Biyomedikal Araştırma Sığır Akciğer: Görme Kılavuzlu Bronkoskopi, intrabronşiyal Aşılama ve

Medicine
 

Summary

Bu makalede deneysel koşullar altında sığır bronkoskopik teknikler, yani bronkoskopik güdümlü aşılama, bronkoalveoler lavaj, bronş fırçalama ve transbronşiyal akciğer biyopsisi açıklanır.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Prohl, A., Ostermann, C., Lohr, M., Reinhold, P. The Bovine Lung in Biomedical Research: Visually Guided Bronchoscopy, Intrabronchial Inoculation and In Vivo Sampling Techniques. J. Vis. Exp. (89), e51557, doi:10.3791/51557 (2014).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Solunum tıp araştırmalarında alternatif hayvan modelleri için devam eden bir arama var. Araştırmanın amacı bağlı olarak, akciğer hastalığı modeli olarak büyük hayvanlar genellikle farenin yapmak çok daha iyi, insan akciğer durum benzer. Büyük hayvanlarla çalışan hayvanlar da ödün vermeden uzun vadeli çalışmalar sağlar zaman, belli bir dersin tekrar tekrar aynı hayvanı örnek bir fırsat sunuyor.

Amaç, solunum Chlamydia psittaci enfeksiyonu bir sığır modelinde in vivo kullanım için örnekleme yöntemlerini ortaya koymaktır. Numune alma çalışma sırasında, her bir hayvanda, çeşitli zaman noktalarında yapılmalıdır, ve numuneler, deney koşulları altında konakçı tepkisi, hem de patojen incelemek için uygun olmalıdır.

Bronkoskopi, insan ve veteriner hekimliğinde değerli bir tanı aracıdır. Bu güvenli ve minimal invaziv bir işlemdir. Bu Kutuple intrabronşiyal buzağıların aşı hem de alt solunum yolu için örnekleme yöntem açıklanır. Videoendoskopik, intrabronşiyal aşılama tüm aşılanmış hayvanlarda çok tutarlı klinik ve patolojik neden olur ve, bu nedenle, bulaşıcı akciğer hastalığı modellerinde kullanılmak için çok uygundur. Açıklanan örnekleme yöntemleri, bronkoalveoler lavaj, bronş fırçalama ve transbronşiyal akciğer biyopsisi. Tüm bu insan tıp değerli tanı araçlarıdır ve 6-8 hafta arası buzağılar için deneysel amaçlar için adapte olabilir. Elde edilmiş olan numuneler konukçuda akciğer iltihabı şiddetinin patojen saptanması ve tanımlanması için uygundur edildi.

Introduction

Biyomedikal Araştırma Büyük Hayvan Modellerinin Değerleri

Modern disiplinlerarası biyomedikal araştırmalarda, hayvan modelleri hala karmaşık etkileşimler aydınlatmak için vazgeçilmez - sağlık ya da bir hastalık durumu ile ilgili - memeli organizmalar içinde. Çalışmaların% 1'den daha az evcil hayvanlar ile çalışırken biyomedikal araştırma 1 için model olarak sığır, at, koyun, kümes hayvanları ya da okudu bilim adamlarına layık olan 17 Nobel ödülü rağmen, hayvan deneyleri günümüzde büyük çoğunluğu, kemirgenler ile yapılmaktadır ya da hayvancılık.

Küçük hayvanlar birçok pratik avantaj (yani düşük maliyetli, genetik yumuşaklık, yüksek verimlilik, çok sayıda genetik durumu, ve immünolojik aletleri ve kitleri) sunmak, ve genetiği değiştirilmiş fare modelleri genellikle belirli moleküler yollar keşfetmek mekanik çalışmalar gerçekleştirmek için kabul edilir. Kompleks sistemler, t biyomedikal araştırmaO biyolojik alaka ve fareler modellerinin klinik faydası daha şüpheli hale gelmektedir. Onlar yanıltıcı ve biyolojik karmaşıklık 2-9 tefrit riskini dayanamaz.

Nedeniyle türler arası özelliklerine, tek bir hayvan türü tamamen insani durumu ayna olacak ve birden fazla model kullanımı disiplinlerarası bir biyomedikal araştırma yaklaşımı yararlı gibi görünüyor. Öteleme tıp bağlamında, büyük hayvanlar insan hem de hayvan sağlığı için 1 çift kullanımlı yüksek biyolojik alaka ile sonuç sağlama gibi karşılaştırmalı modelleri sunmak için fırsat sunuyoruz. Dikkate değer, insan genomu daha yakından laboratuvar kemirgen genom tarafından daha sığır genom tarafından benzetilen. Ayrıca diğer takson kıyasla, farelerin genom daha 10-12 yeniden düzenlenmiş olan, son zamanlarda teyit edilmiştir.

Karmaşık bir araştırma tasarımı, hayvancılık kullanımı uniq sunuyorhayvan ödün vermeden tek-ve--aynı Individuum in vivo örneklerinin çeşitli tekrarlanan toplama intra-birey, uzun vadeli çalışmaların ue fırsattır. Bu nedenle, fonksiyonel inflamatuar ve morfolojik değişimler zaman 13 belli bir süre içinde aynı konuda izlenebilir.

Bir Uygun Solunum Modeli Olarak Sığır Akciğer

Nedeniyle akciğer anatomisi, solunum fizyolojisi ve pulmoner immünoloji önemli farklılıklar yüksek sayıda, fareler insan akciğer hastalığı birçok önemli patofizyolojik açıdan yeniden yoktur. Solunum hastalığı 2,9,14-16 hayvan modellerinde olarak kullanılırken bu dikkate alınmalıdır. Anatomi ve yapının özelikleri her memeli akciğer için mevcut olmakla beraber, fonksiyonel özellikleri (örn. akciğer hacimleri, hava akımları ve solunum mekaniği) nedeniyle benzer vücut ağırlıkları yetişkin insanlar ve buzağılar arasında daha iyi karşılaştırılabilir(50-100 kg).

