العصب الوركي استكفاف نموذج من ألم الأعصاب في الفئران

Medicine
 

Summary

آلام الأعصاب هو نتيجة لآفة أو مرض يؤثر على نظام الحسية الجسدية. "النموذج صفعة" من آلام الأعصاب في الفئران يتكون من غرس صفعة البولي ايثيلين في جميع أنحاء الفرع الرئيسي للعصب الوركي. يتم اختبار آلام جلدية الميكانيكية باستخدام خيوط فراي فون.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Yalcin, I., Megat, S., Barthas, F., Waltisperger, E., Kremer, M., Salvat, E., Barrot, M. The Sciatic Nerve Cuffing Model of Neuropathic Pain in Mice. J. Vis. Exp. (89), e51608, doi:10.3791/51608 (2014).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

ينشأ ألم الأعصاب نتيجة لآفة أو مرض يؤثر على نظام الحسية الجسدية. نتائج هذه المتلازمة من التغييرات في الخلايا العصبية الحسية مهايئ المصابين وعلى طول الطريق مسبب للألم بأكملها داخل الجهاز العصبي المركزي. وهي عادة ما تكون مزمنة وصعبة لعلاج. من أجل دراسة آلام الأعصاب والعلاجات لها، وقد وضعت نماذج مختلفة في القوارض. هذه النماذج مستمدة من مسببات معروفة، وبالتالي استنساخ إصابات الأعصاب الطرفية، والإصابات المركزية، و، الأيض اعتلال الأعصاب المعدية أو المرتبطة العلاج الكيميائي. نماذج الفئران من الإصابة الأعصاب الطرفية غالبا ما تستهدف العصب الوركي والتي من السهل للوصول ويسمح اختبارات مسبب للألم على مخلب الخلفيتين. هذه النماذج تعتمد على ضغط و / أو القسم. هنا، يوصف إجراء جراحة مفصل عن "النموذج صفعة" من آلام الأعصاب في الفئران. في هذا النموذج، صفعة من PE-20 أنابيب البولي ايثيلين من طول موحدة (2 ملم) هو من جانب واحد طmplanted حول الفرع الرئيسي للعصب الوركي. ذلك يؤدي الى آلام جلدية الميكانيكية طويلة الأمد، أي، استجابة لحافز مسبب للألم عادة غير مسبب للألم يمكن تقييمه باستخدام خيوط فراي فون. إلى جانب الإجراءات التفصيلية لعملية جراحية والاختبار، وتناقش أيضا مصلحة هذا النموذج لدراسة آلية آلام الأعصاب، لدراسة الجوانب آلام الأعصاب الحسية وanxiodepressive، وبالنسبة للدراسة علاجات آلام الأعصاب.

Introduction

آلام الأعصاب المزمنة وعادة ما تنشأ نتيجة لآفة أو مرض يؤثر على نظام الحسية الجسدية. التغييرات غير القادرة على التأقلم في الخلايا العصبية الحسية والجرحى على طول الطريق مسبب للألم بأكملها داخل الجهاز العصبي المركزي المشاركة في هذه المتلازمة المعقدة. وقد وضعت نماذج مختلفة في القوارض لدراسة آلام الأعصاب والعلاجات لها 1-3.

بناء على مسببات معروفة، ونماذج من الأعصاب الهدف الألم في محاكاة اعتلال الأعصاب التي لوحظت في مرض السكري، وإصابات الأعصاب الطرفية، والإصابات المركزية، والتهاب العصب الثالث، واعتلال الأعصاب متتالية للعلاج الكيميائي، والألم العصبي ما بعد العقبولية، الخ نماذج مختلفة من إصابة الأعصاب الطرفية في القوارض التركيز على العصب الوركي. هذه النماذج تعتمد على ضغط و / أو قسم من هذه العصبية. في الواقع، العصب الوركي يتيح عملية جراحية سهلة نسبيا ويسمح للاختبارات على أساس ردود الفعل مخلب الانسحاب. مووتشمل دلس من الضغط العصبي المزمن على سبيل المثال: إصابة مزمنة انقباض (CCI) 4،5، العصب الوركي التكبيل بالأصفاد 6-9، وجزئية ربط العصب الوركي (البولندي) 10، وربط العصب الشوكي (SNL) 11، أو مشتركة الشظوي ربط العصب 12. كما تستخدم على نطاق واسع من النماذج المشار إليها باسم "إصابة العصب تنج" (SNI). أنها تتكون من ربط محكم وaxotomy اثنين من الفروع الثلاثة من محطة العصب الوركي، في حين لا تزال سليمة الفرع الثالث 13-15. نماذج مختلفة من آلام الأعصاب التي تستهدف العصب الوركي، يؤدي إلى آلام جلدية الميكانيكية المزمنة (استجابة لحافز مسبب للألم غير مسبب للألم عادة) على الخلفيتين مخلب الجرحى.

