마우스의 신경 병증 성 통증의 좌골 신경의 바지를 접 모델

Medicine
 

Summary

신경 병증 성 통증은 체성 시스템에 영향을 미치는 장애 또는 질병의 결과이다. 생쥐의 신경 병증 성 통증의 "팔목 모델은"좌골 신경의 주요 지점 주위에 폴리에틸렌 커프스의 주입으로 구성되어 있습니다. 기계적 이질통은 본 프레이 필라멘트를 사용하여 테스트된다.

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Yalcin, I., Megat, S., Barthas, F., Waltisperger, E., Kremer, M., Salvat, E., Barrot, M. The Sciatic Nerve Cuffing Model of Neuropathic Pain in Mice. J. Vis. Exp. (89), e51608, doi:10.3791/51608 (2014).

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Abstract

신경 병증 성 통증은 병변 또는 체성 시스템에 영향을주는 질환의 결과로서 발생한다. 부상 감각 뉴런과 중추 신경계 내에서 전체 통각 경로를 따라 부적응 변경에서이 증후군은 결과. 그것은 일반적으로 만성 치료에 도전합니다. 신경 병증 성 통증의 치료를 연구하기 위해, 다른 모델은 설치류에서 개발되었다. 이러한 모델은 따라서 말초 신경 손상, 중앙 부상 및 신진 대사, 전염성 또는 화학 요법과 관련된 신경 병증을 재현, 알려진 원인 질환에서 파생됩니다. 말초 신경 손상의 뮤린 모델은 종종 액세스하기 쉽고, 뒷발에 통각 테스트를 허용 좌골 신경을 표적으로한다. 이러한 모델은 압축 및 / 또는 섹션에 의존한다. 여기에서, 마우스에있는 신경 병증 성 통증 "커프스 모델」에 대한 상세한 수술 절차를 설명한다. 이 모델에서, 표준화 된 길이 (2 ㎜)의 PE-20 폴리에틸렌 튜브의 커프스는 일방적으로 내가있다좌골 신경의 주요 지점 주위에 mplanted. 그것은 오래 기계적 이질통을 유도 즉., 본 프레이 필라멘트를 사용하여 평가 될 수있다 일반적으로 비 침해 수용성 자극에 대한 통각 반응. 자세한 수술 및 테스트 절차 외에도, 신경 병증 성 통증 감각과 anxiodepressive 측면의 연구를위한 신경 병증 성 통증의 메커니즘의 연구 및 신경 병증 성 통증 치료의 연구를위한이 모델의이자에 대해서도 설명합니다.

Introduction

신경 병증 성 통증은 보통 만성 및 병변 또는 체성 시스템에 영향을주는 질환의 결과로서 발생한다. 중추 신경계 내에서 부상 감각 뉴런과 전체 통각 경로를 따라 부적응 변경이 복잡한 증후군에 참여한다. 다양한 모델은 신경 병증 성 통증의 치료 1-3을 연구 설치류에서 개발되었다.

당뇨병에서 관찰되는 신경 병증, 말초 신경, 중추 손상, 삼차 신경통, 항암 화학 요법, 포진 후 신경통 등으로 연속 신경 병증에 부상을 흉내 낸 알려진 원인 질환, 신경 병증 성 통증 목표의 모델에 따라 서로 다른 모델의 설치류에 말초 신경 손상은 좌골 신경에 초점을 맞 춥니 다. 이러한 모델은 압축 및 / 또는이 신경의 섹션에 따라 달라집니다. 실제로, 좌골 신경은 상대적으로 쉽게 수술을 가르치시 발 철수 반사에 따라 검사 할 수 있습니다. 미주리만성 신경 압축의 DELS 예를 들면 다음과 같습니다 : 만성 수축 손상 (CCI) 4, 5, 6-9을 정돈 해 놓을 좌골 신경, 부분 좌골 신경 결찰 (PSL) (10), 척수 신경 결찰 (SNL) 11, 또는 공통 비골 신경 결찰 12. "아끼지 신경 손상"(SNI)이라 모델도 널리 사용된다. 제 3 분기가 13-15 그대로 유지하면서 그들은 단단히 결찰 및 좌골 신경의 세 단자 가지 중 두 가지의 axotomy으로 구성되어 있습니다. 좌골 신경을 대상으로 신경 병증 성 통증의 다양한 모델, 부상 뒷발에 만성 기계적 이질통 (일반적으로 비 침해 성 자극에 대한 통각 응답) 결과.