Aşağıdaki gibi sığır akciğer türe özgü özellikleri özetlenmiştir: sol akciğer (iki parçaya bölünmüş ve lobus caudalis olan lobus kraniyalise,) iki lob oluşur, sağ akciğer dört lob oluşur (lobus kraniyalise, lobus medius, lobus caudalis ve lobus accessorius). Çoğu diğer memelilerin akciğer anatomisi aksine, trakea sağ yan tarafında doğrudan sağ kranial lob dalları bronş. Anatomi subgros ile ilgili olarak, sığır akciğer Lobülasyonlu yüksek derecede ve nispeten düşük özgül akciğer uyum yol interstisyel doku 17,18 yüksek bir yüzdesi ve daha yüksek bir akciğer doku direncini 19 sunulur. Bu nedenle, gerekli olan nefes alma aktivitesi diğer türler 20,21 kıyasla oldukça yüksektir. Lobülasyonlu yüksek derecede bölümlerinin güçlü bağımsızlığı yol açar. Bu nedenle, inflammatory süreçler bağ dokusu septa ile sınırlı olup, hastalıklı ve sağlıklı kesimleri genellikle aynı lobda içinde yalan. Nedeniyle teminat hava yollarının eksikliği, sığır akciğer özellikle obstrüktif akciğer bozuklukları 13 ayna uygundur. Sığır akciğerde damar ile ilgili olarak, küçük bir pulmoner arter çok önemli bir düz kas tabakaları göstermektedir. Bu nedenle, dana da 22-24 yeniden pulmoner hipertansiyon veya vasküler köklü bir hayvan modeli olarak hizmet edebilir.

Solunum yolu enfeksiyonları ile ilgili olarak, doğal olarak meydana gelen hastalıkların insanda karşılaştırılabilir hastalığına yakalanmış olan birçok benzerlik bu hayvan bulunmaktadır. Tipik örnekler, tüberküloz ile 25, respiratuvar sinsityal virüs buzağı 26-28 (RSV) enfeksiyonu ya da doğal olarak kazanılmış enfeksiyonları Chlamydia 29 bulunmaktadır. Bu nedenle, büyük bir hayvan modelleri doğal ev sahibi yakın durumu benzemektedir. Bu nedenle, en çok usef vardırul konukçu-patojen etkileşimlerine ve insan 30,31 karşılık gelen hastalığın patofizyolojisi karmaşık incelemek için.

Solunum Chlamydia psittaci enfeksiyonu biyolojik ilgili model olarak, buzağı sığırlar bu patojenin 32-35 doğal konakları temsil beri seçildi. Hayvanlar ve insanlar arasında hastalık ya da olası bulaşma yolları patogenezi ile ilgili, bu modelden elde edilen bilgiler, sığır ve insan hem de etkisi ile bilgimizi genişletmek için yardımcı olacaktır. Modeli aynı zamanda akciğer C ortadan kaldırılması için genel kabul görmüş ve alternatif tedavi seçenekleri doğrulamak için yardımcı olabilir hem veteriner ve insan tıbbında ilgi yine, psittaci enfeksiyonlar,.

Sığır Solunum Sistemi ve örnekler elde Uygulanan Teknikler

Bu kağıt açıklar ve teknikleri ve tanı yöntemlerini göstermektedir applicablsığır akciğeri e ve memeli akciğer ve terapötik müdahale etkinliği üzerinde patojenin hem etkisini değerlendirmek için bir model olarak kullanılır.

Bronkoskopi 1960'lardan beri insan tıp yapılmıştır ve güvenli bir işlemdir 36 olarak kabul edilir. Buzağılarda deneysel bronkoskopi ilk kez 37 için 1968 yılında tarif edilmiştir. Patojenlerin intrabronşiyal uygulama Potgieter ve arkadaşları tarafından ileri sürülmüştür. Güvenilir bir yöntem buzağıların 38 alt solunum yolu hastalığı üretmek ve şimdi sığır araştırma 34,39,40 yaygın bir yöntemdir gibi. Videoendoskopik kontrol altında patojenin bir tanımlanmış miktarının intrabronşiyal aşılama akciğerde, enfeksiyöz ajanın seçici yerleştirme sağlar. Bu, tüm hayvanlarda 34 tutarlı klinik ve patolojik bulgulara yol açar nedeniyle patojen maruz kalma değişmiş olması beklenen akciğer bölgelerinde hedeflenen örnekleme sağlar.

bronkoalveoler lavaj sıvısı (BAL) akciğer inflamasyon varlığı ve şiddeti için iyi tanımlanmış bir göstergedir. Bronkoalveoler lavaj (BAL), solunum hastalıkları 41 çeşitli teşhisinde insan tıbbında standart bir prosedürdür. Canlı sığır, BAL geçen yüzyılın 42 geç yetmişli Wilkie ve Markham tarafından tanıtıldı. Bu sığır alt solunum yollarını incelemek için güvenli ve tekrarlanabilir bir teknik olarak kabul edildi. Nedeniyle esnek fiberoptik bronkoskop ile sağlıklı buzağılar 1988 Pringle vd. Yapılan BAL'da sağlıklı hayvanlarda BALS parametrelerle ilgili yeterli verilerin eksikliği. Yazarlar ayrıca karşılaştırılabilir sonuçlar elde etmek için 43 deneysel koşullar altında BAL protokolleri standardize etmek gereğine işaret etti. BAL hala buzağılarda 44-46 in vivo bir örnekleme yöntemi olarak kullanılmaktadır.

Bronş fırçalama yaygın olarak bir insan tıbbında kullanılanneoplastik lezyonlar veya mikrobiyolojik analizler 36 için örnek bir tanı aracıdır. Araştırma amacıyla, sitolojik fırçalama ile hasat epitel hücrelerinin birincil hücre kültürleri 47 elde edilebilir. Sığır olarak, mikrobiyolojik analizler için bronş manşonlarla kullanımının akciğer 43 mikrobiyal çevre karakterize etmek için tarif edilmiştir.

