Der Ischiasnerv cuffing Modell von neuropathischen Schmerzen bei Mäusen

Medicine
 

Summary

Neuropathische Schmerzen sind die Folge einer Verletzung oder Erkrankung des somatosensorischen Systems. Die "Manschette Modell" von neuropathischen Schmerzen bei Mäusen besteht aus der Implantation einer Polyethylen Manschette um den Hauptzweig des Ischiasnervs. Mechanische Allodynie wird mit Hilfe von Frey Filamente getestet.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Yalcin, I., Megat, S., Barthas, F., Waltisperger, E., Kremer, M., Salvat, E., Barrot, M. The Sciatic Nerve Cuffing Model of Neuropathic Pain in Mice. J. Vis. Exp. (89), e51608, doi:10.3791/51608 (2014).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Neuropathischem Schmerz entsteht als Folge einer Verletzung oder einer Erkrankung des somatosensorischen Systems. Dieses Syndrom ist unpassenden Änderungen in verletzten sensorischen Neuronen und nozizeptiven entlang des gesamten Weges innerhalb des zentralen Nervensystems. Es ist in der Regel chronisch und schwierig zu behandeln. Um neuropathischen Schmerzen und ihre Behandlungen zu untersuchen, wurden verschiedene Modelle in Nagetieren entwickelt. Diese Modelle stammen aus bekannten Ursachen, so reproduzieren peripheren Nervenverletzungen, Zentral Verletzungen und Stoffwechsel-, Infektions-oder Chemotherapie bedingten Neuropathien. Murine Modelle von peripheren Nervenverletzungen oft Ziel der Ischiasnerv, die leicht zugänglich ist und ermöglicht nozizeptiven Tests an der Hinterpfote. Diese Modelle beruhen auf einer Kompression und / oder einem Abschnitt. Hier die detaillierte Chirurgie Verfahren für die "Manschette Modell" von neuropathischen Schmerzen bei Mäusen beschrieben. In diesem Modell ist eine Manschette aus PE-20-Polyethylenschlauch standardisierter Länge (mm 2) einseitig irund um den Hauptzweig des Ischiasnervs mplanted. Es induziert einen lang anhaltenden mechanischen Allodynie, dh. Eine nozizeptive Reaktion auf einen normalerweise nicht-nozizeptiven Reiz, der durch die Verwendung von Frey Filamenten ausgewertet werden kann. Neben der detaillierten Operation und Testverfahren sind das Interesse dieses Modell für die Untersuchung von neuropathischem Schmerz Mechanismus für die Untersuchung von neuropathischen Schmerzen und Sinnes anxiodepressive Aspekte und für die Untersuchung von neuropathischen Schmerzbehandlungen diskutiert.

Introduction

Neuropathischem Schmerz meist chronisch und entsteht als Folge einer Verletzung oder einer Erkrankung des somatosensorischen Systems. Maladaptive Änderungen in verletzten sensorischen Neuronen und nozizeptiven entlang der gesamten Bahn innerhalb des zentralen Nervensystems beteiligt in diesem Komplex Syndrom. Verschiedene Modelle wurden bei Nagetieren für das Studium von neuropathischen Schmerzen und ihre Behandlungen 1-3 entwickelt.

Basierend auf bekannten Ursachen, die Modelle von neuropathischen Schmerzen zielen auf Nachahmung der in der Diabetes beobachtet Polyneuropathie, die Verletzungen der peripheren Nerven, die zentralen Verletzungen, die Trigeminusneuralgie, die Neuropathien in Folge der Chemotherapie, der Post-Zoster-Neuralgie, etc. Verschiedene Modelle der peripheren Nervenverletzungen bei Nagetieren konzentrieren sich auf den Ischiasnerv. Diese Modelle sind abhängig von einer Druck-und / oder ein Abschnitt dieser Nerv. Tatsächlich bietet der Ischiasnerv relativ einfache Operation und ermöglicht Tests, die auf Pfotenrückzugsreflexe. Die models der chronischen Nervenkompression gehören beispielsweise: die chronische Verengung Verletzungen (CCI) 4,5, den Ischiasnerv cuffing 6-9, die teilweise Ischiasnerv Ligation (PSL) 10, die Spinalnerven-Ligation (SNL) 11, oder die gemeinsame peronaeus 12 Ligation. Models als "verschont Nervenverletzung" (SNI) bezeichnet werden, auch weit verbreitet. Sie bestehen aus einem festen Ligation und Axotomie von zwei der drei Endäste des Ischias-Nervs, während der dritte Zweig intakt bleibt 13-15. Die verschiedenen Modelle von neuropathischen Schmerzen, die den Ischiasnerv zielen, führen zu einer chronischen mechanischen Allodynie (a nozizeptiven Reaktion auf eine normalerweise nicht-nozizeptiven Reiz) auf den verletzten Hinterpfote.

