Implantasjon av vena cava inferior inter Graft i Mouse Model

1Tissue Engineering Program and Surgical Research, Nationwide Children's Hospital, 2Department of Cardiothoracic Surgery, Nationwide Children's Hospital, 3Pediatric Surgery, Nationwide Children's Hospital
Medicine

Your institution must subscribe to JoVE's Medicine section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

Welcome!

Enter your email below to get your free 10 minute trial to JoVE!





We use/store this info to ensure you have proper access and that your account is secure. We may use this info to send you notifications about your account, your institutional access, and/or other related products. To learn more about our GDPR policies click here.

If you want more info regarding data storage, please contact gdpr@jove.com.

 

Summary

For å forbedre vår kunnskap om cellulær og molekylær neotissue formasjon, ble en murine modell av TEVG nylig utviklet. Grafts ble implantert som infrarenale vena cava inter grafts i C57BL / 6 mus. Denne modellen oppnår lignende resultater til de som ble oppnådd i vår kliniske undersøkelser, men over en langt kortere tid-kurset.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Lee, Y. U., Yi, T., Tara, S., Lee, A. Y., Hibino, N., Shinoka, T., et al. Implantation of Inferior Vena Cava Interposition Graft in Mouse Model. J. Vis. Exp. (88), e51632, doi:10.3791/51632 (2014).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Biologisk nedbrytbart stillas seeded med benmarg mononukleære celler (BMCs) brukes ofte for rekonstruktiv kirurgi for å behandle hjerte anomalier medfødte. De langsiktige kliniske resultatene viste gode patency priser, men med betydelig forekomst av stenose. For å undersøke de cellulære og molekylære mekanismer av vaskulær neotissue dannelse og hindre stenose utvikling i vev konstruert vaskulære graft (TEVGs), utviklet vi en mus modell av pode med ca 1 mm indre diameter. Først ble TEVGs sammen av bionedbrytbare rørformede stillasene fabrikkert fra en polyglykolsyre nonwoven følte mesh belagt med ε-kaprolakton og L-laktid-kopolymer. Stillasene ble deretter plassert i en fryse-, støvsugd for 24 timer, og lagres i en eksikkator til celle seeding. For det andre, benmarg ble oppsamlet fra donor-mus, og mononukleære celler ble isolert ved tetthetsgradient sentrifugering. Tredje, rundt én million celler varsådd på et stillas og ruges O / N. Til slutt ble de seeded stillasene deretter implantert som infrarenale vena cava inter grafts i C57BL / 6 mus. De implanterte grafts oppviste utmerket åpenhet (> 90%) uten tegn på tromboemboliske komplikasjoner eller aneurysmal formasjonen. Dette murine modellen vil hjelpe oss til å forstå og kvantifisere de cellulære og molekylære mekanismer for neotissue formasjonen i TEVG.

Introduction

Medfødte hjertefeil er alvorlige forhold som påvirker nesten 8% av levendefødte i USA. Omtrent 25% av disse barn med medfødte hjertefeil eller 2,4 per 1 000 levendefødte, krever invasiv behandling i det første året av sitt liv en. Den mest effektive behandlingen for medfødt hjertesykdom er rekonstruktiv kirurgi. Dessverre, komplikasjoner som oppstår ved bruk av tilgjengelige vaskulære kanaler er den viktigste årsaken til postoperativ morbiditet og mortalitet.