Transbronşial akciğer biyopsisi akciğer doku örnekleri sağlar ve insanlarda akciğer hastalıkları yaygın için değerli bir tanı aracıdır. Iatrojenik pnömotoraks ve prosedür ile ilgili kanama, bu teknik ile ilişkili komplikasyonlar vardır. Bunların sıklığı insan hastalara 48'deki yüzde birden az olduğu bildirilmektedir. TBAB gereken ekipmanın yüksek maliyet ve biyopsileri elde etmek için gerekli olan zamana bağlı olarak sığır kullanımı için yaygın bir yöntem değildir. Bunun yerine, deri, akciğer biyopsileri tarla koşullarında 49-51 altında daha uygundur.

Protocol

Etik Bildirimi
Bu çalışma Hayvanlarının Bakımı ve Kullanımı için Avrupa ve Ulusal Kanun ile sıkı göre yürütülmüştür. Protokol Thüringen Eyaleti, Almanya (: 04-004/11 İzni Sayısı) Hayvan Deneyleri Etik ve Hayvanları Koruma Komitesi tarafından onaylandı. Tüm deneyler Hayvan Koruma yetkili kurumsal Temsilcisi gözetiminde yapıldı. Bronkoskopi kesinlikle genel anestezi altında yapıldı. Çalışma süresince, her türlü çaba rahatsızlık veya acı en aza indirmek için yapıldı.

Genel notlar
Tarif edilen teknikler yaklaşık 60-80 kg ağırlığında, yaşı, yaklaşık 6-8 hafta buzağılar için geliştirilmiştir. Diğer büyük hayvan türleri, yaş ve vücut ağırlığı farklıdır buzağıların kullanım için, teknik boyutunu ve ağırlığını uygun ve dikkate belirli bir hayvan türünün akciğer anatomisini almak için adapte edilmelidir. Tümkullanılan ekipman steril olması gerekmektedir. Chlamydia psittaci, insanlarda solunum ve genel hastalığa neden olabilir zoonotik bir bakteridir. Non-kuş C. Mevcut protokolde kullanılan psittasi gerginlik DC15 biyogüvenlik düzeyi 2 altında ele alınmalıdır. patojen ile enfekte hayvanlarla Tüm iş böyle bir solunum cihazı, bir sıçrama, su geçirmez tulum, lastik çizme ve eldiven gibi kişisel koruyucu ekipman giymiş yapılmalıdır. Uygun bir solunum cihazı giymek, büyük önem taşımaktadır C için enfeksiyonun doğal yol tarihi psittaci Aerogen olduğunu. Ambalajlama ve örnekleri etiketleme her şeyin hayvan konut birimini ayrılmadan önce üreticinin talimatlarına göre klamidya karşı bir dezenfektan etkili tedavi edilmelidir beri dezenfektan dayanıklı olmalıdır.

1.. Bronkoskopi için Animal hazırlanması

  1. Anestezik doz için buzağı ağırlığını belirler.
  2. Bir intravenöz (IV) erişim i yerleştirinn Sol boyun damarı.
  3. İlk olarak, yavaş yavaş sedasyon oluştuktan sonra, (2.0 mg / kg vücut ağırlığı) enjekte ketamin, daha sonra yaklaşık olarak 30 saniye boyunca (0.2 mg / kg vücut ağırlığı) enjekte ksilazin.
  4. Masanın üzerine hayvan kaldırın ve sağ lateral pozisyonda yerleştirin. Hayvan yeterince masaya yerleştirildikten sonra IV erişim hala yerinde olup olmadığını kontrol edin ve gerekirse yeniden ayarlayın. Anestezi sırasında, düzenli olarak anestezi derinliğini belirlemek için göz kapağı refleksi kontrol edin.
  5. Hayvan giderek nefes sonra, birisi dilini dışarı çekin ve boyun germek var. Hafif dönen hareketlerini kullanarak, hayvanın ağzında bir metal tüp spekulum yerleştirin. Gırtlak görünür oluncaya kadar, bir el feneri kullanarak, görme kontrol altında ileri spekulum itin.
  6. Gerektiğinde 7 mg ksilazin ve ketamin 70 mg bir bolus enjekte edilerek bütün endoskopik işlem boyunca anestezi koruyun.

. 2. Aşılama (Aşılama Siteler: Şekil 1)

  • 1, 2, 3 inokulum ihtiva eden şırıngalar, ve 5 ml inokulum hazırlayın.
  • Endoskop çalışma kanalı içine bir teflon tüp yerleştirin. Tüp Endoskop ucundan çıkmamalıdır.
  • Metal spekulum aracılığıyla endoskop yerleştirin. Spekulum hafif readjustments gırtlak geçişini sağlamak için gerekli olabilir. Sağ tarafında kapalı dalları, monitörde resim hizalamak için yardımcı olur Bronş soluk borusu,.
  • Teflon tüpün sonuna kadar 5 ml inokulum ile şırınga takın. Inokulum tevdi edilecektir dalları içine tüp gidin ve istenilen miktarda (Sağ akciğer geçerli: Lobus medius: 0.5 ml, Lobus accessorius: 0.5 ml, Lobus caudalise: 0.5 ml ve 1.0 ml; Sol akciğer: Lobus kraniyalise, kraniyalise Pars : 0.5 mi, pars caudalis: 0.5 ml, Lobus caudalis: 1.5 mi). 1 ile şırınga takın ve# 160; tüp ml inokulum, sonra Bronş soluk borusu gidin ve inokulum mevduat (: 1.0 ml Lobus kraniyalise, caudalise Pars). Her zaman aynı sırayla bölgeselleştirmelerini yaklaşım yararlıdır.
  • Endoskop ve spekulum çıkarın.
  • Bir aktüatör her burun deliğine 1 ml inokulum püskürtün.
  • Geri ahıra hayvan getirmek ve uyanma için yüzükoyun pozisyonda yerleştirin. Bu sternal yatma korumak için yeterli bilince kavuşana kadar sahipsiz veya diğer hayvanların şirket hayvan bırakmayın. Termoregülasyonda hayvanın yeteneği, genel anestezi altında azalmış olduğundan kurtarma kararlı, klimalı olmalıdır.
    Not: İlk klinik işaretler kullanılır patojene bağlı olarak, aşılamadan sonra yaklaşık 24-36 saat gerçekleşmelidir.
  • . 3 Örnekleme Yöntemleri (Örnekleme Siteler: Şekil 2)

