобы обеспечить контакт между щеткой и стенкой бронха. Остановить потирая при возникновении кровотечения. Накройте кисть с трубкой чтобы вытянуть ее из рабочего канала.
      5. Подготовить до пяти мазков на предметных стеклах, осторожно прокатки кисть на слайде. Зафиксируйте мазки в холодным метанолом в течение 10 минут, воздух сухой и хранить при температуре -20 ° С.
      6. Кисть можно промыть вРазличные средства массовой информации, в зависимости от цели отобранных клеток. Если брать несколько проходов щеткой под одну гребенку, не забудьте только промыть его в средствах массовой информации, не раздражают слизистую оболочку.
    4. Трансбронхиальная биопсия легкого
      1. Перейдите эндоскоп в нужное место отбора проб, в описанном протоколе это Парс caudalis из cranialis Lõbus. Перед установкой щипцы биопсии в рабочий канал открытым и закрыть ему пару раз, чтобы убедиться, что он работает гладко.
      2. Надавите на щипцы биопсии в хвостовую филиала бронха trachealis пока легкое сопротивление не происходит. Отойдите назад 2-3 см, открыть щипцы, продвигать примерно на 2 см, закройте щипцы, отступить и снять щипцы из рабочего канала. Это требует некоторой практики.
      3. Осторожно снимите ткань с щипцы для биопсии, с помощью иглы или маленькие щипцы. В зависимости от дальнейшего использования ткани, хранить его в жидком NITRоген или подходящий фиксация среднего. Это должно произойти сразу после удаления, чтобы предотвратить автолитических процессы.
    5. Постабортных лечение
      1. Принесите животное обратно в конюшню и поместить его в положении лежа для пробуждения. Не оставляйте животное без присмотра или в компании других животных, пока он не пришел в достаточной сознание поддерживать грудины лежачее положение. Восстановление стабильной должна быть с кондиционером, так как способность животного для терморегуляции снижается под общим наркозом.
      2. Мониторинг животного тесно признаков пневмоторакса в последующие 24 часов. Обеспечить подачу и пресную воду, когда животное восстановил полное сознание.

    Representative Results

    Курс болезни

    Эффект от патогена на здоровье животных можно оценить с помощью клиническом обследовании. В наших моделях респираторной инфекции, животные были рассмотрены два раза в день и клинические наблюдения были записаны с использованием балльной системы. Дополнительная информация была захвачена выполнении других Vivo методы в выборки, например, сбора крови и мазки или измерение функции легких. Патологические исследования проводились в различные моменты времени после инокуляции, чтобы описать ход инфекции 32-34.

    БАЛ скорость восстановления

    Скорость восстановления в привила жидкости было 83.05 ± 4.58% (среднее ± SD).

    Определение патогенных микроорганизмов

    Рекультивация возбудителя могут быть выполнены из бронхов втулками. Кроме того, ПЦР скрининг различных образцов можно обнаружить возбудителя, например тиСГУП биопсия, образец цитология кисть, БАЛ-клетки 52 или глотки мазков. Визуализация возбудителя можно, выполняя иммуногистохимию замороженных участков биопсии легких и осаждения препаратов в БАЛ-клеток (рис. 3). В предыдущих экспериментах, ПЦР из проб крови и тампоны (конъюнктивы, кала, носовых) были выполнены для характеристики распространения и осыпание возбудителя 32.

    Маркеры местное воспаление легочной ткани

    В БАЛ, различные параметры воспаление легких могут быть изучены. Общее количество клеток, а доля нейтрофилов обычно увеличивается, когда воспаление легких присутствует. Для дифференциации клеток, отстойники препараты БАЛ-клеток могут быть окрашены в соответствии с Giemsa и дифференцировке, используя масла погружение (рис. 4). Сотовые и жидкие пропорции БАЛ отделены центрифугированием (300 мкг, 20 мин). БАЛ-Супернатант содержит различные маркеры, которые изменяются в течение воспалительных процессов в легких и могут быть изучены в экспериментальных условиях. Примерами являются общий белок и эйкозаноиды 29,34.

    Схематический общий вид возможного дальнейшего использования описанных образцов показана на рисунке 5.