Hier die detaillierte Chirurgie Verfahren für die "Manschette Modell" von neuropathischen Schmerzen bei Mäusen beschrieben. Es besteht in der Implantation eines Polyethylen-Manschette um den Hauptzweig des Ischiasnervs 6-9. The Verwendung von Frey Filamente wird ebenfalls beschrieben. Diese Filamente erlauben die Beurteilung der mechanischen Allodynie, die eine lang anhaltende nozizeptiven Symptom bei diesem Modell vorhanden ist.

Protocol

Protokolle wurden von der "comité d'éthique en matière d'Expérimentation animale de Strasbourg" (CREMEAS) genehmigt worden.

1. Baseline-Messung von Paw Widerrufsrecht Schwellenwerte

  1. Lassen Sie die Maus an die Tieranlagen für mindestens 10 Tage vor Beginn der Testverfahren zu gewöhnen bis 2 Wochen.
  2. Gewöhnen die Mäuse an den von-Frey-Test Set-up und an die, die in Abschnitt 4 beschrieben sind, von-Frey-Verfahren.
  3. Vor der Operation, bewerten die mechanischen Pfotenrückzugsschwellen mit von-Frey-Filamenten, wie im Abschnitt 4.3 beschrieben. Hinweis: Wiederholen Sie den Vorgang an unterschiedlichen Tagen, bis mindestens drei aufeinanderfolgende Werte stabil sind Pfotenrückzugsschwellen erhalten.
  4. Ordnen der Mäuse zu den verschiedenen Versuchsgruppen so, dass diese Gruppen nicht zunächst Pfotenrückzugsschwellen unterscheiden.

2. Chirurgie Verfahren für Cuff Implantatiauf

  1. Wiegen Sie das Tier. Hinweis: Mouse Körpergewicht über 20 g für die unten beschriebene Manschette Einsetzen Verfahren.
  2. Betäuben dem Tier eine intraperitoneale Injektion von 4 ml / kg einer Mischung aus Ketamin (17 mg / ml) und Xylazin (2,5 mg / ml) in 0,9% NaCl, die etwa 45 min von Anästhesie bietet.
  3. Prüfen Sie die Abwesenheit von Pfote Reflexe durch Kneifen eine Hinterpfote mit einer Pinzette und überprüfen Sie die Abwesenheit von Augenreflexe, um sicherzustellen, dass das Tier vollständig betäubt wird.
  4. Rasieren Sie das rechte Bein vom Knie bis zur Hüfte mit einem elektrischen Rasierer.
  5. Bewerben Schutz Auge flüssiges Gel für die Augen mit einem Wattestäbchen.
  6. Legen Sie das Tier an seiner linken Seite und legen Sie den rechten Hinterschenkel in einem kleinen Kissen und Aufrechterhaltung der rechte Hinterschenkel, um das Kissen mit Klebeband.
  7. Desinfizieren Sie den Bereich Chirurgie mit Chlorhexidin und 70% Ethanol mit Gaze oder Wattestäbchen.
  8. Finden Sie die Oberschenkelknochen mit dem Zeigefinger und machen eineEinschnitt von ungefähr 0,5 cm, parallel zur Ober-und ca. 1,5 mm anterior zum Femur.
  9. Trennen Sie die Muskeln in der Nähe des Oberschenkelknochens mit zwei autoklaviertem Sticks. Hinweise: Niemals die Muskeln. Normalerweise trennen sich die Muskelschichten einfach und ohne Blutungen und der Ischiasnerv ist dann sichtbar. Im Falle von Blutungen, eine sterile Wattestäbchen, um das Blut aufzufangen.
  10. Legen Sie zwei autoklaviert-Sticks unter dem Ischiasnerv, seine Hauptniederlassung aussetzen, und Hydrat der Nerv mit einer sterilen physiologischen Lösung (0,9% NaCl).
  11. Halten Sie die vorbereitete sterile 2 mm Abschnitt von Split PE-20-Polyethylenschlauch (Manschette), 0,38 mm ID / OD 1,09 mm, mit Hilfe eines spitzen Stahl-Stick und eine Bulldogge Klemme.
    1. Legen Sie die spitzen Stahl-Stick in die Manschette, die leicht zu öffnen wird.
    2. Mit der Manschette seitliche Öffnung, legen Sie die Bulldogge an einem Ende der Manschette und parallel zu der Manschette. Drehen Sie die Bulldogge (180 °), so dass es die Manschette durch die haltenSeite, die entgegengesetzt zu der seitlichen Öffnung ist. Schließen Sie die Bulldogge und entfernen Sie den spitzen Stahl-Stick. Hinweis: Die Rotation wird durchgeführt, um zu ermöglichen, hält auf der Manschette in einer optimierten Position zum Einsetzen wird die Klemmbull hilft auch, um die Manschette teilweise geöffnet zu halten. Das Modell und die Größe der Klammer bull kritisch sind für diesen Schritt des Verfahrens.
  12. Eine zweite Versuchs halten die zwei Stöcke unter den Nerv und vorsichtig trennen die Stöcke, die den Zugang zu einem Teil der Ischiasnerv, der um 4 mm lang ist zu erleichtern.
  13. Legen Sie die 2 mm Manschette um den Hauptzweig des Ischiasnervs ab, indem Sie den Teil der Manschette, die distal der Bulldogge um den Teil des Nerven, die proximal der Hüfte ist.
  14. Schließen der Manschette leicht durch Ausüben von Druck auf die beiden distalen Seiten mit einer Zange ohne Quetschen oder Änderung der Form des Rohres. Drehen Sie die Manschette um sicherzustellen, dass sie richtig geschlossen ist.
  15. Naht der rasierten Hautschicht Witzh chirurgischen Knoten.
  16. Platzieren Sie die Maus auf der linken Seite in einem sauberen Käfig. Halten Sie es unter der Wärmelampe, bis die Maus wach ist.
  17. Fügen Sie Zusatz Wasser und legen Sie etwas Futter direkt im Käfig.