هنا، يوصف إجراء جراحة مفصل عن "النموذج صفعة" من آلام الأعصاب في الفئران. وهو يتألف في غرس صفعة البولي ايثيلين في جميع أنحاء الفرع الرئيسي العصب الوركي 6-9. الكما يوصف استخدام البريد من خيوط فراي فون. هذه خيوط تسمح تقييم آلام جلدية الميكانيكية الذي هو عرض من أعراض مسبب للألم طويلة الأمد موجودة في هذا النموذج.

Protocol

وقد تمت الموافقة على البروتوكولات من قبل "comité كوت ديفوار éthique أون matière التجريب ANIMALE دي ستراسبورغ" (CREMEAS).

1. الأساس قياس باو سحب عتبات

  1. السماح للفئران لروض إلى المرافق الحيوان لمدة 10 أيام على الأقل إلى 2 أسابيع قبل بدء إجراءات الاختبار.
  2. روض الفئران لفون فراي اختبار انشاء وإلى إجراء فون فراي التي تم وصفها في القسم 4.
  3. قبل الجراحة، وتقييم الميكانيكية عتبات مخلب الانسحاب مع خيوط فراي فون كما هو موضح في القسم 4.3. ملاحظة: كرر الإجراء في أيام منفصلة حتى يتم الحصول على ما لا يقل عن ثلاث قيم مستقرة على التوالي للعتبات مخلب الانسحاب.
  4. تعيين الفئران إلى مجموعات تجريبية مختلفة بحيث تستطيع هذه المجموعات لا تختلف مبدئيا عن عتبات مخلب الانسحاب.

2. إجراء جراحة لصفعة Implantatiفي

  1. وزن الحيوان. ملاحظة: يجب أن يكون الفأر وزن الجسم أكثر من 20 غرام لإجراء الكفة الإدراج هو موضح أدناه.
  2. تخدير الحيوان مع حقنة داخل الصفاق من 4 مل / كغ من مزيج من الكيتامين (17 ملغ / مل) وزيلازين (2.5 ملغ / مل) في 0.9٪ كلوريد الصوديوم، والذي يوفر نحو 45 دقيقة من التخدير.
  3. التحقق من عدم وجود ردة فعل من قبل معسر مخلب مخلب الخلفيتين مع ملاقط والتحقق من عدم وجود ردة فعل العين للتأكد من أن الحيوان هو تخدير كامل.
  4. يحلق الساق اليمنى من الركبة إلى الورك باستخدام ماكينة حلاقة كهربائية.
  5. تطبيق واقية العين هلام السائل للعيون مع مسحة القطن ذات الرؤوس.
  6. وضع الحيوان على جانبها الأيسر ووضع أطرافهم هند الحق على وسادة صغيرة والحفاظ على حق هند أطرافهم إلى سادة بشريط لاصق.
  7. تطهير مجال جراحة بالكلورهيكسيدين و 70٪ من الإيثانول باستخدام الشاش أو القطن ذات الرؤوس مسحة.
  8. العثور على عظم الفخذ باستخدام السبابة وجعلشق ما يقرب من 0.5 سم، موازية لعظمة الفخذ وحوالي 1.5 ملم الأمامي لعظم الفخذ.
  9. فصل العضلات على مقربة من عظم الفخذ مع اثنين من العصي تعقيمها. الملاحظات: لا يوجد قطع في العضلات. عادة، طبقات العضلات فصل بسهولة من دون أي نزيف والعصب الوركي هو ثم مرئية. في حالة النزيف، واستخدام القطن ذات الرؤوس مسحة معقمة على استيعاب الدم.
  10. إدراج اثنين من العصي تعقيمها تحت العصب الوركي لفضح فرعه الرئيسي، وهيدرات العصب مع حل الفسيولوجية العقيمة (0.9٪ كلوريد الصوديوم).
  11. عقد معدة سلفا العقيمة 2 مم قسم من الانقسام PE-20 أنابيب البولي ايثيلين (صفعة)، 0.38 ملم معرف / 1.09 مم OD، بمساعدة عصا مدببة والصلب المشبك بلدغ.
    1. إدراج عصا الصلب وأشار إلى الكفة، والتي سوف فتحه قليلا.
    2. باستخدام افتتاح الجانبي الكفة، إدراج بولدوج في واحدة من نهاية الكفة وموازية لصفعة. تدوير بولدوج (180 درجة) بحيث أنه سيتم عقد الكفة من قبلالجانب الذي هو معاكس لافتتاح الجانبي. إغلاق بولدوج وإزالة عصا الصلب مدببة. ملاحظة: ويتم التناوب على السماح بإقامة على الكفة في موقف الأمثل لالإدراج، المشبك بلدغ يساعد أيضا على الحفاظ على الكفة مفتوحة جزئيا. نموذج وحجم المشبك بولدوج بالغة الأهمية بالنسبة لهذه الخطوة من الإجراء.
  12. لديك مجرب الثاني عقد العصي اثنين تحت العصب وبلطف فصل العصي لتسهيل الحصول على جزء من العصب الوركي التي تبلغ حوالي 4 مم طويلة.
  13. إدراج 2 مم الكفة حول الفرع الرئيسي للعصب الوركي، بدءا طريق إدراج جزء من الكفة التي هو القاصي إلى بلدغ حول جزء من العصب الذي هو الأقرب إلى الورك.
  14. إغلاق صفعة بلطف من خلال ممارسة الضغط على الجانبين لالقاصي مع كماشة، بدون ضغط أو تغيير شكل أنبوب. تحويل الكفة لضمان أن يتم إغلاقه بشكل صحيح.
  15. خياطة حلق الطرافة طبقة الجلدح عقدة الجراحية.
  16. وضع الماوس على جانبها الأيسر في قفص المنزل نظيفة. يبقيه تحت مصباح الحرارة حتى الماوس مستيقظا.
  17. إضافة الماء اضافية ووضع بعض تشاو مباشرة في قفص المنزل.