    Рисунок 1
    Рисунок 1. Схема легких крупного рогатого скота с прививки сайтов (желтый). Цифры указывают порядок, в котором посевной вводят в другом бронхов. П: правый; L: левый. Правое легкое: 1 Лобус мышца: 0,5 мл, 2 Лобус вспомогательный `орган: 0,5 мл, 3 Lõbus caudalis: 0,5 мл и 4 1,0 мл; Левое легкое: Lõbus cranialis, Парс cranialis: 0,5 мл, 6 Парс caudalis: 0,5 мл, 7 Лобус caudalis: 1,5 мл, 8 Lõbus cranialis, Парс caudalis: 1,0 мл.

    Рисунок 2
    . Рисунок 2 Схема легких крупного рогатого скота с прививки сайтов (желтый) и участков отбора проб:. Бронхоальвеолярного лаважа (синий), бронхиальная щеточных (зеленый), и биопсии легких (оранжевый) Обратите внимание, что все образцы получены из регионов, где возбудитель был депонированных раньше. R: правый, L: левый.

    Рисунок 3
    Рисунок 3.) Биопсия легких от теленка инокулированного Хл amydia psittaci 4 дня после прививки (точек на дюйм), б) сотовой осадок БАЛ теленка засевают С. psittaci 9 точек на дюйм. Иммуногистохимический маркировка хламидий. Хламидийные включений (стрелки) присутствуют в легких (а) и в альвеолярных макрофагов (б). Гематоксилин контрастирующая.

    Рисунок 4
    Рисунок 4. Сотовый осадок БАЛ теленка инокулированного С. psittaci 9 точек на дюйм. Альвеолярные макрофаги (#) являются преобладающим типом клеток в БАЛ. Количество нейтрофильных гранулоцитов (*) возрастает при воспалительных процессах присутствуют. Изменения Паппенхайм окрашивание.

    ES.jpg "ширина =" 600 "/>
    Рисунок 5. Возможные методы пробоподготовки. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

    Discussion

    Способ бронхоскопическая прививки были разработаны и различные бронхоскопические методы отбора проб были адаптированы для использования в крупных животных в экспериментальных условиях. Описанные методы легко узнать, даже для экспертов с небольшим опытом в эндоскопии. Процесс бронхоскопии является минимально инвазивной и никаких негативных последствий, связанных с методами прививки, а также описанных методов отбора проб (БАЛ, трансбронхиальная биопсии легких, бронхиальная щеточных), не были когда-либо видел в любом из животных. Осложнения, связанные с трансбронхиальной биопсии легких у человека кровоточат и пневмоторакс 48, ни один из них были замечены в икрах, прошедших эту процедуру. Трансбронхиальная биопсия легкого занимает больше времени и требует больше оборудования, чем транскутанной метода, но это менее инвазивных и не несут риск раневой инфекции.

    Визуальный контроль, эндоскопическая метод inoculatионный позволяет отложение определенного количества возбудителя в определенных местах легких. Таким образом, это приводит к очень последовательных клинических и патологических во всех привитых животных 32-34. Тем не менее, она не похожа все особенности естественной инфекции у телят. В модели респираторного С. psittaci инфекции, Описанная методика прививки привели к поражения легких, связанных с сайтами размещения возбудителя 34, тогда как в естественно инфекций телят обычно развивается пневмония из верхушечных долях. Этот факт должен быть принят во внимание при толковании актуальность экспериментальных данных в контексте природных приобретенных легочных инфекций в крупного рогатого скота.