3. Chirurgie Verfahren für die Sham-Kontrollen

  1. Wenden Sie dieselbe Operation Verfahren wie oben zu Schritt 2,9, dann folgen mit Stufen 2,15-2,17 beschrieben ab Schritt 2.1. Für Scheinkontrollen, lassen Sie die Schritte von 2,10 bis 2,14, die einzige Sorge, die Manschette Insertion.

4. Von-Frey-Testing

  1. Legen Sie die Mäuse in klaren Einzelboxen (7 cm x 9 cm x 7 cm) mit Löchern, auf einem erhöhten Lochplatte aus glattem Edelstahl (1 mx 50 cm, 5 mm Perforationen Kreis mit 2,5 mm Perforation zwischen Grenzen). Hinweis: Bis zu 12 Mäuse können gleichzeitig auf diesem Set-up getestet werden. Operierten Tiere können den Tag nach der Operation getestet werden. Allerdings sind 3 Tage Erholung empfohlen, die Überempfindlichkeit nach der Operation beobachtet verringernSchein-Kontrollen.
  2. Lassen Sie die Tiere für 15 Minuten vor der Prüfung zu gewöhnen.
  3. Wenden Sie die von Frey Filamente auf der Fußsohle jeder Hinterpfote in einer Reihe von aufsteigenden Kräfte. Hinweise: Die von Frey Filamente sind aus Kunststoff Haare von kalibrierten Durchmessern. Sie sind 5 cm lang und sind an Hand-Applikatoren fixiert. Die Geschwindigkeit des Faden Anwendung kann das Ausmaß der Biegung und der Dauer der Anwendung der Schwellenwerte, die mit diesem Test 3 erhaltenen beeinflussen. Bei dem vorliegenden Verfahren in Mäusen, die Filamente, die die am häufigsten verwendet werden, sind 0,16, 0,4, 0,6, 1, 1,4, 2, 4, 6, 8 und 10 g.
    1. Tragen Sie die gewählte Filament auf die Fußsohle des linken Pfote, bis der Faden gerade biegt. Wiederholen Sie den Vorgang drei vor fünf Mal hintereinander, und dann das gleiche zu tun, um die rechte Pfote. Sobald der Faden auf beiden Pfoten getestet, testen Sie die nächste Tier. Hinweise: Vermeiden Pfote Seitenränder, die empfindlicher sein. Die erwartete Antwort ist eine PfoteRückzug, plötzliche Zucken oder Pfote leckt. Betrachten wir die Antwort als positiv, wenn mindestens drei erwarteten Antworten von fünf Studien beobachtet. Eine gegebene Pfote immer drei Mal getestet, aber die vierte und die fünfte Studien durchgeführt werden, wenn nur 1 oder 2 Antwort (en) war (en) in den ersten drei Tests beobachtet. In C57BL/6J-Mäusen, starten Sie die Tests vor der Operation mit dem 1,4 g Filaments. Nach der Operation beginnen die Tests mit dem 0,4 g Filaments. Wenn eine positive Antwort mit der ersten getestet Faden beobachtet sich, ein Filament geringere Kraft (statt mehr) in Schritt 4.3.2.
    2. Die gleiche Faden zu den nächsten Tieren nach dem Verfahren 4.3.1. Sobald alle Tiere getestet werden, starten wieder auf dem ersten Tier mit dem nächsten Faden der größeren Kraft. Wiederholen Sie den Vorgang, bis alle Mäuse eine positive Antwort. Hinweise: Test jedes Tier bis zwei aufeinander folgende Filamente eine positive Antwort. Betrachten Sie das Gramm Wert der unteren Faden, die eine positive Antwort als die Pfote Witz gabhdrawal Schwellenwert für dieses Tier.