여기에서, 마우스에있는 신경 병증 성 통증 "커프스 모델」에 대한 상세한 수술 절차를 설명한다. 그것은 좌골 신경 6-9의 주요 지점 주위에 폴리에틸렌 커프스의 주입으로 구성되어 있습니다. 일본 프레이 필라멘트 전자의 사용은 설명한다. 이 필라멘트는이 모델에 존재 오래 지속 통각 증상 기계적 이질통을 평가 할 수 있습니다.

Protocol

프로토콜은 "위원회 (CCT) D' ETHIQUE EN MATIERE 디부 실험 ANIMALE 드 스트라스부르"(CREMEAS)에 의해 승인되었습니다.

발 탈퇴 임계 값의 1.베이스 라인 측정

  1. 마우스는 시험 절차를 시작하기 전에 이주에 적어도 10 일 동안 동물 시설 길들 허용.
  2. 본 프레이 테스트 셋업과 4 장에서 설명하는 본 프레이 절차에 마우스를 길들.
  3. 수술하기 전에 4.3 절에 설명 된대로 본 프레이 필라멘트와 기계 발 철수 임계 값을 평가합니다. 참고 : 적어도 세 안정적으로 연속 값이 발 철수 임계 값에 얻을 때까지 다른 일에 절차를 반복합니다.
  4. 이 그룹은 처음 발 철수 임계 값에 차이가되지 않도록 다른 실험 그룹에 마우스를 할당합니다.

팔목 Implantati 2. 수술 절차에

  1. 동물의 무게를 측정. 참고 : 마우스 체중 후술 커프스 삽입 절차 20g 이상이어야한다.
  2. 케타민 (17 ㎎ / ㎖) 및 마취 약 45 분을 제공 0.9 %의 NaCl에서 자일 라진 (2.5 ㎎ / ㎖)의 혼합물을 4 ㎖ / kg의 복강 내 주사로 동물을 마취.
  3. 핀셋 뒷 발을​​ 집어 발 반사의 부재를 확인하고 동물이 완전히 마취되어 있는지 확인하기 위해 눈 반사의 부재를 확인합니다.
  4. 전기 면도기를 사용하여 엉덩이에 무릎에서 오른쪽 다리를 면도.
  5. 면봉으로 눈에 눈 보호 액체 젤을 적용합니다.
  6. 그 왼쪽에 동물을 배치하고 작은 베개에 오른쪽 뒷다리를 배치하고 접착 테이프로 베개에 오른쪽 뒷다리를 유지한다.
  7. 거즈 패드 나 면봉을 사용하여 클로르헥시딘 70 % 에탄올로 수술 필드를 소독.
  8. 집게 손가락을 사용하여 대퇴골을 찾아 확인약 0.5 cm의 절개는 대퇴골의 대퇴골과 약 1.5 mm 전방에 평행.
  9. 두 멸균 스틱 대퇴골에 가까운 근육을 분리합니다. 주의 사항 : 근육을 절단하지 마십시오. 일반적으로 근육 층은 출혈없이 쉽게 분리 및 좌골 신경은 볼 수 있습니다. 출혈의 경우, 혈액을 흡수하는 멸균 면봉을 사용합니다.
  10. 주요 지점을 노출하는 좌골 신경 아래 두 멸균 스틱을 삽입하고, 멸균 생리 용액 (0.9 % 염화나트륨)과 신경을 수화.
  11. 분할 PE-20 폴리에틸렌 튜브 (커프스) 날카로운 강철 스틱의 도움과 불독 클램프, 0.38 mm의 ID / 1.09 mm 외경의 사전 준비 멸균 2mm 부분을 잡습니다.
    1. 약간을 열 때, 팔목에 날카로운 강철 막대기를 삽입합니다.
    2. 커프 측면 개구를 사용하여, 커프스의 한쪽 끝에 불을 삽입하고 커프 평행. 그것은으로 커프를 개최 있도록 불독 (180 °) 회전측면 개방에 반대면. 불독을 닫고 날카로운 강철 막대기를 제거합니다. 참고 : 회전이 들고 온 커프 삽입에 최적화 된 위치에, 불독 클램프도 부분적으로 개방 커프를 유지하는 데 도움이되는 수 있도록하기위한 것입니다. 모델 및 불독 클램프의 크기가 절차의이 단계에 중요하다.
  12. 두 번째 실험은 신경에서 두 개의 스틱을 잡고 부드럽게 약 4 mm 길이입니다 좌골 신경의 한 부분에 대한 액세스를 용이하게하기 위해 스틱을 분리해야합니다.
  13. 엉덩이에 인접하다 신경의 부분의 주위에 불에 말단 인 커프스 부분을 삽입하여 시작, 좌골 신경의 주요 지점의 주위에 2mm의 커프를 삽입합니다.
  14. 튜브의 형태를 압박하거나 변경하지 않고, 플라이어와의 두 말단 측에 압력을 행사하여 부드럽게 팔목을 닫습니다. 올바르게 닫혀 있는지 확인하기 위해 커프를 켭니다.
  15. 면도, 피부 층의 재치를 봉합H 수술 매듭.
  16. 깨끗한 집 케이지의 왼쪽에 마우스를 놓습니다. 마우스가 깨어 때까지 가열 램프 아래에 보관하십시오.
  17. 여분의 물을 추가하고 홈 케이지에 직접 어떤 중국 사람을 배치합니다.