    1. 1,1-1,6 adımları tarif edildiği gibi hayvan hazırlayın.
    2. Bronkoalveoler lavaj
      1. Bir su banyosunda her bir steril izotonik tuzlu su içinde 20 ml ihtiva eden 5 şırıngalar, koyun ve bunları, yaklaşık 38 ° C'ye kadar ısınmasına izin
      2. Endoskop çalışma kanalı içine bir lavaj kateteri takın, sonra metal spekulum içine endoskop yerleştirin ve endoskop daha öncesinde herhangi itti olamaz nerede "kama pozisyonu" ne ulaşana kadar sol akciğer ana bronş içine ileriye gidin.
      3. Birbiri ardına, lavaj kateteri ile sıcak NaCl çözeltisi ile şırınga takmak, sıvıyı aşılamak ve doğrudan aspire. Bronkoalveoler lavaj sıvısı silikonlu cam şişelerde saklanır ve cam yüzeyine tutunmasını alveol makrofajlar önlemek için derhal kurtarma sonra buz koymak gerekir. Telkin tuzlu su miktarı ve geri kazanılan sıvı miktarını hem de not edin.
      4. Çalışma kanalından lavaj kateteri çıkarın.
    3. Bronşiyal fırçalama
      1. Açıklanan protokol, bu Bifurcatio trakea olan, arzu edilen örnekleme konuma endoskop gidin.
      2. Fırça ucu monitörde görünene kadar Endoskop çalışma kanalına takmadan önce tüp ile fırça örtün.
      3. Ileri plastik tüp ile yaklaşık 5 cm fırça itin ve kolu iterek plastik tüp onu ortaya çıkarmak, daha sonra fırça edilecek konuma gidin.
      4. Fırça ve bronş duvarı arasında temas sağlamak için endoskop gezinirken hafifçe ileri geri fırça iterek ve çekerek epitel aramaları dökülmek. Kanama oluşur ovuşturarak durdurun. Çalışma kanalı çekerek önce tüp ile fırça örtün.
      5. Hafifçe slayt üzerinde fırça yuvarlayarak mikroskop slaytlar beş smear kadar hazırlayın. -20 ° C'de 10 dakika, kuru hava ve saklamak için, soğuk metanol smear sabitleştirmek
      6. Fırça olarak durulanabilirörneklenen hücrelerin amacına bağlı olarak çeşitli medya. Aynı fırça ile birden manşonlarla alarak, yalnızca mukoza zarını tahriş yok medyada durulayın emin olun.
    4. Transbronşial akciğer biyopsisi
      1. Açıklanan protokol, bu Lobus kraniyalise pars caudalis olan, arzu edilen örnekleme konuma endoskop gidin. Açık çalışma kanalı içine biyopsi forseps ekleme ve sorunsuz çalıştığından emin olmak için onu birkaç kez kapatmadan önce.
      2. Hafif bir direnç oluşana kadar soluk borusu bronş kaudal şube içine biyopsi forseps itin. Geri 2-3 cm çekin forseps açık, ileriye yaklaşık 2 cm itmek, forseps kapatın, geri çekin ve çalışma kanalından forseps çıkarın. Bu biraz pratik gerektirir.
      3. Dikkatli bir iğne veya küçük forseps kullanarak, biyopsi forseps doku kaldırmak. Dokunun bir başka kullanımına bağlı olarak, sıvı Nitr saklayınojen veya uygun bir sabitleme aracı. Bu otolitik işlemleri önlemek için kaldırılmasından sonra doğru gerçekleşmesi gerekir.
    5. Post-prosedürel tedavi
      1. Geri ahıra hayvan getirmek ve uyanma için yüzükoyun pozisyonda yerleştirin. Bu sternal yatma korumak için yeterli bilince kavuşana kadar sahipsiz veya diğer hayvanların şirket hayvan bırakmayın. Termoregülasyonda hayvanın yeteneği, genel anestezi altında azalmış olduğundan kurtarma kararlı, klimalı olmalıdır.
      2. Sonraki 24 saat pnömotoraks belirtileri için yakından hayvan izleyin. Hayvan tam kendine geldi zaman yem ve taze su sağlayın.

    Representative Results

    Hastalık Kursu

    Hayvanların sağlığı üzerinde patojenin etkisi klinik muayene ile değerlendirilebilmektedir. Bizim solunum enfeksiyon modellerinde, hayvanlar günde iki kez incelenmiş ve klinik gözlemler, bir puanlama sistemi kullanılarak kaydedildi. Ek bilgiler örneğin başka in vivo örnekleme yöntemleri, kan toplama ve bezlerden veya akciğer fonksiyon ölçümü yapılarak yakalandı. Aşılama enfeksiyon 32-34 ilerlemesini tanımlamak için patolojik muayene sonra farklı zaman noktalarında gerçekleştirilmiştir.

    BALS Kurtarma Oranı

    Telkin sıvısının iyileşme oranı 83.05 ± 4.58% idi (ortalama ± SD).

    Patojen Algılama

    Patojenin rekültivasyon bronşiyal manşonlarla de yapılabilir. Ayrıca, çeşitli örneklerin PCR tarama patojeni tespit etmek mümkündür, örneğin, tissue biyopsi, sitoloji fırçası örnek BAL-hücreleri 52 veya faringeal sürüntü. Patojenin Görselleştirme akciğer biyopsisi ve BAL-hücrelerinin sedimantasyon preparatların dondurulmuş imüno (Şekil 3) gerçekleştirmek de mümkündür. Önceki deneylerde, kan örnekleri ve çubuklar (konjonktiva, dışkı, burun) ve PCR yayılması ve patojenin 32 dökülme karakterize etmek için yapıldı.