    Видеоэндоскопических БАЛ позволяет выборки определенной сферой легких. Для экспериментальных целей, это является преимуществом по сравнению с использованием носовой катетер под вслепую. Из-за анатомии легких крупного рогатого скота, вслепую вставлен катетер будет толкатьред в нужное диафрагмальной доли в большинстве случаев 53,54 и экзаменатор не имеет никакого влияния на области легких, который лаважу. Еще одно преимущество эндоскопической БАЛ наркозом телят в боковой лежачее положение является высокая средняя скорость восстановления привила жидкости более чем на 80%. Сравнение с другими исследованиями, показывает, что, стоя, седации телят, восстановлением 133,3 ± 1,6 мл 46 и 127,13 ± 3,53 мл 45 после закапывания 240 мл жидкости в хвостовую доли сообщается. В седации телят в грудины лежачее положение 51% от привила жидкости может быть извлечен из черепной доли и 62% от хвостового доли 43. Это означает, что приблизительно половина привили жидкости могут быть восстановлены в вертикальном положении теленка. В зависимости от количества БАЛ, необходимой для дальнейшей подготовки образца, это не могло оставить достаточно материала, чтобы выполнять все необходимые эксперименты. БАЛ у крупного рогатого скота был использован многих исследовательских групп, и многиеразличные параметры были исследованы в различных условиях. Большинство авторов выполняется промывание базальных долей 43,45,46, но количество жидкости, используемой для промывания отличается между исследовательскими группами. Это приводит к несогласованности в разведении выделенных клеток, белков и других веществ, что делает его трудно сравнивать результаты из разных изданий. Таким образом, для использования в крупного рогатого скота рекомендуется промывание с пятью фракциями по 20 мл (т.е. полного объема 100 мл) тела теплой, изотонический солевой раствор, которые восстановленных сразу после закапывания. При использовании промывание катетера большого диаметра (т.е.> 2 мм), объем каждой фракции должен быть немного увеличен, в зависимости от количества жидкости, которая останется в катетере.

    Высоко сегментирован анатомия легких крупного рогатого скота приводит к методической ограничение; Результаты, полученные из одной части легких не может быть верно для остальной части легких. не так как нетзрелище контроль всей площади легких зондируются трансбронхиальной биопсии и промывания, эксперт не может знать, является ли выборочные районы были здоровы или больны. Таким образом, очень важно, чтобы попробовать места, где патоген инокулировали до того, чтобы иметь более высокую скорость восстановления патогена и иметь более высокую возможность отбора проб больные участки легких. Другим ограничением является увеличение анестетик риск у животных плохого клинического состояния. Описанные методы должны быть использованы только в моделях мягкой и умеренной болезнью держать бремя для животных как можно ниже. Общая анестезия в жвачных животных следует всегда иметь как можно более коротким, как выделение газа в рубце увеличивает обезболивающий риск у этих видов. Животные должны быть помещены в положении лежа сразу после бронхоскопии, чтобы позволить истечение разработанной газа и должна быть тщательно следить, пока они не полностью извлечен из анестезии. Кроме того, описанные методы не SuitaBLE для отбора проб интервалы менее 24 часов.

    Описанный протокол может быть адаптирован к других инфекционных агентов. Эндоскопическое прививка различных патогенов было описано, например, C. psittaci 32-34, Pasteurella haemolytica 38-40,42, Haemophilus Somni 55, и вирус бычьей вирусной диареи 44. Кроме того, участки патогена депозита в легких могут быть адаптированы к желаемой модели. При выборе участков отбора проб, некоторые важные факты должны быть приняты во внимание: (я) отбора проб сайты должны быть выбраны на основе мест прививки и на ожидаемых патологических. (II) При аутопсии должны быть выполнены, то должны быть приняты, чтобы оставить достаточно unsampled области легких для экс естественных условиях выборки. (III) места отбора проб должны быть выбраны таким образом они могут быть достигнуты с оборудованием. Специально для трансбронхиальной биопсии легких, существуют ограничения, связанные с длиной щипцы для биопсии. (IV) Tон порядок отбора проб важно, бронхиальная щеткой и трансбронхиальная биопсия легкого может привести к незначительных кровотечений, которые бы загрязнить БАЛ. Таким образом, БАЛ всегда должно быть получено в первую очередь. При использовании протокола в других видах, видоспецифические легких анатомия должны быть приняты во внимание.

    Disclosures

    Авторы не имеют ничего раскрывать.