Representative Results

Die Daten sind angegeben als Mittelwert ± SEM. Statistische Analysen wurden durchgeführt unter Verwendung von Multi-Faktor-Varianzanalyse (ANOVA) oder ungepaarten t-Tests in Übereinstimmung mit dem experimentellen Design. Für diese Analysen wurden die Sham und Cuff Chirurgie Gruppen sowie die Kochsalzlösung gegen medikamentöse Behandlungen wie zwischen den Gruppen Faktoren berücksichtigt. Gegebenenfalls wurden wiederholt Maßnahme Analysen für die Zeitverlaufsdaten verwendet. Die Post-hoc-Vergleiche wurden mit dem Duncan-Test. Statistische Signifikanz wurde bei p <0,05 betrachtet.

Bei Verwendung der Verfahren, die oben beschrieben sind, die Manschette Implantation führt zu einer ipsilateralen Allodynie wie in Fig. 1 dargestellt. Sobald die Maus an den Testverfahren gewöhnt sind, die Werte für Pfotenrückzugsschwellen in der Von-Frey-Test stabil über die Zeit und nicht von der Operation an sich betroffen, wie in Sham Tieren dargestellt. Es sollte jedoch seindarauf hingewiesen, dass eine vorübergehende postoperative Allodynie können in der Regel in Sham-Mäusen beobachtet werden. Wenn solche Allodynie vorhanden ist, gibt die Pfotenrückzugs Reaktion auf die Grundlinie nach ein paar Tagen nach der Operation. In Cuff Mäusen ist die ipsilaterale Allodynie bereits vorhanden ist am ersten Tag nach der Operation und ist für mehr als 2 Monate gehalten (siehe 9 und 1; F8, 344 = 29,5, p <0,001). Die Manschette Allodynie bleibt ipsilaterale in C57BL/6J Mäusen, wenn es von dem von-Frey-Test wie oben beschrieben bestimmt, aber unter anderen Bedingungen eine Gegenwart Allodynie auf der kontralateralen Pfote können ebenfalls beobachtet werden 8. Die absoluten Werte für die Baseline sind in der Regel zwischen 4 und 6 g in C57BL/6J-Mäusen, aber die Testprotokoll kann diese Werte beeinflussen.

Trizyklische Antidepressiva gehören klinische First-Line-Behandlung von neuropathischen Schmerzen. In diesem Modell, das trizyklische Antidepressivum Nortriptylin (5 mg / kg, intraperitoneale, zweimal täglich) relieves neuropathischen Allodynie nach ca. 2 Wochen der Behandlung, wie in Fig. 2 dargestellt ist (F7, 91 = 15,3, p <0,001; post-hoc: (CuffNor = Sham)> CuffSal bei p <0,001 an den Tagen 29 bis 34). Bei dieser Dosis keine akute analgetische Wirkung des Antidepressivums beobachtet 16,17. Um die anhaltende Schmerzlinderung, die bei Patienten, die solche Medikamente vorhanden ist, zu imitieren, können die Mäuse vor der Morgen Verabreichung des Arzneimittels nicht erst nach geprüft werden. Ein solches Verfahren ermöglicht eine Bewertung der Langzeitwirkung von früheren Tagen der Behandlung grundiert. In diesem Fall erfordert es 1 bis 2 Wochen nach der Behandlung eine dauerhafte Linderung des neuropathischen Allodynie beobachten. Wenn die Behandlung unterbrochen wird, wird ein Rückfall in der Regel innerhalb von 3 bis 4 Tage 18 beobachtet. Neben einigen Antidepressiva, gabapentinoids sind die anderen der ersten Wahl für die Behandlung neuropathischer Schmerzen. Gabapentin hat eine akute und vorübergehende analgetische Wirkung in diesem Modell 16, aber es zeigt auch eine verzögerte und lon g anhalt antiallodynische Wirkung beim Testen des Tieres pro Tag vor der Verabreichung des Arzneimittels (3, p <0,001). Diese Aktion ist schneller als mit Antidepressiva.