    Akciğer dokusunda lokal inflamasyon belirteçleri

    BAL sıvısında olarak, akciğer iltihabı, çeşitli parametreler incelenebilir. Akciğer iltihabı mevcut olduğunda, toplam hücre sayımı ve nötrofillerin oranı genellikle artar. Hücre farklılaşması için BAL-hücrelerinin sedimantasyon preparatları Giemsa göre boyanan ve immersiyon yağı (Şekil 4) kullanılarak ayırt edilebilir. BAL sıvısında hücresel ve oranlar sıvı santrifüj (, 20 dakika 300 x g) ile ayrılır. BALS-Süpernatan Akciğerde enflamatuar işlemler sırasında değiştirmek ve deney koşulları altında incelenebilir çeşitli işaretçileri içerir. Örnekler toplam protein ve eikosanoidlerin 29,34 vardır.

    Tarif edilen numunelerin olası başka bir kullanım şematik bir genel görünüşü Şekil 5'te gösterilmektedir.

    Şekil 1
    Aşılama siteleri (sarı) sığır akciğer Şekil 1.. Plan. Numaraları inokulum farklı bronşlara tatbik edildiği sırasını göstermektedir. R: sağ; L: Sol. Sağ akciğer: 1 Lobus medius: 0.5 ml, 2 Lobus accessorius: 0.5 mi, 3 Lobus caudalis: 0.5 ml ve 1.0 ml 4; Sol akciğer: Lobus kraniyalise, pars kraniyalise: 0.5 ml, 6 pars caudalis: 0.5 ml, 7 Lobus caudalis: 1.5 ml, 8 Lobus kraniyalise, pars caudalis: 1.0 ml.

    Şekil 2,
    . Şekil 2. aşılama siteleri (sarı) ve örnekleme siteleri ile sığır akciğer şeması:. Bronkoalveoler lavaj (mavi), bronşiyal fırçalama (yeşil) ve akciğer biyopsisi (turuncu) Tüm numuneler patojen tevdi edilmiştir bölgelerden elde edilir unutmayın önce. R: sağ, L: Sol.

    Şekil 3,
    Chl ile aşılanmış bir buzağı Şekil 3 a.) Akciğer biyopsisi amydia psittaci aşılamadan 4 gün sonra (dpi), b) bir dana BAL sıvısında hücresel tortu C ile aşılandı psittaci 9 dpi. Klamidya için immünohistokimyasal etiketleme. Chlamydial inklüzyonlar (oklar) akciğerde (a) ve alveolar makrofajlar (b) yer almaktadır. Hematoksilen counterstain.

    Şekil 4,
    Şekil 4. C. ile aşılanmış bir buzağı BAL'da Hücresel sediment psittaci 9 dpi. alveol makrofajlarının, (+) BAL sıvısında baskın hücre türüdür. Enflamatuar süreçler mevcut olduğunda nötrofil granülositler miktarı (*) artar. Modifiye Pappenheim boyama.

    es.jpg "width =" 600 "/>
    Şekil 5. Numune hazırlama için olası yöntemler. , bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için buraya tıklayınız.

    Discussion

    Aşılamadan bir bronkoskopik yöntem geliştirilmiştir ve çeşitli bronkoskopik örnekleme yöntemi deney koşulları altında büyük hayvanlarda kullanılmak üzere adapte edilmiştir. Açıklanan teknikler bile endoskopi deneyimi az olan sınav için, öğrenmesi kolay. Bronkoskopi işlemi minimal invaziv ve aşılama yöntemleri yanı sıra, açıklanan örnekleme yöntemleri (BAL, transbronşiyal akciğer biyopsisi, bronşiyal fırçalama) ile ilişkili herhangi bir yan etkisi hiç hayvanların herhangi görüldü. İnsanlarda Transbronşial akciğer biyopsisi ile ilişkili komplikasyonlar kanama ve pnömotoraks 48, bunların hiçbiri bu prosedür uygulandı buzağılarda görüldü. Transbronşiyal akciğer biyopsisi daha zaman alıcı ve transkütan yöntemine göre daha ekipman gerektirir, ama daha az invaziv ve yara enfeksiyonu riski taşımıyor.

    Inoculat ve görsel olarak kontrol, endoskopik yöntemiyon akciğerin belirli bölgelerde patojenin bir tanımlanmış miktarının birikmesine izin verir. Bu nedenle, her aşılanmış hayvanlarda 32-34 çok tutarlı klinik ve patolojik bulgular elde edilir. Ancak, buzağılarda doğal enfeksiyon tüm özelliklerini benzemez. Solunum C'lik bir modelinde doğal enfeksiyonları buzağıların genellikle apikal lob pnömoni gelişir, oysa psittaci enfeksiyon, aşılama açıklanan teknik patojen yerleştirme 34 siteleri ile ilişkili akciğer lezyonlarına yol açtı. Bu durum, büyük baş hayvanlar, doğal edinilmiş akciğer enfeksiyonu bağlamında deneysel bulguların ile yorumlayarak dikkate alınmalıdır.