    Materials

    Name Company Catalog Number Comments
    Veterinary Video Endoscope Karl Storz GmbH & Co. KG, Tuttlingen, Germany PV-SG 22–140 diameter: 9 mm, working channel: 2.2 mm, working length 140 cm
    Lavage catheter Karl Storz GmbH & Co. KG, Tuttlingen, Germany diameter: 2 mm; length: 180 cm, Luer-lock-adapter
    Actuator WEPA Apothekenbedarf GmbH & Co KG, Hillscheid, Germany 32660 length: 60 mm
    Biopsy forceps Karl Storz GmbH & Co. KG, Tuttlingen, Germany REF 60180LT 1.8 mm, serrated, oval
    Omnifix 20 ml, Luer-Lock B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany 4617207V
    Cytology brush mtp GmbH, Neuhausen ob Eck, Germany 110240-10 working length 180 cm, brush length: 15 mm, diameter 1.8 mm
    iv acess Henry Schein Vet GmbH, Hamburg, Germany 370-211 diameter: 1.2 mm; length: 43 mm
    Rompun 2% (xylazin) Bayer Vital GmbH, Leverkusen, Germany 0.2 mg/kg bodyweight
    Ketamin 10% (ketamine) bela-pharm GmbH & Co. KG, Vechta, Germany 2.0 mg/kg bodyweight
    Isotonic saline solution B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany 3200950
    SUB 6 waterbath CLF analytische Laborgeräte GmbH, Emersacker, Germany n/a
    Metal tube speculum n/a n/a diameter: 3.5 cm; length: 35 cm
    Flashlight n/a n/a
    Siliconized glass bottles n/a n/a siliconize with Sigmacote (Sigma-Aldrich Co. LLC)
    Omnifix Luer 3 ml B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany 4616025V
    Omnifix Luer 5 ml B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany 4616057V
    Sealing plugs Henry Schein Vet GmbH, Hamburg, Germany 900-3057
    Inoculum n/a dilute pathogen in 8 ml buffer