For å løse dette problemet, har vi utviklet de første vev konstruert vaskulære graft (TEVGs) for klinisk bruk to. TEVGs ble konstruert av biologisk nedbrytbare polyester rør seeded med autolog benmarg avledet-mononukleære celler (BM-MNCs) og implantert som venøse kanaler for medfødt hjertekirurgi. Resultatene viste gode patency priser på 1-3 år med oppfølging, men med betydelig forekomst av stenose 5,6. I denne modellen, de TEVGs hell forvandlet til levende fartøy og var lik i både morfologi og funksjon av innfødte årer. Denne bruken av et stort dyr modellen var et godt første skritt i å gi viktig pre-klinisk informasjon som hjulpet klinisk bruk av TEVGs. Men full forståelse av de cellulære og molekylære mekanismer av vaskulær neotissue formasjonen i TEVGs bruker store dyremodeller begrenset på grunn av begrensninger i molekylær karakterisering av vaskulær celle fenotyper grunn av manglende artsspesifikke molekylære verktøy. For å overvinne disse svakhetene, ble en murine modell av TEVGs utviklet på grunn av den raske utviklingen i muse genetikk og deres omfattende molekylr karakterisering med den ekstra fordelen av en forkortet tidsskala.

Den murine modellen IVC inter trofast rekapitulert prosessen neovessel formasjon som forekommer i store dyr og mennesker, men i løpet av en mye kortere tid selvfølgelig 6-9. Her, en detaljert protokoll for småskala pode produksjon ved hjelp av biologisk nedbrytbare stillaser, BM-MNC høsting og isolasjon, BM-MNC seeding på stillaset, og pode implantasjon i en murine modell ble beskrevet.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

MERK: Alle dyr prosedyrer ble godkjent av Nationwide Children Hospital Institutional Animal Care og bruk komité.

En. Graft Manufacturing

  1. Gjør ε-kaprolakton og L-laktid-kopolymer P (LA / CL)-løsning ved å tilsette 100 mg P (LA / CL) i 2 ml dioksan under en avtrekkshette. Plasser løsning på en vortex og blandes kontinuerlig i 1-1,5 timer for å oppløses fullstendig.
  2. I mellomtiden, ta et ark med polyglykolsyre (PGA) følte fra fryseren og kutte ut flere 5 x 8 mm seksjoner. Også kuttet av tuppen av en 0,1-10 mL pipette like over filteret.
  3. Sett en 19 G nål (lengde 1,5) i den distale ende av en pipettespiss og vikle PGA følt rundt nålen ved hjelp av mikro tang.
  4. Presse forsiktig filten til den distale ende av pipettespiss, hvor hulrommet er rettere enn den proksimale del, ved hjelp av en stump 18 G-nål, mens den 19 G nål settes inn i den.
  5. Pipette40 pl P (CL / LA) oppløsning inn i pipettespissen fra toppen. Mett PGA filt med oppløsningen. Skyv deretter luftbobler ut ved hjelp av en pipette dispenser. Gjenta denne prosessen hvis nødvendig.
  6. Plasser grafts i en 50 ml tube og legg den i en -80 ° C fryser i 20 min. Pass på at hodet av nålene vender ned.
  7. Overfør røret inn i en fryse-og vakuum for 24 hr. Sørg for å åpne lokket på røret for å få luftstrømmen.
  8. Ta ut de grafts og fjerne dem fra nålene. Kutt begge ender av pode forlate en ~ 5 mm seksjon og sette dem tilbake på nålene for å opprettholde sin form. Hold grafts i en eksikkator.
  9. Plasser stillaset under UV-lys i en biosikkerhet hette O / N før celle seeding.