3. إجراء جراحة للتحكم الشام

  1. تطبيق إجراء الجراحة نفسها كما هو موضح أعلاه من الخطوة 2.1 إلى الخطوة 2.9، ثم اتبع الخطوات مع 2،15-2،17. للضوابط صورية، تجاهل الخطوات 2،10-2،14 التي لا تخص سوى الإدراج الكفة.

4. فون فراي اختبار

  1. وضع الفئران في خانات فردية واضحة (7 سم × 9 سم × 7 سم) مع الثقوب، على صفيحة مثقبة مرتفعة من الفولاذ المقاوم للصدأ السلس (1 متر x 50 سم، 5 ثقوب ملم 2.5 ملم مع دائرة الحدود بين انثقاب). ملاحظة: ما يصل إلى 12 الفئران يمكن اختبارها بصورة متزامنة على هذا مجموعة المتابعة. يمكن اختبار الحيوانات تعمل اليوم بعد الجراحة. ومع ذلك، ينصح 3 أيام من الانتعاش للحد من فرط الحساسية بعد الجراحة لوحظ فيضوابط صورية.
  2. السماح للحيوانات لروض لمدة 15 دقيقة قبل الاختبار.
  3. تطبيق خيوط فون فراي إلى السطح الأخمصي كل مخلب الخلفيتين في سلسلة من القوى الصاعدة. ملاحظات: خيوط فون فراي هي الشعر البلاستيك من أقطار معايرة. فهي بطول 5 سم ويتم إصلاحها على تطبيقها باليد. سرعة تطبيق خيوط، ودرجة الانحناء ومدة التطبيق يمكن أن تؤثر على القيم الحدية التي يتم الحصول عليها مع هذا الاختبار 3. مع الإجراء الحالي في الفئران، خيوط التي هي الأكثر استخداما هي 0.16، 0.4، 0.6، 1، 1.4، 2، 4، 6، 8، و 10 غرام.
    1. تطبيق خيوط المختار إلى السطح الأخمصي لمخلب اليسار حتى خيوط الانحناءات فقط. كرر الإجراء 3-5 مرات متتالية، ومن ثم تفعل الشيء نفسه بالنسبة مخلب الحق. مرة واحدة وقد تم اختبار خيوط على كل من الكفوف، واختبار الحيوان المقبل. ملاحظات: تجنب مخلب الحدود الجانبية التي يمكن أن تكون أكثر حساسية. الرد المتوقع هو مخلبالانسحاب المفاجئ الجفل أو مخلب لعق. النظر في استجابة إيجابية إذا لوحظ على الأقل ثلاث إجابات المتوقع من أصل خمسة المحاكمات. A مخلب تعطى دائما يتم اختبار ثلاث مرات، ولكن فقط إذا كان 1 أو 2 استجابة الرابع وتتم المحاكمات الخامس (ق) (كانت) لوحظ خلال الاختبارات الثلاثة الأولى. في الفئران C57BL/6J، بدء اختبارات ما قبل الجراحة مع 1.4 غرام خيوط. بعد الجراحة، وبدء الاختبارات مع 0.4 ز خيوط. إذا لوحظ استجابة إيجابية مع خيوط أول اختبار، اختبار خيوط انخفاض القوة (بدلا من زيادة) في خطوة 4.3.2.
    2. تطبيق نفس خيوط للحيوانات المقبل وفقا للإجراء 4.3.1. مرة واحدة ويتم اختبار جميع الحيوانات، والبدء من جديد على أول حيوان مع خيوط القادمة من مزيد من القوة. كرر الإجراء حتى تعطي كل الفئران ردا ايجابيا. ملاحظات: اختبار كل حيوان حتى منح اثنين خيوط متتالية ردا ايجابيا. النظر في قيمة غرام من انخفاض خيوط التي أعطت ردا ايجابيا كما الطرافة مخلبعتبة hdrawal لهذا الحيوان.