Figur 1
Abbildung 1. Mechanische Pfotenrückzugsschwellen in der Manschette Modell von neuropathischen Schmerzen bei Mäusen. Erwachsene männliche C57BL/6J Mäuse wurden an den von-Frey-Verfahren gewöhnt, bis eine stabile Basislinie erhalten (die Basislinie am Punkt 0 auf der Grafik dargestellt). Beide Pfoten wurden getestet. Die Manschette Mäuse zeigen ipsilateralen mechanischer Allodynie als durch die abgesenkten Pfotenrückzugsschwellen (n = 10 pro Gruppe) zeigte.

tp_upload/51608/51608fig2.jpg "/>
Abbildung 2. Verzögerte antiallodynische Wirkung von trizyklischen Antidepressiva. Nach zwei Wochen nach der Operation erhielten die Mäuse intraperitoneale Behandlung zweimal täglich (morgens und abends) entweder mit 0,9% NaCl oder 5 mg / kg Nortriptylin-Hydrochlorid (n = 5 oder 6 pro Gruppe ). Die von Frey-Test wurde vor der Morgen Behandlung getan. Mit diesem Verfahren wird eine verzögerte antiallodynische Wirkung von Nortriptylin beobachtet, die etwa 12 Tagen Behandlung erfordert.

Fig. 3
Abbildung 3. Antiallodynische Wirkung einer gabapentinoid. Nach drei Wochen nach der Operation erhielten die Mäuse intraperitoneale Behandlung zweimal täglich (morgens und abends) entweder mit 0,9% NaCl oder 10 mg / kg Gabapentin (n = 5 pro Gruppe). Die von Frey-Test wurde vor der Morgen Genuss getanment. Mit diesem Verfahren wird eine verzögerte und anhaltende antiallodynische Wirkung von Gabapentin beobachtet. Daten werden vor Beginn der Behandlung und am 6. Tag der Behandlung dargestellt.

Discussion

Die "Manschette"-Modell wurde zunächst in Ratten entwickelt, um eine standardisierte und reproduzierbare chronische Verengung Verletzungen mit der Implantation mehrere Manschetten um den Ischiasnerv 6 zu erhalten. Es wurde dann modifiziert, um eine einzige Manschette 7,8 implantieren, auch wenn einige Forschungsgruppen noch mit mehreren Manschetten Einsetzen 19-22. Es wurde dann auf 9,23 Mäusen, die die Möglichkeit, transgene Tiere verwenden geöffnet angepasst. Die Manschette ist in der Regel 2 mm lang, aber andere Längen sind auch in 22 Ratten eingesetzt. Der Polyethylenschlauch ist von der Art: PE-20 in Mäusen, 9 und PE-60 oder PE 24,25 7,8,26,27-90 bei Ratten.

Die mechanische Allodynie ist mit von Frey Haare gemessen. In diesem Test können die absoluten Werte für Pfotenrückzugsschwellen auf der Oberfläche, auf der das Tier steht 28 oder von der Dauer der Fadenbiege 3 abhängen, aber diese Faktoren nichtauf die Detektion des neuropathischen Allodynie.

Die "Manschette"-Modell ist von Interesse für das Studium der neuropathischen Schmerzmechanismen. Es wurde verwendet, um morphologische Veränderungen in markhaltigen und marklosen Fasern 6,29 und funktionelle Veränderungen in sensorischen Neuronen, Primärafferens und Rücken Neuronen 19,21,22,30-35 studieren. Demonstration, dass es erlaubt Glia-Aktivierung und eine zentrale Schalt in neuronalen Anion Gradienten in Veränderungen in der Aktivität und in den Reaktionen der spinalen nozizeptiven Neuronen und Allodynie bei neuropathischen 24,36-38 teilnehmen. Der Einfluss von Glutamat-Rezeptoren 7,39-41, der Opioid-Rezeptoren 16,42-45 und Nikotinrezeptoren 46 wurde auch in diesem Modell untersucht.

Ein weiteres Interesse des Modells ist seine Reaktion auf die aktuellen Behandlungen von neuropathischen Schmerzen, dh., Gabapentinoids und Antidepressiva. Ähnlich wie bei klinischen Beobachtungen: gabapentinoids anzuzeigen sowohl einen akuten kurzer Dauer analgetische Wirkung bei hoher Dosis und eine verzögerte nachhaltige Linderung der Aktion, die nach ein paar Tagen der Behandlung, trizyklische Antidepressiva und selektive Serotonin-und Noradrenalin-Wiederaufnahme-Hemmer haben keine akute schmerzstillende Wirkung bei relevanten Dosis beobachtet wird, aber sie zeigen eine anhaltende Linderung verzögert Aktion, die 1 bis 2 Wochen der Behandlung und der selektiven Serotonin-Wiederaufnahmehemmer Fluoxetin erfordert, ist unwirksam 16. Das Modell ist daher angemessen, den zugrunde liegenden molekularen Mechanismus dieser Behandlungen 16-18,44,45,47, die neue therapeutische Ziele offenbaren kann bei Patienten 48-51 testen zu studieren.