2. Bone Marrow mononukleær Cell Høsting og isolasjon

  1. Avlive musene med ketamin / xylazin dosering (ketamin 200 mg / kg og xylazin, 20 mg / kg).
  2. Fjern bein (lårben end tibias) fra tre mus for 10 pode implantasjoner og sted i en petriskål med 10 cc RPMI. Kutt begge endene av bein og flush benmarg ved hjelp av en sprøyte med en 25 G nål inn i en ny petriskål med tre cc RPMI. Samle benmarg og RPMI-løsning i en 15 cc rør og vaske petriskål med ytterligere to cc RPMI for å samle opp resten av BM.
  3. Ta prøven (5-10 mL) og telle celle ved hjelp av en automatisk celleteller eller hemocytometer. Spill resultatet.
  4. Sett 5 cc Ficoll i en 15 cc sentrifugerør og legge benmarg og RPMI løsning. Legg løsningen svært forsiktig for å hindre den fra å blande med Ficoll.
  5. Sentrifuger ved 528 xg i 30 minutter med "NO BRAKE" ved 24 ° C.
  6. Fjern den øverste rosa laget. Samle midten klart sjikt figur 1, som er den MNC lag, og fortynne den med PBS 1:1.
  7. Sentrifuger den fortynnede MNC oppløsning ved 528 xg i 10 min ved 24 ° C.
  8. Fjern supernatanten og dilutt pellet med 5 ml PBS.
  9. Sentrifuger kulene oppløsning ved 528 xg i 10 min ved 24 ° C.
  10. Fjern supernatanten. Fortynn pellet med det passende volum av RPMI (~ 200 ul).
  11. Ta en 5-10 mL prøve og telle celler ved hjelp av en automatisk celleteller eller hemocytometer. Spill resultatet. Gjenta cellen telling en gang til, og å beregne den gjennomsnittlige cellenummer.
  12. Fortynne cellekonsentrasjonen til millioner cells/10 mL hjelp RPMI.

Tre. Cell Seeding

  1. Prewet stillas ved å tilsette 5 mL RPMI luminally for 5 min, deretter fjerne RPMI.
  2. Legg 10 mL benmarg avledet mono kjernefysiske cellene i RPMI fra trinn 2.12 til stillas lumen og vente i 10 minutter for å tillate celler til å feste på stillaset.
  3. Skjær en 19 G nål til 1 cm lengde og sette kanylen inn i lumen av stillaset til å holde formen av stillaset. Plasser prøven i en 24-brønns plate. </ Li>
  4. Til 1,000 mL RPMI til hver brønn og inkuberes O / N i en inkubator.

4. Graft Implantasjon

  1. Autoklav alle kirurgiske verktøy før operasjonen: 1x gode saks, 3x mikro tang, 2x mikro vaskulære klemmer, 1x klemme søker tang, 1x mikro nål holder, 1x våren saks, 1x beltesnellen.
  2. 6-8 uker gammel kvinnelig C57BL / 6 blir brukt som vev konstruert vaskulære pode mottakere. Fjern musen fra sitt bur og veie den, så anesthetize gjennom en intraperitoneal injeksjon inn i den nedre høyre kvadrant av abdomen med en ketamin / xylazin cocktail (ketamin 100 mg / kg og xylazin, 10 mg / kg). Ketoprofen (5 mg / kg, IP) blir brukt som en pre-anestesi analgetikum.
  3. Kontroller nivået av sedasjon ved fortelling klemming, deretter klippet abdominal hår. Smøre øynene med sterilt ophthalmic salve, og plasserer muse i en rygg recumbence posisjon på en pute. Desinfiser magen med Betadine og alkohol pads. Cover musen med en steril tildekking og utsett innsnitt området bare.
  4. Lag en midtlinjen laparotomi snitt fra under xyphoid til suprapubisk regionen, og sette inn en selv beholde rullen. Pakk tarmen i saltvann fuktet kompress. Bluntly definere infrarenale aorta og vena cava.
  5. Plasser to mikro vaskulære klemmer på både proksimale og distal sider av aorta og vena cava deretter rett ut skille aorta fra vena cava sekter vena cava. Hvis det er nødvendig, ligate mage aortic grener med en 10-0 monofilament sting på koniske nåler.
  6. Implantere en mindreverdig vena cava inter pode med proksimale og distal ende til ende anastomoser med en steril 10-0 sutur. Trim pode, vanligvis 1-2 mm, avhengig av anatomien av musen. Sikre transplantatet med et sting på både proksimale og distale ender og begynner å sy kontinuerlig med 4-5 masker fra den andre siden av pode. Etter endt forsiden, snu klemmer og graftstil den andre siden, og sutur baksiden av transplantatet. Under implantasjon, skylle pode med heparin løsningen ofte for å hindre akutt trombose.
  7. Fjern den proksimale klemme og kontrollere blødning ved å påføre et topisk absorberbare hemostat sterilt middel. Når blødning stanser fullstendig, fjernes den ytre klemme og kontrollere blødning på samme måte. Sørg for at blodet flyter gjennom pode.
  8. Lukk abdominalmusku og hud i to lag ved hjelp av en 6-0 sort polyamid monofilament sutur med inkludert gjenget nål.
  9. Injisere 0,5 ml saltvann subkutant og plassere musen i en recovery bur på en varmepute til musen er fullt mobil. Ved utvinning, returnere musen til et nytt bur med papir sengetøy. Gi smertestillende medikamenter (Ibuprofen, 30 mg / kg, drikkevann) i 48 timer.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