샴 제어 3. 수술 절차

  1. 단계 2.15-2.17으로 수행 한 다음, 2.9 단계 2.1 단계에서 전술 한 바와 같이 동일한 수술 절차를 적용한다. 가짜 컨트롤의 경우, 2.14 유일한 관심사 커프 삽입에 단계 2.10를 생략합니다.

4. 본 프레이 테스트

  1. 부드러운 스테인리스 스틸 (1 MX 50cm, 천공 테두리 사이에 2.5 mm로 5mm의 원형 구멍)의 상승 공판에 구멍이 명확 개별 박스 (7cm X 9cm X 7cm)에 마우스를 놓습니다. 참고 : 최대 12 생쥐 병용이 세트 업에 테스트 할 수 있습니다. 운영하는 동물은 수술 후 하루 테스트 할 수 있습니다. 그러나, 복구의 3 일을 관찰 수술 후 과민 반응을 감소하는 것이 좋습니다가짜를 제어합니다.
  2. 동물 시험을하기 전에 15 분 동안 습관화 할 수 있습니다.
  3. 상승하는 힘의 계열의 각 뒷발의 발바닥 표면에 본 프레이 필라멘트를 적용합니다. 주의 사항 : 본 프레이 필라멘트 보정 직경의 플라스틱 머리입니다. 그들은 오래 5 cm이며, 휴대용 어플리케이터에 고정되어 있습니다. 필라멘트 애플리케이션의 속도가, 굽힘 및 애플리케이션의 재생 시간의 정도는이 테스트 3으로 수득되는 임계 값에 영향을 미칠 수있다. 마우스에서 본 절차, 가장 자주 사용되는 필라멘트는 0.16, 0.4, 0.6, 1, 1.4, 2, 4, 6, 8, 10g이다.
    1. 필라멘트 단지 굴절 될 때까지 왼쪽의 발바닥 표면에 선택 필라멘트를 적용합니다. 절차에게 3-5 회 연속 반복 한 다음 오른쪽 발에 동일한 작업을 수행. 필라멘트는 양쪽 발에서 테스트되면, 다음 동물을 시험한다. 참고 : 더 민감 할 수 있습니다 발 측면 테두리를하지 마십시오. 예상 응답은 발입니다철수, 갑자기 주춤하거나 발을 핥는. 적어도 세 예상 응답이 다섯 시험 중 관찰되는 경우에 긍정적으로 응답을 고려하십시오. 주어진 발은 항상 세 번 테스트,하지만 네 번째와 다섯 번째 시험이 완료되는 경우에만 1 또는 2 응답 (들)은 처음 세 개의 테스트 동안 관찰 (했다)였습니다. C57BL/6J 마우스에서 1.4 g 필라멘트와 미리 수술 테스트를 시작합니다. 수술 후, 0.4 g 필라멘트와 테스트를 시작합니다. 긍정 응답이 제 시험 필라멘트 관찰되면, 단계 4.3.2에서 (대신 그 이상) 낮은 힘의 필라멘트를 테스트한다.
    2. 4.3.1 절차에 따라 다음 동물에 같은 필라멘트를 적용합니다. 모든 동물이 테스트되면, 더 큰 힘의 다음 필라멘트와 첫 번째 동물에 다시 시작합니다. 모든 쥐가 긍정적 인 응답을 줄 때까지 절차를 반복합니다. 주의 : 시험 각 동물 두 개의 연속 된 필라멘트가 긍정적 인 응답을 줄 때까지. 발 재치로 긍정적 인 반응을 준 낮은 필라멘트의 그램 값을 고려이 동물에 대한 hdrawal 임계 값.

Representative Results

± SEM 의미로 데이터가 표현된다. 통계 분석은 분산의 다중 요인 분석 (ANOVA) 또는 실험 설계에 따라 짝 t 검정을 사용하여 수행 하였다. 이러한 분석을 위해, 가짜와 팔목 수술 그룹뿐만 아니라 약물 치료 대 식염수 그룹 간 요인으로 간주되었다. 해당되는 경우, 반복 측정 분석은 시간 코스 데이터를 사용 하였다. 사후 비교는 던컨 테스트를 사용하여 수행 하였다. 통계적 유의성은 P <0.05에서 고려 하였다.

상술 된 절차를 사용하는 경우, 동측 이질통에서 커프스 주입 결과는도 1에 도시 된 바와 같이. 마우스가 시험 절차에 순응하면, 본 프레이 시험에서의 발 움츠림 임계 값의 값은 시간에 안정적으로 유지하고있다 가짜 동물에 도시 된 바와 같이, 그 자체 외과 적 치료에 의해 ​​영향을받지 않습니다. 그러나 그것은해야일시적인 수술 후 무해 자극 통증은 일반적으로 위장 마우스에서 관찰 할 수 있다고 지적했다. 이러한 무해 자극 통증이있을 때, 발 금단 반응은 며칠 후 수술 후 초기에 반환합니다. 팔목 마우스에서 동측 이질통은 첫 번째 일 후 수술에 이미 존재하고 2 개월 이상 유지되어 (9 참조, 그림 1, F8, 344 = 29.5, P <0.001). 전술 한 바와 같이이 본 프레이 시험에 의해 측정 될 때 커프 유발 이질통은 C57BL/6J 생쥐 동측 남아 있지만, 다른 조건에있는 반대측의 발에 이질통의 존재도 8을 관찰 할 수있다. 기준선에 대한 절대 값은 C57BL/6J 생쥐 4 6g 사이 일반적이지만, 시험 프로토콜은 이러한 값에 영향을 미칠 수있다.

삼환 성 항우울제는 신경 병증 성 통증에 대한 임상 첫 선 치료 중입니다. 이 모델에서, 삼환계 항우울제 노르 트립 틸린 (5 ㎎ / kg, 복강 내, 하루에 두번) R그림 2에 나타낸 바와 같이, 치료 약 2 주 후에 신경 병증 성 이질통을 elieves (F7 = 15.3 91, P <0.001, 사후 (CuffNor = 샴)> CuffSal P에서 <0.001 일에 29-34). 이 용량에서 우울증의 급성 진통 작용은 16, 17를 관찰하지 않습니다. 이러한 약물을 복용 환자에 존재하는 지속적인 통증을 모방하기 위해, 마우스는 후가 아닌 아침 약물 투여하기 전에 테스트 할 수 있습니다. 이러한 절차는 치료 이전 일에 끝났다 오래 지속 효과의 평가를 할 수 있습니다. 이 경우에는 신경 병증 이질통 가지는 릴리프를 관찰하는 처리를 1 ~ 2 주 정도 필요하다. 치료가 중단되면, 재발은 일반적 3-4일 (18) 내에서 관찰된다. 일부 항우울제 옆 gabapentinoids는 신경 병증 성 통증에 대한 다른 첫 번째 선택 치료합니다. 가바펜틴이 모델 (16)의 급성 및 일시적인 진통 작용을 가지고 있지만, 또한 지연 및 경도를 표시 G 지속 (그림 3, P <0.001), 약물 투여 전에 매일 동물을 테스트 할 때 antiallodynic 조치를. 이 작업은 항우울제보다 빠릅니다.

그림 1
안정된 기준이 (베이스 라인이 그래프에 점 0에 표시된다)를 얻을 때까지 생쥐의 신경 병증 성 통증의 커프스 모델의 그림 1. 기계 발 철수 임계 값은. 성인 남성 C57BL/6J 마우스는 본 프레이 절차에 길들여졌다. 두 발을 시험 하였다. 하향 발 철수 임계 값 (그룹 당 N = 10)에 의해 보이는 것과 같이 커프 마우스는 동측의 기계적 이질통을 표시합니다.

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삼환계 항우울제의 그림 2. 지연 antiallodynic 조치는. 이주 수술 후 후, 마우스는 그룹별로 0.9 % 염화나트륨 또는 5 ㎎ / ㎏ 노르 트립 틸린 염산염 (N = 5 또는 6 중 하나에 하루에 두 번 (아침과 저녁) 복강 내 치료를받은 ). 본 프레이 검사는 아침에 처리하기 전에 이루어졌다. 이 절차를, 노르 트립 틸린의 지연 antiallodynic 조치는 치료 약 12​​ 일이 요구하는 관찰된다.

그림 3
gabapentinoid의 그림 3. Antiallodynic 조치는. 삼주 후 수술 후, 마우스는 0.9 %의 NaCl 또는 10 ㎎ / ㎏ 가바펜틴 (그룹 당 N = 5) 하나와 함께 하루에 두 번 (아침과 저녁) 복강 내 치료를 받았다. 본 프레이 검사는 아침에 치료하기 전에 이루어졌다MENT. 이 절차를 가바펜틴의 지연과 지속 antiallodynic 조치가 관찰된다. 데이터는 치료를 시작하기 전에 및 치료의 6 일에 발표된다.

Discussion

"커프"모델은 처음에 좌골 신경 6 주위에 여러 소맷 부리의 주입과 표준화 및 재현 만성 수축 부상을 얻기 위해 쥐에서 개발되었다. 그것은 다음 몇 가지 연구 그룹은 여전히 여러 팔목 삽입 19 ~ 22를 사용하더라도 하나의 커프스 7,8 이식 수정되었습니다. 그 다음 형질 전환 동물을 사용할 수있는 가능성을 열었다 생쥐 9,23에 적응시켰다. 커프는 보통 2mm 긴하지만, 다른 길이도 쥐 22에 사용되었습니다. 폴리에틸렌 튜브는 종에 따라 다릅니다 마우스 9 PE-20, 및 쥐에서 PE-60 (24, 25) 또는 PE-90 7,8,26,27.

기계적 이질통은 본 프레이 머리카락으로 측정된다. 이 테스트에서, 발 철수 임계 값의 절대 값은 동물 28 3 구부리는 필라멘트의 기간에 스탠드하는 표면에 따라 달라질 수 있지만, 이러한 요인은하지 않습니다신경병 이질통의 검출에 영향을 미친다.

"커프"모델은 신경 병증 성 통증의 메커니즘의 연구에 대한 관심입니다. 그것은 유수와 수초 섬유 6,29 및 감각 신경, 차 구 심성 신경과 척추 신경 19,21,22,30-35의 기능 변화의 형태 학적 변화를 연구하는 데 사용되었다. 그것은 아교 세포 활성화 및 신경 음이온 그라데이션의 중심 이동이 활동하고 척추 통각 신경 세포의 반응 및 신경 병증 성 이질통 24,36-38의 변화에 참여하는 것을 데모를 허용했다. 오피오이드 수용체 16,42-45과 니코틴 수용체 (46)의 글루타민산 염 수용체 7,39-41의 영향은이 모델을 연구 하였다.

모델의 또 다른 관심은 신경 병증 성 통증, 즉., gabapentinoids과 항우울제의 현재의 치료에 대한 응답이다. 임상 관찰과 유사 : gabapentinoids은 모두 표시N 높은 복용량에서 급성 짧은 지속되는 진통 작용 및 억제제 관련 투여 급성 진통 효과가없는 치료, 삼환계 항우울제 및 선택적 세로토닌과 노르 아드레날린 재 흡수의 몇 일 후에 관찰하지만 그들은 완화 지연 지속을 표시하는 지연 지속 완화 조치 1 ~ 2 주간의 치료 및 선택적 세로토닌 재 흡수 억제제 플루옥세틴을 요구 조치는 16 비효율적이다. 이 모델은 환자의 48 ~ 51에서 테스트하기 위해 새로운 치료 표적을 보여줄 수 있습니다 이러한 치료에게 16-18,44,45,47의 기초가되는 분자 메커니즘을 연구하는 것이 적절하다.

마지막으로, 모델은 신경 병증 성 통증의 anxiodepressive 결과의 연구를 할 수 있습니다. 임상 적으로, 이러한 결과는 신경 병증 성 통증 환자의 세 번째의 주위에 영향을 미치지 만, 전임상 적은 고통의 감각 측면보다 연구한다. 이 모델에서, 불안과 같은 및 depres의 시간에 따른 개발시브 같은 표현형은 본 (52)이며, 관련된 메커니즘 따라서 해결 될 수있다.

신경 병증 성 통증의이 마우스 모델에서 표준화 된 팔목과 절차는 기계적 이질통에 대한 낮은 interindividual 변화가 발생. 유전자 변형 동물 17,18,44-47,52, 오래 지속되는 이질통을 사용하는 가능성은, 임상 치료에 사용되는 반응과 anxiodepressive 증상의 시간에 따른 개발은 다양한 측면의 연구를위한 모델 적절한 만들고 이미 연구의이 분야에 가치있는 정보를 가져왔다 신경 병증 성 통증과 치료의 결과.

Disclosures

저자는 더 경쟁 재정적 이익이 없다는 것을 선언합니다.

Acknowledgments

이 작품은 (IY에) 두뇌 게임 및 행동 연구 재단에서 센터 내셔널 드 라 공들인 Scientifique (계약 UPR3212), 스트라스부르 대학과 NARSAD 젊은 탐정 그랜트에 의해 지원되었다. 출판 비용은 Neurex 네트워크 (프로그램 INTERREG IV 어퍼 라인)에 의해 지원된다.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
PE-20 polyethylene tubing Harvard Apparatus PY2-59-8323 Splitted before surgery
Ketamine Centravet IMA004
Xylazine HCl Sigma X1251 Freshly prepared before surgery
Ocry-gel Centravet
Pliers FST 11003-12 52.5 mm straight
Bulldog clamp FST p130 18038-45
Perforated plate CTTM
von Frey filaments Bioseb NC-12775

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References

  1. Colleoni, M., Sacerdote, P. Murine models of human neuropathic pain. Biochim. Biophys. Acta. 1802, 924-933 (2010).
  2. Jaggi, A. S., Jain, V., Singh, N. Animal models of neuropathic pain. Fundam. Clin. Pharmacol. 25, 1-28 (2011).
  3. Barrot, M. Tests and models of nociception and pain in rodents. Neuroscience. 211, 39-50 (2012).
  4. Bennett, G. J., Xie, Y. K. A peripheral mononeuropathy in rat that produces disorders of pain sensation like those seen in man. Pain. 33, 87-107 (1988).
  5. Austin, P. J., Wu, A., Moalem-Taylor, G. Chronic constriction of the sciatic nerve and pain hypersensitivity testing in rats. J. Vis. Exp. (61), (2012).
  6. Mosconi, T., Kruger, L. Fixed-diameter polyethylene cuffs applied to the rat sciatic nerve induce a painful neuropathy: ultrastructural morphometric analysis of axonal alterations. Pain. 64, 37-57 (1996).
  7. Fisher, K., Fundytus, M. E., Cahill, C. M., Coderre, T. J. Intrathecal administration of the mGluR compound, (S)-4CPG, attenuates hyperalgesia and allodynia associated with sciatic nerve constriction injury in rats. Pain. 77, (1998).
  8. Pitcher, G. M., Ritchie, J., Henry, J. L. Nerve constriction in the rat: model of neuropathic, surgical and central. 83, 37-46 (1999).
  9. Benbouzid, M., et al. Sciatic nerve cuffing in mice: a model of sustained neuropathic pain. Eur. J. Pain. 12, 591-599 (2008).
  10. Seltzer, Z., Dubner, R., Shir, Y. A novel behavioral model of neuropathic pain disorders produced in rats by partial sciatic nerve injury. Pain. 43, 205-218 (1990).
  11. Kim, S. H., Chung, J. M. An experimental model for peripheral neuropathy produced by segmental spinal nerve ligation in the rat. Pain. 50, 355-363 (1992).
  12. Vadakkan, K. I., Jia, Y. H., Zhuo, M. A behavioral model of neuropathic pain induced by ligation of the common peroneal nerve in mice. J. Pain. 6, 747-756 (2005).
  13. Decosterd, I., Woolf, C. J. Spared nerve injury: an animal model of persistent peripheral neuropathic pain. Pain. 87, 149-158 (2000).
  14. Shields, S. D., Eckert, W. A., Basbaum, A. I. Spared nerve injury model of neuropathic pain in the mouse: a behavioral and anatomic. 4, 465-470 (2003).
  15. Richner, M., Bjerrum, O. J., Nykjaer, A., Vaegter, C. B. The spared nerve injury (SNI) model of induced mechanical allodynia in mice. J. Vis. Exp. (54), (2011).
  16. Benbouzid, M., et al. Chronic, but not acute, tricyclic antidepressant treatment alleviates neuropathic allodynia after sciatic nerve cuffing in mice. Eur. J. Pain. 12, 1008-1017 (2008).
  17. Yalcin, I., et al. Β2-adrenoceptors are essential for desipramine, venlafaxine or reboxetine action in neuropathic pain. Neurobiol. Dis. 33, 386-394 (2009).
  18. Yalcin, I., et al. Β2-adrenoceptors are critical for antidepressant treatment of neuropathic pain. Ann. Neurol. 65, 218-225 (2009).
  19. Balasubramanyan, S., Stemkowski, P. L., Stebbing, M. J., Smith, P. A. Sciatic chronic constriction injury produces cell-type-specific changes in the electrophysiological properties of rat substantia gelatinosa neurons. J. Neurophysiol. 96, 579-590 (2006).
  20. Ikeda, T., et al. Effects of intrathecal administration of newer antidepressants on mechanical allodynia in rat models of neuropathic pain. Neurosci. Res. 63, 42-46 (2009).
  21. Thakor, D. K., et al. Increased peripheral nerve excitability and local NaV1.8 mRNA up-regulation in painful neuropathy. Mol. Pain. 5, 14 (2009).
  22. Zhu, Y. F., Wu, Q., Henry, J. L. Changes in functional properties of A-type but not C-type sensory neurons in vivo in a rat model of peripheral neuropathy. J. Pain Res. 5, 175-192 (2012).
  23. Cheng, H. Y., et al. DREAM is a critical transcriptional repressor for pain modulation. Cell. 108, 31-43 (2002).
  24. Zhang, J., De Koninck, Y. Spatial and temporal relationship between monocyte chemoattractant protein-1 expression and spinal glial activation following peripheral nerve injury. J. Neurochem. 97, 772-783 (2006).
  25. Beggs, S., Liu, X. J., Kwan, C., Salter, M. W. Peripheral nerve injury and TRPV1-expressing primary afferent C-fibers cause opening of the blood-brain. Mol. Pain. 6, 74 (2010).
  26. Vachon, P., Massé, R., Gibbs, B. F. Substance P and neurotensin are up-regulated in the lumbar spinal cord of animals with neuropathic. 68, 86-92 (2004).
  27. Aouad, M., Petit-Demoulière, N., Goumon, Y., Poisbeau, P. Etifoxine stimulates allopregnanolone synthesis in the spinal cord to produce analgesia in experimental mononeuropathy. Eur. J. Pain. 18, 258-268 (2014).
  28. Pitcher, G. M., Ritchie, J., Henry, J. L. Paw withdrawal threshold in the von Frey hair test is influenced by the surface on which the rat stands. J. Neuroci. Methods. 87, 185-193 (1999).
  29. Beaudry, F., Girard, C., Vachon, P. Early dexamethasone treatment after implantation of a sciatic-nerve cuff decreases the concentration of substance P in the lumbar spinal cord of rats with neuropathic. Can. J. Vet. Res. 71, 90-97 (2007).
  30. Pitcher, G. M., Henry, J. L. Cellular mechanisms of hyperalgesia and spontaneous pain in a spinalized rat model of peripheral neuropathy: changes in myelinated afferent inputs implicated. Eur. J. Neurosci. 12, 2006-2020 (2000).
  31. Pitcher, G. M., Henry, J. L. Nociceptive response to innocuous mechanical stimulation is mediated via myelinated afferents and NK-1 receptor activation in a rat model of neuropathic pain. Exp. Neurol. 186, 173-197 (2004).
  32. Pitcher, G. M., Henry, J. L. Governing role of primary afferent drive in increased excitation of spinal nociceptive neurons in a model of sciatic neuropathy. Exp. Neurol. 214, 219-228 (2008).
  33. Lu, V. S., et al. Brain-derived neurotrophic factor drives the changes in excitatory synaptic transmission in the rat superficial dorsal horn that follow sciatic nerve injury. J. Physiol. 587, 1013-1032 (2009).
  34. Ruangsri, S., Lin, A., Mulpuri, Y., Lee, K., Spigelman, I., Nishimura, I. Relationship of axonal voltage-gated sodium channel 1.8 (NaV1.8) mRNA accumulation to sciatic nerve injury-induced painful neuropathy in rats. J. Biol. Chem. 286, 39836-39847 (2011).
  35. Zhu, Y. F., Henry, J. L. Excitability of AΒ sensory neurons is altered in an animal model of peripheral neuropathy. BMC Neurosci. 13, 15 (2012).
  36. Coull, J. A., et al. Trans-synaptic shift in anion gradient in spinal lamina I neurons as a mechanism of neuropathic pain. Nature. 424, 938-942 (2003).
  37. Coull, J. A., et al. BDNF from microglia causes the shift in neuronal anion gradient underlying neuropathic pain. Nature. 438, 1017-1021 (2005).
  38. Keller, A. F., Beggs, S., Salter, M. W., De Koninck, Y. Transformation of the output of spinal lamina I neurons after nerve injury and microglia stimulation underlying neuropathic. 3, 27 (2007).
  39. Fundytus, M. E., Fisher, K., Dray, A., Henry, J. L., Coderre, T. J. In vivo antinociceptive activity of anti-rat mGluR1 and mGluR5 antibodies in rats. Neuroreport. 9, 731-735 (1998).
  40. Fundytus, M. E., et al. Knockdown of spinal metabotropic glutamate receptor 1 (mGluR(1)) alleviates pain and restores opioid efficacy after nerve injury in rats. Br. J. Pharmacol. 132, (1), 354-367 (2001).
  41. Coderre, T. J., Kumar, N., Lefebvre, C. D., Yu, J. S. Evidence that gabapentin reduces neuropathic pain by inhibiting the spinal release of glutamate. J. Neurochem. 94, 1131-1139 (2005).
  42. Kabli, N., Cahill, C. M. Anti-allodynic effects of peripheral delta opioid receptors in neuropathic pain. Pain. 127, 84-93 (2007).
  43. Holdridge, S. V., Cahill, C. M. Spinal administration of a delta opioid receptor agonist attenuates hyperalgesia and allodynia in a rat model of neuropathic pain. Eur. J. Pain. 11, 685-693 (2007).
  44. Benbouzid, M., et al. Δ-opioid receptors are critical for tricyclic antidepressant treatment of neuropathic allodynia. Biol. Psychiatry. 63, 633-636 (2008).
  45. Bohren, Y., et al. µ-opioid receptors are not necessary for nortriptyline treatment of neuropathic allodynia. Eur. J. Pain. 14, 700-704 (2010).
  46. Yalcin, I., et al. Nociceptive thresholds are controlled through spinal Β2-subunit-containing nicotinic acetylcholine receptors. Pain. 152, 2131-2137 (2011).
  47. Bohren, Y., et al. Antidepressants suppress neuropathic pain by a peripheral Β2-adrenoceptor mediated anti-TNFα mechanism. Neurobiol. Dis. 60, 39-50 (2013).
  48. Choucair-Jaafar, N., Yalcin, I., Rodeau, J. L., Waltisperger, E., Freund-Mercier, M. J., Barrot, M. Β2-adrenoceptor agonists alleviate neuropathic allodynia in mice after chronic treatment. Br. J. Pharmacol. 158, 1683-1694 (2009).
  49. Yalcin, I., et al. Chronic treatment with agonists of Β2-adrenergic receptors in neuropathic pain. Exp. Neurol. 221, 115-121 (2010).
  50. Cok, O. Y., Eker, H. E., Yalcin, I., Barrot, M., Aribogan, A. Is there a place for Β-mimetics in clinical management of neuropathic pain? Salbutamol therapy in six cases. Anesthesiology. 112, 1276-1279 (2010).
  51. Choucair-Jaafar, N., et al. Cardiovascular effects of chronic treatment with a Β2-adrenoceptor agonist relieving neuropathic pain in mice. Neuropharmacology. 61, 51-60 (2011).
  52. Yalcin, I., et al. A time-dependent history of mood disorders in a murine model of neuropathic pain. Biol. Psychiatry. 70, 946-953 (2011).

Comments

2 Comments

  1. Hi,
    nice video :-) Could you please explain how you split the cuff-tubes? Any tips and tricks?

    Regards,
    Mette

    Reply
    Posted by: Mette R.
    April 21, 2015 - 5:45 AM
  2. Hi,

    If I had to guess, I would say its pretty much straight forward, just shove a fine cutter into the tube, and cut it.

    However, i'm posting here so i would be notified in case they answer with a different method

    Regards,

    Tom

    Reply
    Posted by: Tom S.
    May 7, 2015 - 4:21 AM

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