    DOWNLOAD MATERIALS LIST

    References

    1. Ireland, J. J., Roberts, R. M., Palmer, G. H., Bauman, D. E., Bazer, F. W. A commentary on domestic animals as dual-purpose models that benefit agricultural and biomedical research. Journal of animal science. 86, 2797-2805 (2008).
    2. Persson, C. G. Con: mice are not a good model of human airway disease. American journal of respiratory and critical care medicine. 166, 6-7 (2002).
    3. Haley, P. J. Species differences in the structure and function of the immune system. Toxicology. 188, 49-71 (2003).
    4. Hein, W. R., Griebel, P. J. A road less travelled: large animal models in immunological research. Nature reviews. Immunology. 3, 79-84 (2003).
    5. Mestas, J., Hughes, C. C. Of mice and not men: differences between mouse and human immunology. J Immunol. 172, 2731-2738 (2004).
    6. Elferink, R. O., Beuers, U. Are pigs more human than mice. Journal of hepatology. 50, 838-841 (2009).
    7. Jawien, J., Korbut, R. The current view on the role of leukotrienes in atherogenesis. Journal of physiology and pharmacology : an official journal of the Polish Physiological Society. 61, 647-650 (2010).
    8. Seok, J., et al. Genomic responses in mouse models poorly mimic human inflammatory diseases. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110, 3507-3512 (2013).
    9. Pabst, R. Allergy and Allergic Diseases. 1, (2009).
    10. Bovine Genome, S., et al. The genome sequence of taurine cattle: a window to ruminant biology and evolution. Science. 324, 522-528 (2009).
    11. Tellam, R. L., et al. Unlocking the bovine genome. BMC genomics. 10, 193 (2009).
    12. Graphodatsky, A. S., Trifonov, V. A., Stanyon, R. The genome diversity and karyotype evolution of mammals. Molecular cytogenetics. 4, 22 (2011).
    13. Kirschvink, N., Reinhold, P. Use of alternative animals as asthma models. Current drug targets. 9, 470-484 (2008).
    14. Coleman, R. A. Of mouse and man--what is the value of the mouse in predicting gene expression in humans. Drug discovery today. 8, 233-235 (2003).
    15. Kips, J. C., et al. Murine models of asthma. The European respiratory journal. 22, 374-382 (2003).
    16. Coraux, C., Hajj, R., Lesimple, P., Puchelle, E. In vivo models of human airway epithelium repair and regeneration. European Respiratory Review. 14, 131-136 (2005).
    17. McLaughlin, R. F., Tyler, W. S., Canada, R. O. A Study of the Subgross Pulmonary Anatomy in Various Mammals. American Journal of Anatomy. 149-165 (1961).
    18. Robinson, N. E. Some functional consequences of species differences in lung anatomy. Adv Vet Sci Comp Med. 26, 1-33 (1982).
    19. Lekeux, P., Hajer, R., Breukink, H. J. Effect of Somatic Growth on Pulmonary-Function Values in Healthy Friesian Cattle. Am J Vet Res. 45, 2003-2007 (1984).
    20. Veit, H. P., Farrell, R. L. The anatomy and physiology of the bovine respiratory system relating to pulmonary disease. Cornell Vet. 68, 555-581 (1978).
    21. Gallivan, G. J., McDonell, W. N., Forrest, J. B. Comparative pulmonary mechanics in the horse and the cow. Res Vet Sci. 46, 322-330 (1989).
    22. Hunter, K. S., et al. In vivo measurement of proximal pulmonary artery elastic modulus in the neonatal calf model of pulmonary hypertension: development and ex vivo validation. Journal of applied physiology. 108, 968-975 (2010).
    23. Stenmark, K. R., et al. Severe pulmonary hypertension and arterial adventitial changes in newborn calves at 4,300 m. Journal of applied physiology. 62, 821-830 (1987).
    24. Tian, L., et al. Impact of residual stretch and remodeling on collagen engagement in healthy and pulmonary hypertensive calf pulmonary arteries at physiological pressures. Annals of biomedical engineering. 40, 1419-1433 (2012).
    25. Van Rhijn, I., Godfroid, J., Michel, A., Rutten, V. Bovine tuberculosis as a model for human tuberculosis: advantages over small animal models. Microbes and infection / Institut Pasteur. 10, 711-715 (2008).
    26. Otto, P., et al. A model for respiratory syncytial virus (RSV) infection based on experimental aerosol exposure with bovine RSV in calves. Comparative immunology, microbiology and infectious diseases. 19, 85-97 (1996).
    27. Gershwin, L. J., et al. A bovine model of vaccine enhanced respiratory syncytial virus pathophysiology. Vaccine. 16, 1225-1236 (1998).
    28. Gershwin, L. J. Immunology of bovine respiratory syncytial virus infection of cattle. Comparative immunology, microbiology and infectious diseases. 35, 253-257 (2012).
    29. Jaeger, J., Liebler-Tenorio, E., Kirschvink, N., Sachse, K., Reinhold, P. A clinically silent respiratory infection with Chlamydophila spp. in calves is associated with airway obstruction and pulmonary inflammation. Veterinary research. 38, 711-728 (2007).
    30. Martinez-Olondris, P., Rigol, M., Torres, A. What lessons have been learnt from animal models of MRSA in the lung. The European respiratory journal. 35, 198-201 (2010).
    31. Sadowitz, B., Roy, S., Gatto, L. A., Habashi, N., Nieman, G. Lung injury induced by sepsis: lessons learned from large animal models and future directions for treatment. Expert review of anti-infective therapy. 9, 1169-1178 (2011).
    32. Ostermann, C., et al. Infection, Disease, and Transmission Dynamics in Calves after Experimental and Natural Challenge with a Bovine Chlamydia psittaci Isolate. PloS one. 8, (2013).
    33. Ostermann, C., Schroedl, W., Schubert, E., Sachse, K., Reinhold, P. Dose-dependent effects of Chlamydia psittaci infection on pulmonary gas exchange, innate immunity and acute-phase reaction in a bovine respiratory model. Vet J. 196, (2012).
    34. Reinhold, P., et al. A bovine model of respiratory Chlamydia psittaci infection: challenge dose titration. PloS one. 7, (2012).
    35. Reinhold, P., Sachse, K., Kaltenboeck, B. Chlamydiaceae in cattle: commensals, trigger organisms, or pathogens. Vet J. 189, 257-267 (2011).
    36. Dionisio, J. Diagnostic flexible bronchoscopy and accessory techniques. Revista portuguesa de pneumologia. 18, 99-106 (2012).
    37. Hilding, A. C. Experimental bronchoscopy: resultant trauma to tracheobronchial epithelium in calves from routine inspection. Trans Am Acad Ophthalmol Otolaryngol. 72, 604-612 (1968).
    38. Potgieter, M. M., Hopkins, F. M., Walker, R. D., Guy, J. S. Use of fiberoptic bronchoscopy in experimental production of bovine respiratory tract disease. Am J Vet Res. 45, 1015-1019 (1984).
    39. Ackermann, M. R., Kehrli Jr, M. E., Brogden, K. A. Passage of CD18- and CD18+ bovine neutrophils into pulmonary alveoli during acute Pasteurella haemolytica pneumonia. Veterinary pathology. 33, 639-646 (1996).
    40. Malazdrewich, C., Ames, T. R., Abrahamsen, M. S., Maheswaran, S. K. Pulmonary expression of tumor necrosis factor alpha, interleukin-1 beta, and interleukin-8 in the acute phase of bovine pneumonic pasteurellosis. Veterinary pathology. 38, 297-310 (2001).
    41. Wells, A. U. The clinical utility of bronchoalveolar lavage in diffuse parenchymal lung disease. European respiratory review : an official journal of the European Respiratory Society. 19, 237-241 (2010).
    42. Wilkie, M. R. Sequential titration of bovine lung and serum antibodies after parenteral or pulmonary inoculation with Pasteurella haemolytica. Am J Vet Res. 40, 1690-1693 (1979).
    43. Pringle, J. K., et al. Bronchoalveolar lavage of cranial and caudal lung regions in selected normal calves: cellular, microbiological, immunoglobulin, serological and histological variables. Canadian journal of veterinary research = Revue canadienne de recherche veterinaire. 52, 239-248 (1988).
    44. Silflow, R. M., Degel, P. M., Harmsen, A. G. Bronchoalveolar immune defense in cattle exposed to primary and secondary challenge with bovine viral diarrhea virus. Veterinary immunology and immunopathology. 103, 129-139 (2005).
    45. Mitchell, G. B., Clark, M. E., Caswell, J. L. Alterations in the bovine bronchoalveolar lavage proteome induced by dexamethasone. Veterinary immunology and immunopathology. 118, 283-293 (2007).
    46. Mitchell, G. B., Clark, M. E., Siwicky, M., Caswell, J. L. Stress alters the cellular and proteomic compartments of bovine bronchoalveolar lavage fluid. Veterinary immunology and immunopathology. 125, 111-125 (2008).
    47. Lordan, J. L., et al. Cooperative effects of Th2 cytokines and allergen on normal and asthmatic bronchial epithelial cells. J Immunol. 169, 407-414 (2002).
    48. Tukey, M. H., Wiener, R. S. Population-based estimates of transbronchial lung biopsy utilization and complications. Respiratory medicine. 106, 1559-1565 (2012).
    49. Braun, U., Estermann, U., Feige, K., Sydler, T., Pospischil, A. Percutaneous lung biopsy in cattle. Journal of the American Veterinary Medical Association. 215, 679-681 (1999).
    50. Burgess, B. A., et al. The development of a novel percutaneous lung biopsy procedure for use on feedlot steers. Canadian journal of veterinary research = Revue canadienne de recherche veterinaire. 75, 254-260 (2011).
    51. Sydler, T., Braun, U., Estermann, U., Pospischil, A. A comparison of biopsy and post-mortem findings in the lungs of healthy cows. Journal of veterinary medicine. A, Physiology, pathology clinical medicine. 51, 184-187 (2004).
    52. Voigt, K., et al. PCR examination of bronchoalveolar lavage samples is a useful tool in pre-clinical diagnosis of ovine pulmonary adenocarcinoma (Jaagsiekte). Research in Veterinary Science. 83, 419-427 (2007).
    53. Caldow, G. Bronchoalveolar lavage in the investigation of bovine respiratory disease. In Practice. 1, 41-43 (2001).
    54. Heilmann, P., Müller, G., Reinhold, P. Bronchoscopy and Segmental Bronchoalveolar Lung Lavage of Anesthetised Calf. Monatsh. Veterinärmed. 43, 79-84 (1988).
    55. Gogolewski, R. P., et al. Protective ability and specificity of convalescent serum from calves with Haemophilus somnus pneumonia. Infection and immunity. 55, 1403-1411 (1987).

    Comments

    0 Comments


      Post a Question / Comment / Request

      You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

      Usage Statistics