En skjematisk av TEVG implantasjon er vist i figur 1.. Benmarg ble høstet fra en donor mus og mono-nukleære celler ble isolert ved anvendelse av tetthetssentrifugering og deretter utsådd på en biologisk nedbrytbar stillaset. Seeded stillasene ble inkubert O / N og implantert til en mottaker mus som en mindreverdig vena cava inter pode.

Fig. 2 viser scanning elektronmikroskopi av PGA-P (CL / LA) stillaset. Den indre diameter var ca 1 mm og veggtykkelsen var omtrent 0,17 mm. Total porøsitet var 78,5% og mener porestørrelser var 45,4 ± 17,6 mikrometer.

Brutto-bilde av en TEVG anbrakt inn i IVC i C57BL / 6 mus er vist i figur 3.. Rett etter implantasjon (A) og 2 uker etter implantasjon (B). (C) viser brutto bilde av en innfødt IVC i sammenligning. Det er åpenbart atTransplantatet ble fylt med neotissue det imidlertid fremdeles holdt formen av den opprinnelige transplantat. Vår forrige resultatet viste at totalt pode degradering tar opptil 12 uker 10.

Den ultralyd B-mode og farge Doppler bildet av en to uker implantert TEVG Figurene 4A-B for å vise åpenheten til de implanterte grafts. En opprinnelig IVC bilde ble tilsatt for sammenligning (figur 4, C). Cell seeding forbedret patens av pode betydelig, patencies på 2 uker for unseeded og sådd grafts er 65% og 91%, henholdsvis (p <0,05, Fishers eksakt-test).

Figur 5 viser celle infiltrasjon og ekstracellulære matrise deponering i TEVG etter to uker med implantasjon. Eksplanterte grafts farget med H & E flekker viste neotissue formasjon hele pode og rester av stillasmateriell (A). Harts og Masson er Trikrom flekken viste deponering av elastin i intimal lag (B) og kollagen i den mediale lag (C). Endothelial cell foring ble observert i løpet av intimale lag (D) og konfluente glatte muskelceller var til stede gjennom hele TEVG, spesielt under EC foring (E) som vist ved CD31 og αSMA farging, respektivt. Ved den andre uken etter implantering, makrofag infiltrering var tydelig, som indikert med F4/80 farging (F).

Figur 1
Figur 1. Skjematisk av TEVG implantasjon Benmargs mono atom celler. Ble høstet fra en donor mus, sådd ut på en biologisk nedbrytbart stillas, og deretter implantert som en IVC inter pode til en mottaker mus.

tynn-page = "always"> Fig. 2
Figur 2. Scanning elektronmikroskopi-bilder av et stillas. Gjennomsnittlig ytterdiameter var 1,45 mm, luminale diameter var 1,1 mm, og lengden var 3 mm.

Figur 3
Figur 3. Implantert TEVG etter to uker og innfødte IVC. A) umiddelbart etter implantering, B) 2 uker etter implantering, og C) innebygd IVC for sammenligning.

fig4.jpg "/>
Figur 4. Ultralydbilder 2 uker og innfødte IVC. A) B-Mode og B) farge Doppler bilde av TEVG etter to uker. C) Native IVC for sammenligning.