Representative Results

يتم التعبير عن البيانات كما يعني ± SEM. وأجريت التحليلات الإحصائية باستخدام تحليل متعددة العوامل التباين (أنوفا) أو المفردة تي الاختبارات وفقا لتصميم تجريبي. لهذه التحليلات، واعتبرت الجماعات جراحة الشام والكفة وكذلك المالحة مقابل العلاج بالعقاقير كعوامل بين المجموعات. عندما يكون ذلك مناسبا، واستخدمت المتكررة التحليلات مقياس للبيانات بالطبع الوقت. وأجريت مقارنات آخر مخصص باستخدام اختبار دنكان. واعتبر دلالة إحصائية عند P <0.05.

عند استخدام الإجراءات الموضحة أعلاه، ونتائج زرع الكفة في آلام جلدية المماثل كما هو موضح في الشكل 1. بمجرد اعتادوا الماوس لإجراء الاختبار، والقيم للعتبات مخلب الانسحاب في اختبار فون فراي تظل مستقرة على مر الزمن وتكون لا تتأثر العملية الجراحية في حد ذاتها، كما هو موضح في الحيوانات الشام. ولكن ينبغي أن يكونوأشار إلى أن آلام جلدية عابرة بعد الجراحة يمكن عادة لوحظت في الفئران الشام. عند وجود مثل هذه آلام جلدية، استجابة مخلب الانسحاب يعود إلى خط الأساس بعد بضعة أيام بعد الجراحة. في الفئران الكفة، وآلام جلدية المماثل موجود بالفعل في الأيام الأولى بعد الجراحة ويتم الاحتفاظ لأكثر من 2 اشهر (انظر 9، والشكل 1؛ F8، 344 = 29.5، P <0.001). تبقى آلام جلدية يسببها الكفة المماثل في الفئران C57BL/6J عندما يتم قياس ذلك عن طريق اختبار فون فراي كما هو موضح أعلاه، ولكن في ظروف أخرى وجود من آلام جلدية على مخلب المقابل يمكن أيضا ملاحظة 8. القيم المطلقة لخط الأساس وعادة ما تكون بين 4 و 6 ز في الفئران C57BL/6J، ولكن بروتوكول الاختبار قد تؤثر هذه القيم.

مضادات الاكتئاب ثلاثية الحلقات هي من بين العلاجات الخط الأول السريرية لآلام الأعصاب. في هذا النموذج، وثلاثية الحلقات المضادة للاكتئاب نورتريبتيلين المخدرات (5 ملغ / كغ، داخل الصفاق، مرتين في اليوم) صelieves وآلام جلدية الأعصاب بعد حوالي 2 أسابيع من العلاج، كما هو موضح في الشكل 2 (F7، 91 = 15.3، ع <0.001؛ بعد المخصصة: (CuffNor = الشام)> CuffSal في ع <0.001 في أيام 29 - 34). عند هذه الجرعة، ويلاحظ أي إجراء مسكن الحادة للاكتئاب 16،17. لتقليد دائم لتخفيف الآلام التي موجود في المرضى الذين يتناولون هذه العقاقير، ويمكن اختبار الفئران قبل إدارة المخدرات الصباح بدلا من بعد. يسمح هذا الإجراء تقييم تأثير طويل الأمد من قبل معبي الأيام السابقة من العلاج. في هذه الحالة، فإنه يتطلب 1-2 أسابيع من العلاج لمراقبة الإغاثة دائمة من آلام جلدية الأعصاب. عند توقف العلاج، وعادة ما لوحظ من انتكاسة في غضون 3 إلى 4 أيام 18. بجانب بعض مضادات الاكتئاب، gabapentinoids هي الأخرى العلاجات الخيار الأول لآلام الأعصاب. جابابنتين ديه عمل مسكن الحادة والعابرة في هذا النموذج 16، ولكنه يعرض أيضا خط الطول تأخر و العمل antiallodynic عند اختبار الحيوان كل يوم قبل إدارة المخدرات (؛ ع <0.001 الشكل 3) ز الأمد. هذا العمل هو أسرع من العقاقير المضادة للاكتئاب مع.