    Videoendoskopik BAL akciğerin tanımlanmış bir örnekleme alanı sağlar. Deney amacıyla, bu kör koşullar altında bir burun kateter kullanımı ile karşılaştırıldığında daha avantajlıdır. Nedeniyle sığır akciğer anatomisi, körü körüne takılan kateter itmek olacaktırÇoğu durumda 53,54 doğru diyafram lob ed ve muayene yıkanır olduğu akciğer alanı üzerinde bir etkisi vardır. Yan yatma anestezi uygulanmış buzağıların endoskopik BAL bir başka avantajı,% 80'den fazla bir telkin akışkanın yüksek ortalama iyileşme oranıdır. Diğer çalışmalar ile karşılaştırılması ayakta, sedasyon buzağılar, 133.3 ± 1.6 ml 46 bir iyileşme ve 127.13 ± 3.53 ml 45 kaudal lob içine sıvı 240 ml damlatılması sonra rapor edilir, ortaya koymaktadır. Sedasyon buzağılarda sternal yatma telkin sıvının% 51 kuyruk lob 43 kranial lobda ve% 62 geri olabilir. Bu, aşılanan sıvının yaklaşık yarısı dana dik olarak elde edilebilir anlamına gelir. Daha fazla numune hazırlama için gerekli BAL'da miktarına bağlı olarak, bu istenen tüm deneyler yürütmek için yeterli malzeme bırakmayın olabilir. Sığırlarda BAL birçok araştırma grupları tarafından kullanılan ve birçok olmuşturfarklı parametreler çeşitli koşullar altında incelenmiştir. Birçok yazar bazal lob 43,45,46 arasında lavaj uygulandı, ancak lavaj için kullanılan sıvı miktarı araştırma grupları arasında farklılık gösterir. Bu zor, farklı yayınlardan bulguları karşılaştırmak için yapım, kazanılan hücre, protein ve diğer maddelerin seyreltme tutarsızlık yol açar. Bu nedenle, sığırlarda kullanım için hemen uygulamasından sonra elde edilir, 20 ml sıcak gövde, izotonik tuzlu su (toplamda 100 mi), beş fraksiyonları ile yıkanması tavsiye edilir. Büyük bir çap (örneğin,> 2 mm) ile lavaj bir kateter kullanılarak, her fraksiyonun hacmi biraz kateterin kalır sıvının miktarına bağlı olarak, artan gerekmektedir.

    Sığır akciğer yüksek segmente anatomi metodik bir sınırlama yol açar; Akciğerin bir kısmından elde edilen sonuçlar, akciğer geri kalanı için doğru olmayabilir. Orada hiçbir yanabronş biyopsisi ve lavaj tarafından soruşturulduklarını tüm akciğer alan görüş kontrolü, muayene örneklenmiş alanlar sağlıklı veya hastalıklı olup olmadığını bilemeyiz. Bu nedenle, bu patojen patojenin daha yüksek bir geri kazanım oranına sahip ve hastalıklı akciğer alanlarının numune daha yüksek bir olasılık olması amacıyla daha önce aşılanmıştır yerleri örnek için çok önemlidir. Başka bir sınırlama kötü klinik durumun hayvanlarda artmış anestezi riski olduğunu. Tarif edilen yöntemler, ancak mümkün olduğu kadar düşük hayvanlar için yük tutmak için hastalık hafif ve orta şiddette modelleri kullanılmalıdır. Rumende gaz geliştirme bu türlerde anestezi riski artar gibi geviş getiren hayvanlarda genel anestezi, her zaman mümkün olduğunca kısa olmalıdır. Hayvanlar bronkoskopi geliştirilen gaz efflux izin hemen sonra yüzükoyun pozisyonda yerleştirilmesi gerekir ve tamamen anestezi kurtarıldı kadar yakından izlenmesi gerekir. Ayrıca, tarif edilen teknikler suita değildiraz 24 saat aralıklarla örnekleme için ble.

    Açıklanan protokol, diğer enfeksiyöz ajanlar adapte edilebilir. Çeşitli patojenlerin endoskopik aşılama C gibi tarif edilmiştir psittaci 32-34, Pasteurella haemolytica 38-40,42, Haemophilus somni 55 ve sığır viral ishal virüsü 44. Ayrıca, akciğer patojeni yatırma siteleri istenen modele uyarlanabilir. (I) Örnekleme siteleri aşılama yerle ilgili ve beklenen patolojik bulgulara dayanarak seçilmelidir: örnekleme siteleri seçerken, bazı önemli gerçekler dikkate alınmalıdır. Otopsi bakımı yapılacak olduğunda, (ii) ex vivo numune için yeterli Örneklenmemiş akciğer alanları bırakmak için özen gösterilmelidir. Onlar ekipman ile ulaşılabilir böylece (iii) Örnekleme sitesi yerleri seçilmelidir. Özellikle Transbronşial akciğer biyopsisi için, biyopsi forseps uzunluğu nedeniyle sınırlamalar vardır. (Iv) To örneklemenin sırası önemlidir, bronşiyal fırçalama ve transbronşiyal akciğer biyopsisi Balf kontamine hangi, küçük kanamalara yol açabilir olduğunu. Bu nedenle, BAL zaman ilk elde edilmelidir. Diğer türlerde protokolünü kullanırken, türe özel akciğer anatomisi dikkate alınmalıdır.

    Disclosures

    Yazarlar ifşa hiçbir şey yok.

    Materials

    Name Company Catalog Number Comments
    Veterinary Video Endoscope Karl Storz GmbH & Co. KG, Tuttlingen, Germany PV-SG 22–140 diameter: 9 mm, working channel: 2.2 mm, working length 140 cm
    Lavage catheter Karl Storz GmbH & Co. KG, Tuttlingen, Germany diameter: 2 mm; length: 180 cm, Luer-lock-adapter
    Actuator WEPA Apothekenbedarf GmbH & Co KG, Hillscheid, Germany 32660 length: 60 mm
    Biopsy forceps Karl Storz GmbH & Co. KG, Tuttlingen, Germany REF 60180LT 1.8 mm, serrated, oval
    Omnifix 20 ml, Luer-Lock B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany 4617207V
    Cytology brush mtp GmbH, Neuhausen ob Eck, Germany 110240-10 working length 180 cm, brush length: 15 mm, diameter 1.8 mm
    iv acess Henry Schein Vet GmbH, Hamburg, Germany 370-211 diameter: 1.2 mm; length: 43 mm
    Rompun 2% (xylazin) Bayer Vital GmbH, Leverkusen, Germany 0.2 mg/kg bodyweight
    Ketamin 10% (ketamine) bela-pharm GmbH & Co. KG, Vechta, Germany 2.0 mg/kg bodyweight
    Isotonic saline solution B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany 3200950
    SUB 6 waterbath CLF analytische Laborgeräte GmbH, Emersacker, Germany n/a
    Metal tube speculum n/a n/a diameter: 3.5 cm; length: 35 cm
    Flashlight n/a n/a
    Siliconized glass bottles n/a n/a siliconize with Sigmacote (Sigma-Aldrich Co. LLC)
    Omnifix Luer 3 ml B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany 4616025V
    Omnifix Luer 5 ml B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany 4616057V
    Sealing plugs Henry Schein Vet GmbH, Hamburg, Germany 900-3057
    Inoculum n/a dilute pathogen in 8 ml buffer