Figur 5
Figur 5. Representative bilder av de to uker etter operative TEVG. A) H & E (indre lumen), B) Harts (pink = elastin), C) Massion sin Trichrome (blå = kollagen), D) CD31 (brun = endotelceller), E) αSMA (brun = glattmuskelcelle), og F ) F4/80 (brun = makrofag).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Denne musemodell av TEVG er et verdifullt verktøy for å studere cellulære og molekylære mekanismer for neotissue dannelse og utvikling av stenosis. Seeded BM-MNC ble vist i både histologiske og SEM bilder av de seedede celler på pode 11. Cell seeding effektivitet ble også vist ved hjelp av en DNA-assay 7.. Ved hjelp av denne modellen systemet vi viste at celle seeding reduserer forekomsten av utviklingen av TEVG stenose, som var den primære modus for svikt i vår kliniske studie tre. Seeded celler raskt forsvant fra TEVG, noe som tyder på at de utøver sin effekt via en paracrine mekanisme 8,12. Det ble også vist at neovessel formasjonen er en immunmediert regenerativ prosess, og at neovessel oppstår fra innvekst av vaskulære celler (EC og SMC) fra nabobeholderveggen langs den luminale overflaten til stillaset. Videre er normalt vesentlig makrofag infiltrering for vaskulær neotissue formasjon,men da denne prosess er overdreven det fører til utvikling av TEVG stenose 7,8. Disse resultatene viser betydningen av denne musemodell for human sykdom. Det mikrokirurgiske teknikker kan tilpasses andre bruksområder, inkludert vaskulære arterielle grafts 13 og arterie til vene fistula.

Vi opererer over 1000 IVC inter pode implantasjoner hvert år, og dødeligheten er mindre enn 1%. For en vellykket pode implantasjon, er det flere viktige punkter å nevne.

Først blir injiserbare anestesi foretrukket for denne operasjon, fordi det er nødvendig å slå av mus rundt flere ganger i løpet av anastomose. Effekten av anestesi varer vanligvis ca en time, og den hele operasjon tid for en dyktig mikro kirurgen er omtrent 30 til 45 min, hvilket gir tilstrekkelig tid til å fullføre operasjonen. Dersom dyret våkner under operasjonen, kan 0,05-0,1 ml av en anestesi cocktail injiseres intramuskulærsielt.

For det andre har de fleste av de små aorta grener nødvendig å bli ligert for å forhindre overskytende blodtap, mens separering av IVC og aorta fra mageområdet. Også huske på ikke å skade IVC når det er adskilt fra hovedpulsåren.

For det tredje, når transplantatet ble suturert, de to første sting på begge sider er det viktigste trinn i hele prosessen. Når de ikke er plassert nøye, er det vanskelig å skille de fremre og bakre lag av IVC. Dersom lagene ikke er klart identifisert, er det en større sjanse for å tilfeldigvis sy dem sammen. Mens suturing IVC til pode, er det viktig å ikke over strekke IVC, noe som kan føre til riving. Pass også på ikke å klippe av for mye IVC å erstatte den samme lengden på pode. Vanligvis omtrent 1 til 2 mm fra IVC ble fjernet for å erstatte en 3 til 5 mm transplantat på grunn av den langsgående spenningen i IVC. Hvis den samme lengden på IVC er fjernet, gjør det anastomosis ekstremt utfordrende.

Fjerde, er det betydelig belastning å stamme variasjoner med hensyn til TEVG dannelse og stenose utvikling. For eksempel, unseeded C57BL / 6 mus (villtype) viste en mye høyere rate av stenose enn SCID / bg mus (immunodeficient mus) 8,12. I tillegg, fra vår erfaring, SCID / bg mus er mye enklere å betjene i forhold til C57BL / 6 mus på grunn av sin stivere IVC vegg 14. Ha det i bakhodet når de opererer på en ny stamme av mus.