الشكل 1
الشكل 1. الميكانيكية عتبات مخلب الانسحاب في نموذج صفعة من آلام الأعصاب في الفئران. تم اعتادوا الكبار الفئران C57BL/6J الذكور إلى إجراء فون فراي حتى تم الحصول على خط الأساس مستقرة (ويمثل خط الأساس عند نقطة 0 في الرسم البياني). تم اختبار كل من الكفوف. عرض الفئران الكفة آلام جلدية الميكانيكية المماثل كما أظهرت من قبل عتبات مخلب انسحاب خفضت (ن = 10 لكل مجموعة).

tp_upload/51608/51608fig2.jpg "/>
الشكل 2. تأخر العمل antiallodynic من مضادات الاكتئاب ثلاثية الحلقات. بعد أسبوعين بعد الجراحة، تلقت الفئران العلاج داخل الصفاق مرتين يوميا (صباحا ومساء) مع أي 0.9٪ كلوريد الصوديوم أو 5 ملغ / كغ هيدروكلوريد نورتريبتيلين (ن = 5 أو 6 لكل مجموعة ). وقد تم اختبار فون فراي قبل العلاج الصباح. مع هذا الإجراء، لوحظ العمل antiallodynic تأخر نورتريبتيلين، الأمر الذي يتطلب حوالي 12 يوما من العلاج.

الرقم 3
الرقم 3. العمل Antiallodynic من gabapentinoid. بعد ثلاثة أسابيع بعد الجراحة، تلقت الفئران العلاج داخل الصفاق مرتين يوميا (صباحا ومساء) مع أي 0.9٪ كلوريد الصوديوم أو 10 مغ / كغ جابابنتين (ن = 5 لكل مجموعة). وقد تم اختبار فون فراي قبل علاج الصباحمنة. مع هذا الإجراء، لوحظ تأخر العمل antiallodynic ودائمة جابابنتين. يتم عرض البيانات قبل البدء في العلاج، وفي يوم 6 من العلاجات.

Discussion

تم تطوير "صفعة" نموذج في البداية في الفئران للحصول على انقباض إصابة مزمنة موحدة وقابلة للتكرار مع غرس الأصفاد متعددة حول العصب الوركي 6. ثم تم تعديله لزرع صفعة واحدة 7،8، على الرغم من بعض المجموعات البحثية لا تزال تستخدم متعددة الكفة الإدراج 19-22. ثم تم تكييفه للفئران 9،23، الذي افتتح إمكانية استخدام الحيوانات المعدلة وراثيا. الكفة عادة ما يكون 2 مم طويلة، ولكن قد استخدمت أيضا في أطوال أخرى الفئران 22. أنابيب البولي ايثيلين يعتمد على الأنواع: PE-20 في الفئران وPE-60 أو 24،25 PE-90 7،8،26،27 في الفئران.

يتم قياس آلام جلدية الميكانيكية مع الشعر فراي فون. في هذا الاختبار، قد القيم المطلقة للعتبات مخلب الانسحاب تعتمد على السطح الذي يقف الحيوان 28 أو بناء على مدة خيوط الانحناء ولكن هذه العوامل لاتؤثر على الكشف عن آلام جلدية الأعصاب.

في "صفعة" النموذج هو من مصلحة لدراسة آليات ألم الأعصاب. انه كان يستخدم لدراسة التغيرات المورفولوجية في الألياف العصبي وكمون الفعل 6،29، وتغييرات وظيفية في الخلايا العصبية الحسية، afferents الابتدائي والخلايا العصبية في العمود الفقري 19،21،22،30-35. سمحت مظاهرة تفعيل الدبقية والتحول المركزي في الخلايا العصبية أنيون التدرج المشاركة في التغيرات في النشاط والردود من الخلايا العصبية مسبب للألم في العمود الفقري وآلام جلدية في الأعصاب 24،36-38. تمت دراسة تأثير مستقبلات الغلوتامات 7،39-41، من المستقبلات الأفيونية 16،42-45 ومستقبلات النيكوتين 46 أيضا في هذا النموذج.

الفائدة أخرى من هذا النموذج هو ردها على العلاجات الحالية من آلام الأعصاب، مثال.، gabapentinoids ومضادات الاكتئاب. عرض gabapentinoids كل من: على غرار الملاحظات السريريةن عمل مسكن قصير الأمد الحاد في جرعة عالية وتأخير حقت تخفيف الإجراءات التي لوحظ بعد بضعة أيام من العلاج، ومضادات الاكتئاب ثلاثية الحلقات والسيروتونين الانتقائية ومثبطات امتصاص النورادرينالين ليس لها تأثير مسكن الحادة في الجرعات ذات الصلة ولكنها تأخرت عرض حقت تخفيف العمل الذي يتطلب 1-2 أسابيع من العلاج، وامتصاص السيروتونين الانتقائية المانع فلوكستين غير فعال 16. هذا النموذج هو بالتالي مناسبة لدراسة الآلية الجزيئية الكامنة وراء هذه العلاجات 16-18،44،45،47، والتي قد تكشف عن أهداف علاجية جديدة لاختبار المرضى في 48-51.

وأخيرا، فإن النموذج يسمح أيضا دراسة العواقب anxiodepressive من آلام الأعصاب. سريريا، هذه العواقب تؤثر على نحو ثلث مرضى ألم الأعصاب ولكنها أقل preclinically درس من الجوانب الحسية من الألم. في هذا النموذج، وهو تطور تعتمد على وقت للقلق مثل وdepresالظواهر مثل الجديد إنجازا هاما هو الحاضر 52 وبالتالي يمكن معالجتها الآلية ذات الصلة.

الأصفاد وإجراءات موحدة في هذا نموذج الفأر من آلام الأعصاب يؤدي إلى تقلب بين الأفراد المنخفضة للآلام جلدية الميكانيكية. إمكانية استخدام الحيوانات المعدلة وراثيا 17،18،44-47،52، وآلام جلدية طويلة الأمد، واستجابة للعلاجات المستخدمة سريريا والتنمية تعتمد على الوقت من أعراض anxiodepressive جعل هذا النموذج المناسب لدراسة الجوانب المختلفة و عواقب آلام الأعصاب والعلاجات، والتي جلبت بالفعل معلومات قيمة في هذا المجال من الأبحاث.

Disclosures

يعلن الكتاب أنه ليس لديهم مصالح مالية المتنافسة.

Acknowledgments

وأيد هذا العمل من قبل المركز الوطني للبحوث العلميه (UPR3212 العقد)، وجامعة ستراسبورغ وقبل NARSAD الشباب باحث منحة من مؤسسة أبحاث الدماغ والسلوك (لIY). يتم اعتماد تكاليف النشر من قبل الشبكة Neurex (برنامج INTERREG الرابع الراين العلوي).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
PE-20 polyethylene tubing Harvard Apparatus PY2-59-8323 Splitted before surgery
Ketamine Centravet IMA004
Xylazine HCl Sigma X1251 Freshly prepared before surgery
Ocry-gel Centravet
Pliers FST 11003-12 52.5 mm straight
Bulldog clamp FST p130 18038-45
Perforated plate CTTM
von Frey filaments Bioseb NC-12775

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Colleoni, M., Sacerdote, P. Murine models of human neuropathic pain. Biochim. Biophys. Acta. 1802, 924-933 (2010).
  2. Jaggi, A. S., Jain, V., Singh, N. Animal models of neuropathic pain. Fundam. Clin. Pharmacol. 25, 1-28 (2011).
  3. Barrot, M. Tests and models of nociception and pain in rodents. Neuroscience. 211, 39-50 (2012).
  4. Bennett, G. J., Xie, Y. K. A peripheral mononeuropathy in rat that produces disorders of pain sensation like those seen in man. Pain. 33, 87-107 (1988).
  5. Austin, P. J., Wu, A., Moalem-Taylor, G. Chronic constriction of the sciatic nerve and pain hypersensitivity testing in rats. J. Vis. Exp. (61), (2012).
  6. Mosconi, T., Kruger, L. Fixed-diameter polyethylene cuffs applied to the rat sciatic nerve induce a painful neuropathy: ultrastructural morphometric analysis of axonal alterations. Pain. 64, 37-57 (1996).
  7. Fisher, K., Fundytus, M. E., Cahill, C. M., Coderre, T. J. Intrathecal administration of the mGluR compound, (S)-4CPG, attenuates hyperalgesia and allodynia associated with sciatic nerve constriction injury in rats. Pain. 77, (1998).
  8. Pitcher, G. M., Ritchie, J., Henry, J. L. Nerve constriction in the rat: model of neuropathic, surgical and central. 83, 37-46 (1999).
  9. Benbouzid, M., et al. Sciatic nerve cuffing in mice: a model of sustained neuropathic pain. Eur. J. Pain. 12, 591-599 (2008).
  10. Seltzer, Z., Dubner, R., Shir, Y. A novel behavioral model of neuropathic pain disorders produced in rats by partial sciatic nerve injury. Pain. 43, 205-218 (1990).
  11. Kim, S. H., Chung, J. M. An experimental model for peripheral neuropathy produced by segmental spinal nerve ligation in the rat. Pain. 50, 355-363 (1992).
  12. Vadakkan, K. I., Jia, Y. H., Zhuo, M. A behavioral model of neuropathic pain induced by ligation of the common peroneal nerve in mice. J. Pain. 6, 747-756 (2005).
  13. Decosterd, I., Woolf, C. J. Spared nerve injury: an animal model of persistent peripheral neuropathic pain. Pain. 87, 149-158 (2000).
  14. Shields, S. D., Eckert, W. A., Basbaum, A. I. Spared nerve injury model of neuropathic pain in the mouse: a behavioral and anatomic. 4, 465-470 (2003).
  15. Richner, M., Bjerrum, O. J., Nykjaer, A., Vaegter, C. B. The spared nerve injury (SNI) model of induced mechanical allodynia in mice. J. Vis. Exp. (54), (2011).
  16. Benbouzid, M., et al. Chronic, but not acute, tricyclic antidepressant treatment alleviates neuropathic allodynia after sciatic nerve cuffing in mice. Eur. J. Pain. 12, 1008-1017 (2008).
  17. Yalcin, I., et al. Β2-adrenoceptors are essential for desipramine, venlafaxine or reboxetine action in neuropathic pain. Neurobiol. Dis. 33, 386-394 (2009).
  18. Yalcin, I., et al. Β2-adrenoceptors are critical for antidepressant treatment of neuropathic pain. Ann. Neurol. 65, 218-225 (2009).
  19. Balasubramanyan, S., Stemkowski, P. L., Stebbing, M. J., Smith, P. A. Sciatic chronic constriction injury produces cell-type-specific changes in the electrophysiological properties of rat substantia gelatinosa neurons. J. Neurophysiol. 96, 579-590 (2006).
  20. Ikeda, T., et al. Effects of intrathecal administration of newer antidepressants on mechanical allodynia in rat models of neuropathic pain. Neurosci. Res. 63, 42-46 (2009).
  21. Thakor, D. K., et al. Increased peripheral nerve excitability and local NaV1.8 mRNA up-regulation in painful neuropathy. Mol. Pain. 5, 14 (2009).
  22. Zhu, Y. F., Wu, Q., Henry, J. L. Changes in functional properties of A-type but not C-type sensory neurons in vivo in a rat model of peripheral neuropathy. J. Pain Res. 5, 175-192 (2012).
  23. Cheng, H. Y., et al. DREAM is a critical transcriptional repressor for pain modulation. Cell. 108, 31-43 (2002).
  24. Zhang, J., De Koninck, Y. Spatial and temporal relationship between monocyte chemoattractant protein-1 expression and spinal glial activation following peripheral nerve injury. J. Neurochem. 97, 772-783 (2006).
  25. Beggs, S., Liu, X. J., Kwan, C., Salter, M. W. Peripheral nerve injury and TRPV1-expressing primary afferent C-fibers cause opening of the blood-brain. Mol. Pain. 6, 74 (2010).
  26. Vachon, P., Massé, R., Gibbs, B. F. Substance P and neurotensin are up-regulated in the lumbar spinal cord of animals with neuropathic. 68, 86-92 (2004).
  27. Aouad, M., Petit-Demoulière, N., Goumon, Y., Poisbeau, P. Etifoxine stimulates allopregnanolone synthesis in the spinal cord to produce analgesia in experimental mononeuropathy. Eur. J. Pain. 18, 258-268 (2014).
  28. Pitcher, G. M., Ritchie, J., Henry, J. L. Paw withdrawal threshold in the von Frey hair test is influenced by the surface on which the rat stands. J. Neuroci. Methods. 87, 185-193 (1999).
  29. Beaudry, F., Girard, C., Vachon, P. Early dexamethasone treatment after implantation of a sciatic-nerve cuff decreases the concentration of substance P in the lumbar spinal cord of rats with neuropathic. Can. J. Vet. Res. 71, 90-97 (2007).
  30. Pitcher, G. M., Henry, J. L. Cellular mechanisms of hyperalgesia and spontaneous pain in a spinalized rat model of peripheral neuropathy: changes in myelinated afferent inputs implicated. Eur. J. Neurosci. 12, 2006-2020 (2000).
  31. Pitcher, G. M., Henry, J. L. Nociceptive response to innocuous mechanical stimulation is mediated via myelinated afferents and NK-1 receptor activation in a rat model of neuropathic pain. Exp. Neurol. 186, 173-197 (2004).
  32. Pitcher, G. M., Henry, J. L. Governing role of primary afferent drive in increased excitation of spinal nociceptive neurons in a model of sciatic neuropathy. Exp. Neurol. 214, 219-228 (2008).
  33. Lu, V. S., et al. Brain-derived neurotrophic factor drives the changes in excitatory synaptic transmission in the rat superficial dorsal horn that follow sciatic nerve injury. J. Physiol. 587, 1013-1032 (2009).
  34. Ruangsri, S., Lin, A., Mulpuri, Y., Lee, K., Spigelman, I., Nishimura, I. Relationship of axonal voltage-gated sodium channel 1.8 (NaV1.8) mRNA accumulation to sciatic nerve injury-induced painful neuropathy in rats. J. Biol. Chem. 286, 39836-39847 (2011).
  35. Zhu, Y. F., Henry, J. L. Excitability of AΒ sensory neurons is altered in an animal model of peripheral neuropathy. BMC Neurosci. 13, 15 (2012).
  36. Coull, J. A., et al. Trans-synaptic shift in anion gradient in spinal lamina I neurons as a mechanism of neuropathic pain. Nature. 424, 938-942 (2003).
  37. Coull, J. A., et al. BDNF from microglia causes the shift in neuronal anion gradient underlying neuropathic pain. Nature. 438, 1017-1021 (2005).
  38. Keller, A. F., Beggs, S., Salter, M. W., De Koninck, Y. Transformation of the output of spinal lamina I neurons after nerve injury and microglia stimulation underlying neuropathic. 3, 27 (2007).
  39. Fundytus, M. E., Fisher, K., Dray, A., Henry, J. L., Coderre, T. J. In vivo antinociceptive activity of anti-rat mGluR1 and mGluR5 antibodies in rats. Neuroreport. 9, 731-735 (1998).
  40. Fundytus, M. E., et al. Knockdown of spinal metabotropic glutamate receptor 1 (mGluR(1)) alleviates pain and restores opioid efficacy after nerve injury in rats. Br. J. Pharmacol. 132, (1), 354-367 (2001).
  41. Coderre, T. J., Kumar, N., Lefebvre, C. D., Yu, J. S. Evidence that gabapentin reduces neuropathic pain by inhibiting the spinal release of glutamate. J. Neurochem. 94, 1131-1139 (2005).
  42. Kabli, N., Cahill, C. M. Anti-allodynic effects of peripheral delta opioid receptors in neuropathic pain. Pain. 127, 84-93 (2007).
  43. Holdridge, S. V., Cahill, C. M. Spinal administration of a delta opioid receptor agonist attenuates hyperalgesia and allodynia in a rat model of neuropathic pain. Eur. J. Pain. 11, 685-693 (2007).
  44. Benbouzid, M., et al. Δ-opioid receptors are critical for tricyclic antidepressant treatment of neuropathic allodynia. Biol. Psychiatry. 63, 633-636 (2008).
  45. Bohren, Y., et al. µ-opioid receptors are not necessary for nortriptyline treatment of neuropathic allodynia. Eur. J. Pain. 14, 700-704 (2010).
  46. Yalcin, I., et al. Nociceptive thresholds are controlled through spinal Β2-subunit-containing nicotinic acetylcholine receptors. Pain. 152, 2131-2137 (2011).
  47. Bohren, Y., et al. Antidepressants suppress neuropathic pain by a peripheral Β2-adrenoceptor mediated anti-TNFα mechanism. Neurobiol. Dis. 60, 39-50 (2013).
  48. Choucair-Jaafar, N., Yalcin, I., Rodeau, J. L., Waltisperger, E., Freund-Mercier, M. J., Barrot, M. Β2-adrenoceptor agonists alleviate neuropathic allodynia in mice after chronic treatment. Br. J. Pharmacol. 158, 1683-1694 (2009).
  49. Yalcin, I., et al. Chronic treatment with agonists of Β2-adrenergic receptors in neuropathic pain. Exp. Neurol. 221, 115-121 (2010).
  50. Cok, O. Y., Eker, H. E., Yalcin, I., Barrot, M., Aribogan, A. Is there a place for Β-mimetics in clinical management of neuropathic pain? Salbutamol therapy in six cases. Anesthesiology. 112, 1276-1279 (2010).
  51. Choucair-Jaafar, N., et al. Cardiovascular effects of chronic treatment with a Β2-adrenoceptor agonist relieving neuropathic pain in mice. Neuropharmacology. 61, 51-60 (2011).
  52. Yalcin, I., et al. A time-dependent history of mood disorders in a murine model of neuropathic pain. Biol. Psychiatry. 70, 946-953 (2011).

Comments

2 Comments

  1. Hi,
    nice video :-) Could you please explain how you split the cuff-tubes? Any tips and tricks?

    Regards,
    Mette

    Reply
    Posted by: Mette R.
    April 21, 2015 - 5:45 AM
  2. Hi,

    If I had to guess, I would say its pretty much straight forward, just shove a fine cutter into the tube, and cut it.

    However, i'm posting here so i would be notified in case they answer with a different method

    Regards,

    Tom

    Reply
    Posted by: Tom S.
    May 7, 2015 - 4:21 AM

Post a Question / Comment / Request

You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

Usage Statistics