Schließlich kann das Modell auch die Untersuchung der anxiodepressive Folgen von neuropathischem Schmerz. Klinisch beeinflussen diese Folgen etwa ein Drittel der Patienten, neuropathische Schmerzen, sind aber weniger präklinisch untersucht als die sensorischen Aspekte des Schmerzes. In diesem Modell wird eine zeitabhängige Entwicklung von Angstzuständen und Depressionen artigensive-like Phänotypen vorhanden ist 52 und die damit verbundene Mechanismus kann so angesprochen werden.

Die standardisierten Bündchen und Verfahren in diesem Mausmodell von neuropathischen Schmerzen führen zu niedrigen interindividuelle Variabilität für die mechanische Allodynie. Die Möglichkeit, gentechnisch veränderte Tiere 17,18,44-47,52, die lang anhaltende Allodynie zu verwenden, die Antwort auf die klinisch verwendeten Behandlungen und die zeitabhängige Entwicklung der anxiodepressive Symptome machen dieses Modell für die entsprechende Untersuchung der verschiedenen Aspekte und Folgen von neuropathischen Schmerzen und ihre Behandlungen, die bereits wertvolle Informationen zu diesem Forschungsgebiet gebracht haben.

Disclosures

Die Autoren erklären, dass sie keine finanziellen Interessen konkurrieren.

Acknowledgments

Diese Arbeit wurde vom Centre National de la Recherche Scientifique (Vertrag UPR3212), der Universität von Straßburg und von einem NARSAD Young Investigator Grant des Rätsel & Behavior Research Foundation (bis IY) unterstützt. Veröffentlichung Kosten werden von der Neurex Netzwerk (Programm Interreg IV Oberrhein) unterstützt.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
PE-20 polyethylene tubing Harvard Apparatus PY2-59-8323 Splitted before surgery
Ketamine Centravet IMA004
Xylazine HCl Sigma X1251 Freshly prepared before surgery
Ocry-gel Centravet
Pliers FST 11003-12 52.5 mm straight
Bulldog clamp FST p130 18038-45
Perforated plate CTTM
von Frey filaments Bioseb NC-12775

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Colleoni, M., Sacerdote, P. Murine models of human neuropathic pain. Biochim. Biophys. Acta. 1802, 924-933 (2010).
  2. Jaggi, A. S., Jain, V., Singh, N. Animal models of neuropathic pain. Fundam. Clin. Pharmacol. 25, 1-28 (2011).
  3. Barrot, M. Tests and models of nociception and pain in rodents. Neuroscience. 211, 39-50 (2012).
  4. Bennett, G. J., Xie, Y. K. A peripheral mononeuropathy in rat that produces disorders of pain sensation like those seen in man. Pain. 33, 87-107 (1988).
  5. Austin, P. J., Wu, A., Moalem-Taylor, G. Chronic constriction of the sciatic nerve and pain hypersensitivity testing in rats. J. Vis. Exp. (61), (2012).
  6. Mosconi, T., Kruger, L. Fixed-diameter polyethylene cuffs applied to the rat sciatic nerve induce a painful neuropathy: ultrastructural morphometric analysis of axonal alterations. Pain. 64, 37-57 (1996).
  7. Fisher, K., Fundytus, M. E., Cahill, C. M., Coderre, T. J. Intrathecal administration of the mGluR compound, (S)-4CPG, attenuates hyperalgesia and allodynia associated with sciatic nerve constriction injury in rats. Pain. 77, (1998).
  8. Pitcher, G. M., Ritchie, J., Henry, J. L. Nerve constriction in the rat: model of neuropathic, surgical and central. 83, 37-46 (1999).
  9. Benbouzid, M., et al. Sciatic nerve cuffing in mice: a model of sustained neuropathic pain. Eur. J. Pain. 12, 591-599 (2008).
  10. Seltzer, Z., Dubner, R., Shir, Y. A novel behavioral model of neuropathic pain disorders produced in rats by partial sciatic nerve injury. Pain. 43, 205-218 (1990).
  11. Kim, S. H., Chung, J. M. An experimental model for peripheral neuropathy produced by segmental spinal nerve ligation in the rat. Pain. 50, 355-363 (1992).
  12. Vadakkan, K. I., Jia, Y. H., Zhuo, M. A behavioral model of neuropathic pain induced by ligation of the common peroneal nerve in mice. J. Pain. 6, 747-756 (2005).
  13. Decosterd, I., Woolf, C. J. Spared nerve injury: an animal model of persistent peripheral neuropathic pain. Pain. 87, 149-158 (2000).
  14. Shields, S. D., Eckert, W. A., Basbaum, A. I. Spared nerve injury model of neuropathic pain in the mouse: a behavioral and anatomic. 4, 465-470 (2003).
  15. Richner, M., Bjerrum, O. J., Nykjaer, A., Vaegter, C. B. The spared nerve injury (SNI) model of induced mechanical allodynia in mice. J. Vis. Exp. (54), (2011).
  16. Benbouzid, M., et al. Chronic, but not acute, tricyclic antidepressant treatment alleviates neuropathic allodynia after sciatic nerve cuffing in mice. Eur. J. Pain. 12, 1008-1017 (2008).
  17. Yalcin, I., et al. Β2-adrenoceptors are essential for desipramine, venlafaxine or reboxetine action in neuropathic pain. Neurobiol. Dis. 33, 386-394 (2009).
  18. Yalcin, I., et al. Β2-adrenoceptors are critical for antidepressant treatment of neuropathic pain. Ann. Neurol. 65, 218-225 (2009).
  19. Balasubramanyan, S., Stemkowski, P. L., Stebbing, M. J., Smith, P. A. Sciatic chronic constriction injury produces cell-type-specific changes in the electrophysiological properties of rat substantia gelatinosa neurons. J. Neurophysiol. 96, 579-590 (2006).
  20. Ikeda, T., et al. Effects of intrathecal administration of newer antidepressants on mechanical allodynia in rat models of neuropathic pain. Neurosci. Res. 63, 42-46 (2009).
  21. Thakor, D. K., et al. Increased peripheral nerve excitability and local NaV1.8 mRNA up-regulation in painful neuropathy. Mol. Pain. 5, 14 (2009).
  22. Zhu, Y. F., Wu, Q., Henry, J. L. Changes in functional properties of A-type but not C-type sensory neurons in vivo in a rat model of peripheral neuropathy. J. Pain Res. 5, 175-192 (2012).
  23. Cheng, H. Y., et al. DREAM is a critical transcriptional repressor for pain modulation. Cell. 108, 31-43 (2002).
  24. Zhang, J., De Koninck, Y. Spatial and temporal relationship between monocyte chemoattractant protein-1 expression and spinal glial activation following peripheral nerve injury. J. Neurochem. 97, 772-783 (2006).
  25. Beggs, S., Liu, X. J., Kwan, C., Salter, M. W. Peripheral nerve injury and TRPV1-expressing primary afferent C-fibers cause opening of the blood-brain. Mol. Pain. 6, 74 (2010).
  26. Vachon, P., Massé, R., Gibbs, B. F. Substance P and neurotensin are up-regulated in the lumbar spinal cord of animals with neuropathic. 68, 86-92 (2004).
  27. Aouad, M., Petit-Demoulière, N., Goumon, Y., Poisbeau, P. Etifoxine stimulates allopregnanolone synthesis in the spinal cord to produce analgesia in experimental mononeuropathy. Eur. J. Pain. 18, 258-268 (2014).
  28. Pitcher, G. M., Ritchie, J., Henry, J. L. Paw withdrawal threshold in the von Frey hair test is influenced by the surface on which the rat stands. J. Neuroci. Methods. 87, 185-193 (1999).
  29. Beaudry, F., Girard, C., Vachon, P. Early dexamethasone treatment after implantation of a sciatic-nerve cuff decreases the concentration of substance P in the lumbar spinal cord of rats with neuropathic. Can. J. Vet. Res. 71, 90-97 (2007).
  30. Pitcher, G. M., Henry, J. L. Cellular mechanisms of hyperalgesia and spontaneous pain in a spinalized rat model of peripheral neuropathy: changes in myelinated afferent inputs implicated. Eur. J. Neurosci. 12, 2006-2020 (2000).
  31. Pitcher, G. M., Henry, J. L. Nociceptive response to innocuous mechanical stimulation is mediated via myelinated afferents and NK-1 receptor activation in a rat model of neuropathic pain. Exp. Neurol. 186, 173-197 (2004).
  32. Pitcher, G. M., Henry, J. L. Governing role of primary afferent drive in increased excitation of spinal nociceptive neurons in a model of sciatic neuropathy. Exp. Neurol. 214, 219-228 (2008).
  33. Lu, V. S., et al. Brain-derived neurotrophic factor drives the changes in excitatory synaptic transmission in the rat superficial dorsal horn that follow sciatic nerve injury. J. Physiol. 587, 1013-1032 (2009).
  34. Ruangsri, S., Lin, A., Mulpuri, Y., Lee, K., Spigelman, I., Nishimura, I. Relationship of axonal voltage-gated sodium channel 1.8 (NaV1.8) mRNA accumulation to sciatic nerve injury-induced painful neuropathy in rats. J. Biol. Chem. 286, 39836-39847 (2011).
  35. Zhu, Y. F., Henry, J. L. Excitability of AΒ sensory neurons is altered in an animal model of peripheral neuropathy. BMC Neurosci. 13, 15 (2012).
  36. Coull, J. A., et al. Trans-synaptic shift in anion gradient in spinal lamina I neurons as a mechanism of neuropathic pain. Nature. 424, 938-942 (2003).
  37. Coull, J. A., et al. BDNF from microglia causes the shift in neuronal anion gradient underlying neuropathic pain. Nature. 438, 1017-1021 (2005).
  38. Keller, A. F., Beggs, S., Salter, M. W., De Koninck, Y. Transformation of the output of spinal lamina I neurons after nerve injury and microglia stimulation underlying neuropathic. 3, 27 (2007).
  39. Fundytus, M. E., Fisher, K., Dray, A., Henry, J. L., Coderre, T. J. In vivo antinociceptive activity of anti-rat mGluR1 and mGluR5 antibodies in rats. Neuroreport. 9, 731-735 (1998).
  40. Fundytus, M. E., et al. Knockdown of spinal metabotropic glutamate receptor 1 (mGluR(1)) alleviates pain and restores opioid efficacy after nerve injury in rats. Br. J. Pharmacol. 132, (1), 354-367 (2001).
  41. Coderre, T. J., Kumar, N., Lefebvre, C. D., Yu, J. S. Evidence that gabapentin reduces neuropathic pain by inhibiting the spinal release of glutamate. J. Neurochem. 94, 1131-1139 (2005).
  42. Kabli, N., Cahill, C. M. Anti-allodynic effects of peripheral delta opioid receptors in neuropathic pain. Pain. 127, 84-93 (2007).
  43. Holdridge, S. V., Cahill, C. M. Spinal administration of a delta opioid receptor agonist attenuates hyperalgesia and allodynia in a rat model of neuropathic pain. Eur. J. Pain. 11, 685-693 (2007).
  44. Benbouzid, M., et al. Δ-opioid receptors are critical for tricyclic antidepressant treatment of neuropathic allodynia. Biol. Psychiatry. 63, 633-636 (2008).
  45. Bohren, Y., et al. µ-opioid receptors are not necessary for nortriptyline treatment of neuropathic allodynia. Eur. J. Pain. 14, 700-704 (2010).
  46. Yalcin, I., et al. Nociceptive thresholds are controlled through spinal Β2-subunit-containing nicotinic acetylcholine receptors. Pain. 152, 2131-2137 (2011).
  47. Bohren, Y., et al. Antidepressants suppress neuropathic pain by a peripheral Β2-adrenoceptor mediated anti-TNFα mechanism. Neurobiol. Dis. 60, 39-50 (2013).
  48. Choucair-Jaafar, N., Yalcin, I., Rodeau, J. L., Waltisperger, E., Freund-Mercier, M. J., Barrot, M. Β2-adrenoceptor agonists alleviate neuropathic allodynia in mice after chronic treatment. Br. J. Pharmacol. 158, 1683-1694 (2009).
  49. Yalcin, I., et al. Chronic treatment with agonists of Β2-adrenergic receptors in neuropathic pain. Exp. Neurol. 221, 115-121 (2010).
  50. Cok, O. Y., Eker, H. E., Yalcin, I., Barrot, M., Aribogan, A. Is there a place for Β-mimetics in clinical management of neuropathic pain? Salbutamol therapy in six cases. Anesthesiology. 112, 1276-1279 (2010).
  51. Choucair-Jaafar, N., et al. Cardiovascular effects of chronic treatment with a Β2-adrenoceptor agonist relieving neuropathic pain in mice. Neuropharmacology. 61, 51-60 (2011).
  52. Yalcin, I., et al. A time-dependent history of mood disorders in a murine model of neuropathic pain. Biol. Psychiatry. 70, 946-953 (2011).

Comments

2 Comments

  1. Hi,
    nice video :-) Could you please explain how you split the cuff-tubes? Any tips and tricks?

    Regards,
    Mette

    Reply
    Posted by: Mette R.
    April 21, 2015 - 5:45 AM
  2. Hi,

    If I had to guess, I would say its pretty much straight forward, just shove a fine cutter into the tube, and cut it.

    However, i'm posting here so i would be notified in case they answer with a different method

    Regards,

    Tom

    Reply
    Posted by: Tom S.
    May 7, 2015 - 4:21 AM

Post a Question / Comment / Request

You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

Usage Statistics