Pode produksjon, BM-MNC høsting, og celle seeding prosesser er rett frem, det er bare et par av prosesser for å være bevisste på. Først, for pode produksjon, er det svært viktig å ikke 'haug' filten mens skyve den bruker 18 G sløv nål. Vi har forsøkt forskjellige metoder for å presse filten ned til den distale ende av pipettespisser. Pushing pode med en butt nål viste det beste resultatet, langt. Den indrediameteren av den butte kanylen er litt større enn den ytre diameteren av nålen at filten er pakket rundt. Derfor kan den mindre nålen ligger tett gli inn i den større stump nål og filten kan deretter skyves ned med like mengder av kraften rundt hele omkretsen av filten, som hindrer bunching av filten. Vi har tidligere observert at bunched grafts viste lavere patency på to uker. Dessuten er det viktig å fjerne alle bobler, fordi boblene vil føre til hull på stillaset overflate og blod vil lekke gjennom hullet etter implantasjon. For det andre, når bein er skilt for BM-MNC høsting, sørg for å rense beinet så mye som mulig slik at de ikke inneholder for mye muskler eller hår. Hvis det er nødvendig, anbefales det å bruke en vev sil før tettheten sentrifugering prosessen.

Denne modellen av TEVG fungert bra på venesirkulasjon, som er et lavt trykk og høy strømningssystem. Men i arteriell sirkulasjon, enhøyt trykk og høy flow system, observerte vi høy forekomst av brudd med PGA grafts på grunn av sin raske nedbrytning karakteristisk. Hvilket betyr pode mister sin strukturelle styrke før neotissue får nok styrke til å motstå blodtrykk. Vi har brukt polylactic acid (PLA) grafts tidligere, men viste høy forekomst av aneurisme formasjon. Også det tar mer enn to år å helt degradere PLA in vivo, noe som er mer enn levetiden til mus. For en fremtidig anvendelse i arterielle sirkulasjonen pode produksjonsteknikker, for eksempel, er en elektrospunnede pode for tiden under utvikling.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har ingenting å avsløre.

Acknowledgements

Dette arbeidet ble støttet delvis av en bevilgning fra NIH (RO1 HL098228) til CKB.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Polyglycolic acid (PGA) felt Biomedical Structures Custome ordered
Pipet tip, 0.1-10 μl  Fisher Sientific 02-707-456
Lyophilizer  Labconco 7070020
RPMI medium 1604 Gibco 11875-093
Petri dish BD 353003
24-well plate Corning 3526
15 cc tube  BD 352096
Ficoll Sigma 10831-100ml Also called 'Histopaque'
DPBS Gibco 14190-144
Littauer bone cutter 4.5" Straight Roboz RS-8480 For BM harvesting
Forceps 4.5" Roboz RS-8120 For BM harvesting
Scissors 4.5" Roboz RS-5912 For BM harvesting
Microscope Leica M80
C57BL/6J (H-2b), Female Jackson Laboratories 664 8-12 weeks
Ketamine hydrochloride injection Hospira Inc. NDC 0409-2053
Xylazine sterile solution Akorn Inc. NADA# 139-236
Ketoprofen Fort Dodge Animal Health NDC 0856-4396-01
Ibuprofen PrecisionDose NDC 68094-494-59
Heparin sodium Sagent Pharmaceticals NDC 25021-400
Saline solution (sterile 0.9% sodium chloride) Hospira Inc. NDC 0409-0138-22
0.9% Sodium chloride injection Hospira Inc. NDC 0409-4888-10
Petrolatum ophthalmic ointment Dechra Veterinary Products NDC 17033-211-38
Iodine prep pads Triad Disposables, Inc. NDC 50730-3201-1
Alcohol prep pads McKesson Corp. NDC 68599-5805-1
Cotton tipped applicators Fisher Scientific 23-400-118
Fine scissor FST 14028-10
Micro-adson forcep FST 11018-12
Clamp applying forcep FST 00072-14
S&T Vascular clamp FST 00396-01
Spring scissors FST 15008-08
Colibri retractors FST 17000-04
Dumont #5 forcep FST 11251-20
Dumont #7 - fine forceps FST 11274-20
Dumont #5/45 forceps FST 11251-35
Tish needle holder/forceps Micrins MI1540
Black polyamide monofilament suture, 10-0 AROSurgical Instruments Corporation TI638402 For suturing the graft
Black polyamide monofilament suture, 6-0 AROSurgical Instruments SN-1956 For musculature and skin closure
Non-woven sponges McKesson Corp. 94442000
Absorbable hemostat Ethicon 1961
1 ml Syringe BD 309659
3 ml Syringe BD 309657
10 ml Syringe BD 309604
18 G 1.5 in, Needle BD 305190
25 G 1 in, Needle BD 305125
30 G 1 in, Needle BD 305106
Warm water recirculator Gaymar TP-700
Warming pad Gaymar TP-22G
Trimmer Wahl 9854-500