    DOWNLOAD MATERIALS LIST

    References

    1. Ireland, J. J., Roberts, R. M., Palmer, G. H., Bauman, D. E., Bazer, F. W. A commentary on domestic animals as dual-purpose models that benefit agricultural and biomedical research. Journal of animal science. 86, 2797-2805 (2008).
    2. Persson, C. G. Con: mice are not a good model of human airway disease. American journal of respiratory and critical care medicine. 166, 6-7 (2002).
    3. Haley, P. J. Species differences in the structure and function of the immune system. Toxicology. 188, 49-71 (2003).
    4. Hein, W. R., Griebel, P. J. A road less travelled: large animal models in immunological research. Nature reviews. Immunology. 3, 79-84 (2003).
    5. Mestas, J., Hughes, C. C. Of mice and not men: differences between mouse and human immunology. J Immunol. 172, 2731-2738 (2004).
    6. Elferink, R. O., Beuers, U. Are pigs more human than mice. Journal of hepatology. 50, 838-841 (2009).
    7. Jawien, J., Korbut, R. The current view on the role of leukotrienes in atherogenesis. Journal of physiology and pharmacology : an official journal of the Polish Physiological Society. 61, 647-650 (2010).
    8. Seok, J., et al. Genomic responses in mouse models poorly mimic human inflammatory diseases. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110, 3507-3512 (2013).
    9. Pabst, R. Allergy and Allergic Diseases. 1, (2009).
    10. Bovine Genome, S., et al. The genome sequence of taurine cattle: a window to ruminant biology and evolution. Science. 324, 522-528 (2009).
    11. Tellam, R. L., et al. Unlocking the bovine genome. BMC genomics. 10, 193 (2009).
    12. Graphodatsky, A. S., Trifonov, V. A., Stanyon, R. The genome diversity and karyotype evolution of mammals. Molecular cytogenetics. 4, 22 (2011).
    13. Kirschvink, N., Reinhold, P. Use of alternative animals as asthma models. Current drug targets. 9, 470-484 (2008).
    14. Coleman, R. A. Of mouse and man--what is the value of the mouse in predicting gene expression in humans. Drug discovery today. 8, 233-235 (2003).
    15. Kips, J. C., et al. Murine models of asthma. The European respiratory journal. 22, 374-382 (2003).
    16. Coraux, C., Hajj, R., Lesimple, P., Puchelle, E. In vivo models of human airway epithelium repair and regeneration. European Respiratory Review. 14, 131-136 (2005).
    17. McLaughlin, R. F., Tyler, W. S., Canada, R. O. A Study of the Subgross Pulmonary Anatomy in Various Mammals. American Journal of Anatomy. 149-165 (1961).
    18. Robinson, N. E. Some functional consequences of species differences in lung anatomy. Adv Vet Sci Comp Med. 26, 1-33 (1982).
    19. Lekeux, P., Hajer, R., Breukink, H. J. Effect of Somatic Growth on Pulmonary-Function Values in Healthy Friesian Cattle. Am J Vet Res. 45, 2003-2007 (1984).
    20. Veit, H. P., Farrell, R. L. The anatomy and physiology of the bovine respiratory system relating to pulmonary disease. Cornell Vet. 68, 555-581 (1978).
    21. Gallivan, G. J., McDonell, W. N., Forrest, J. B. Comparative pulmonary mechanics in the horse and the cow. Res Vet Sci. 46, 322-330 (1989).
    22. Hunter, K. S., et al. In vivo measurement of proximal pulmonary artery elastic modulus in the neonatal calf model of pulmonary hypertension: development and ex vivo validation. Journal of applied physiology. 108, 968-975 (2010).
    23. Stenmark, K. R., et al. Severe pulmonary hypertension and arterial adventitial changes in newborn calves at 4,300 m. Journal of applied physiology. 62, 821-830 (1987).
    24. Tian, L., et al. Impact of residual stretch and remodeling on collagen engagement in healthy and pulmonary hypertensive calf pulmonary arteries at physiological pressures. Annals of biomedical engineering. 40, 1419-1433 (2012).
    25. Van Rhijn, I., Godfroid, J., Michel, A., Rutten, V. Bovine tuberculosis as a model for human tuberculosis: advantages over small animal models. Microbes and infection / Institut Pasteur. 10, 711-715 (2008).
    26. Otto, P., et al. A model for respiratory syncytial virus (RSV) infection based on experimental aerosol exposure with bovine RSV in calves. Comparative immunology, microbiology and infectious diseases. 19, 85-97 (1996).
    27. Gershwin, L. J., et al. A bovine model of vaccine enhanced respiratory syncytial virus pathophysiology. Vaccine. 16, 1225-1236 (1998).
    28. Gershwin, L. J. Immunology of bovine respiratory syncytial virus infection of cattle. Comparative immunology, microbiology and infectious diseases. 35, 253-257 (2012).
    29. Jaeger, J., Liebler-Tenorio, E., Kirschvink, N., Sachse, K., Reinhold, P. A clinically silent respiratory infection with Chlamydophila spp. in calves is associated with airway obstruction and pulmonary inflammation. Veterinary research. 38, 711-728 (2007).
    30. Martinez-Olondris, P., Rigol, M., Torres, A. What lessons have been learnt from animal models of MRSA in the lung. The European respiratory journal. 35, 198-201 (2010).
    31. Sadowitz, B., Roy, S., Gatto, L. A., Habashi, N., Nieman, G. Lung injury induced by sepsis: lessons learned from large animal models and future directions for treatment. Expert review of anti-infective therapy. 9, 1169-1178 (2011).
    32. Ostermann, C., et al. Infection, Disease, and Transmission Dynamics in Calves after Experimental and Natural Challenge with a Bovine Chlamydia psittaci Isolate. PloS one. 8, (2013).
    33. Ostermann, C., Schroedl, W., Schubert, E., Sachse, K., Reinhold, P. Dose-dependent effects of Chlamydia psittaci infection on pulmonary gas exchange, innate immunity and acute-phase reaction in a bovine respiratory model. Vet J. 196, (2012).
    34. Reinhold, P., et al. A bovine model of respiratory Chlamydia psittaci infection: challenge dose titration. PloS one. 7, (2012).
    35. Reinhold, P., Sachse, K., Kaltenboeck, B. Chlamydiaceae in cattle: commensals, trigger organisms, or pathogens. Vet J. 189, 257-267 (2011).
    36. Dionisio, J. Diagnostic flexible bronchoscopy and accessory techniques. Revista portuguesa de pneumologia. 18, 99-106 (2012).
    37. Hilding, A. C. Experimental bronchoscopy: resultant trauma to tracheobronchial epithelium in calves from routine inspection. Trans Am Acad Ophthalmol Otolaryngol. 72, 604-612 (1968).
    38. Potgieter, M. M., Hopkins, F. M., Walker, R. D., Guy, J. S. Use of fiberoptic bronchoscopy in experimental production of bovine respiratory tract disease. Am J Vet Res. 45, 1015-1019 (1984).
    39. Ackermann, M. R., Kehrli Jr, M. E., Brogden, K. A. Passage of CD18- and CD18+ bovine neutrophils into pulmonary alveoli during acute Pasteurella haemolytica pneumonia. Veterinary pathology. 33, 639-646 (1996).
    40. Malazdrewich, C., Ames, T. R., Abrahamsen, M. S., Maheswaran, S. K. Pulmonary expression of tumor necrosis factor alpha, interleukin-1 beta, and interleukin-8 in the acute phase of bovine pneumonic pasteurellosis. Veterinary pathology. 38, 297-310 (2001).
    41. Wells, A. U. The clinical utility of bronchoalveolar lavage in diffuse parenchymal lung disease. European respiratory review : an official journal of the European Respiratory Society. 19, 237-241 (2010).
    42. Wilkie, M. R. Sequential titration of bovine lung and serum antibodies after parenteral or pulmonary inoculation with Pasteurella haemolytica. Am J Vet Res. 40, 1690-1693 (1979).
    43. Pringle, J. K., et al. Bronchoalveolar lavage of cranial and caudal lung regions in selected normal calves: cellular, microbiological, immunoglobulin, serological and histological variables. Canadian journal of veterinary research = Revue canadienne de recherche veterinaire. 52, 239-248 (1988).
    44. Silflow, R. M., Degel, P. M., Harmsen, A. G. Bronchoalveolar immune defense in cattle exposed to primary and secondary challenge with bovine viral diarrhea virus. Veterinary immunology and immunopathology. 103, 129-139 (2005).
    45. Mitchell, G. B., Clark, M. E., Caswell, J. L. Alterations in the bovine bronchoalveolar lavage proteome induced by dexamethasone. Veterinary immunology and immunopathology. 118, 283-293 (2007).
    46. Mitchell, G. B., Clark, M. E., Siwicky, M., Caswell, J. L. Stress alters the cellular and proteomic compartments of bovine bronchoalveolar lavage fluid. Veterinary immunology and immunopathology. 125, 111-125 (2008).
    47. Lordan, J. L., et al. Cooperative effects of Th2 cytokines and allergen on normal and asthmatic bronchial epithelial cells. J Immunol. 169, 407-414 (2002).
    48. Tukey, M. H., Wiener, R. S. Population-based estimates of transbronchial lung biopsy utilization and complications. Respiratory medicine. 106, 1559-1565 (2012).
    49. Braun, U., Estermann, U., Feige, K., Sydler, T., Pospischil, A. Percutaneous lung biopsy in cattle. Journal of the American Veterinary Medical Association. 215, 679-681 (1999).
    50. Burgess, B. A., et al. The development of a novel percutaneous lung biopsy procedure for use on feedlot steers. Canadian journal of veterinary research = Revue canadienne de recherche veterinaire. 75, 254-260 (2011).
    51. Sydler, T., Braun, U., Estermann, U., Pospischil, A. A comparison of biopsy and post-mortem findings in the lungs of healthy cows. Journal of veterinary medicine. A, Physiology, pathology clinical medicine. 51, 184-187 (2004).
    52. Voigt, K., et al. PCR examination of bronchoalveolar lavage samples is a useful tool in pre-clinical diagnosis of ovine pulmonary adenocarcinoma (Jaagsiekte). Research in Veterinary Science. 83, 419-427 (2007).
    53. Caldow, G. Bronchoalveolar lavage in the investigation of bovine respiratory disease. In Practice. 1, 41-43 (2001).
    54. Heilmann, P., Müller, G., Reinhold, P. Bronchoscopy and Segmental Bronchoalveolar Lung Lavage of Anesthetised Calf. Monatsh. Veterinärmed. 43, 79-84 (1988).
    55. Gogolewski, R. P., et al. Protective ability and specificity of convalescent serum from calves with Haemophilus somnus pneumonia. Infection and immunity. 55, 1403-1411 (1987).

    Comments

    0 Comments


      Post a Question / Comment / Request

      You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

      Usage Statistics