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Heart Association, A. merican Heart Disease and Stroke Statistics—2012 Update. Circulation. 125, (2012).
  2. Shinoka, T., et al. Creation Of Viable Pulmonary Artery Autografts Through Tissue Engineering. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 115, 536-546 (1998).
  3. Hibino, N., et al. Late-term results of tissue-engineered vascular grafts in humans. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 139, 431-436 (2010).
  4. Shin'oka, T., et al. Midterm clinical result of tissue-engineered vascular autografts seeded with autologous bone marrow cells. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 129, 1330-1338 (2005).
  5. Brennan, M. P., et al. Tissue-engineered vascular grafts demonstrate evidence of growth and development when implanted in a juvenile animal model. Ann Surg. 248, 370-377 (2008).
  6. Roh, J. D., et al. Construction of an autologous tissue-engineered venous conduit from bone marrow-derived vascular cells: optimization of cell harvest and seeding techniques. Journal of Pediatric Surgery. 42, 198-202 (2007).
  7. Hibino, N., et al. Tissue-engineered vascular grafts form neovessels that arise from regeneration of the adjacent blood vessel. The FASEB Journal. 25, 2731-2739 (2011).
  8. Hibino, N., et al. A critical role for macrophages in neovessel formation and the development of stenosis in tissue-engineered vascular grafts. The FASEB Journal. 25, 4253-4263 (2011).
  9. Naito, Y., et al. Characterization of the Natural History of Extracellular Matrix Production in Tissue-Engineered Vascular Grafts during Neovessel Formation. Cells Tissues Organs. 195, 60-72 (2012).
  10. Naito, Y., et al. Beyond Burst Pressure: Initial Evaluation of the Natural History of the Biaxial Mechanical Properties of Tissue Engineered Vascular Grafts in the Venous Circulation Using a Murine Model. Tissue Eng. Part A. 20, (2013).
  11. Mirensky, T. L., et al. Tissue-engineered vascular grafts: does cell seeding matter. Journal of Pediatric Surgery. 45, 1299-1305 (2010).
  12. Roh, J. D., et al. Tissue-engineered vascular grafts transform into mature blood vessels via an inflammation-mediated process of vascular remodeling. Proceedings of the National Academy of Sciences. 107, 4669-4674 (2010).
  13. Mirensky, T. L., et al. Tissue-engineered arterial grafts: long-term results after implantation in a small animal model. Journal of Pediatric Surgery. 44, 1127-1133 (2009).
  14. Lee, Y. U., Naito, Y., Kurobe, H., Breuer, C. K., Humphrey, J. D. Biaxial mechanical properties of the inferior vena cava in C57BL/6 and CB-17 SCID/bg mice. Journal of Biomechanics. 46, 2277-2282 (2013).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics