Glutamina Flux Imaging utilizando sensores codificados genéticamente

Bioengineering

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Summary

Este artículo le mostrará cómo controlar la dinámica de glutamina en las células vivas mediante FRET. Sensores codificados genéticamente permiten la monitorización en tiempo real de las moléculas biológicas con una resolución subcelular. Diseño experimental, detalles técnicos de los parámetros experimentales, y las consideraciones para los análisis post-experimentales serán discutidos para los sensores de glutamina codificados genéticamente.

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Besnard, J., Okumoto, S. Glutamine Flux Imaging Using Genetically Encoded Sensors. J. Vis. Exp. (89), e51657, doi:10.3791/51657 (2014).

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Abstract

Sensores codificados genéticamente permiten la monitorización en tiempo real de las moléculas biológicas con una resolución subcelular. Una enorme variedad de tales sensores para moléculas biológicas se hizo disponible en los últimos 15 años, algunos de los cuales se convirtió en herramientas indispensables que se utilizan rutinariamente en muchos laboratorios.

Una de las emocionantes aplicaciones de sensores codificados genéticamente es el uso de estos sensores en la investigación de los procesos de transporte celulares. Propiedades de los transportistas, como la cinética y especificidades de sustrato se pueden investigar a nivel celular, que proporciona posibilidades de análisis específicos de tipo celular de las actividades de transporte. En este artículo, vamos a demostrar cómo la dinámica del transportador se pueden observar utilizando el sensor de glutamina codificado genéticamente como ejemplo. Diseño experimental, detalles técnicos de los parámetros experimentales, y las consideraciones para los análisis post-experimentales serán discutidos.

Introduction

Debido a la notable progreso en tecnologías que permite el examen del transcriptoma y el proteoma a nivel celular, ahora ha quedado claro que la bioquímica y el flujo resultante de los metabolitos y los iones son altamente tipo específico de célula. Por ejemplo, en el hígado de los mamíferos, la degradación y la síntesis de glutamina secuencial se llevan a cabo de forma simultánea por las células periportal y células perivenosos respectivamente, la alimentación de amonio para el ciclo de la urea en el primer tipo de células, mientras que consume el exceso de amoníaco en este último 1-3. En algunos casos, se detecta heterogeneidad bioquímica significativa incluso en un solo "tipo celular" 4, 5. Además de tales especificidad espacial, los niveles celulares de metabolitos e iones son altamente dinámico (por ejemplo, moléculas de señalización tales como Ca 2 + y nucleótidos cíclicos). Los patrones espacio-temporales de metabolitos e iones a menudo desempeñan un papel crítico en la transducción de señales. MONITOREO dinámica celular de metabolitos e iones, sin embargo, plantean desafío único. En muchos casos, el cambio en las concentraciones son rápida y transitoria, ejemplificada por el caso de moléculas de señalización tales como Ca 2 +, que se desintegra dentro de ~ 20 mseg en las espinas dendríticas 6. Además, la compartimentación de las rutas bioquímicas dentro y entre las células hace que sea difícil de cuantificar la dinámica de metabolitos e iones usando extracción y cromatografía en columna / técnicas de espectrometría de masas.

Sensores codificados genéticamente para moléculas biológicas son ampliamente utilizados debido a la alta resolución espacio-temporal que permite al experimentador para estudiar la dinámica molecular de corta duración y / o compartimentadas (revisado en 7, 8). Estos sensores codificados genéticamente pueden dividirse en dos categorías; sensores basados ​​en la intensidad y sensores ratiometic. Sensores basados ​​en la intensidad general consisten en un dominio de unión y una gripeproteína orescent (fps), y la unión al dominio de unión soluto cambia la intensidad fluorescente. Sensores Ratiometic, por otro lado, a menudo se aprovechan de Föster de transferencia de energía de resonancia (FRET) entre dos programas marco que funcionan como un par de FRET. Estos sensores consisten en un dominio de unión y dos programas marco, y la unión soluto induce el cambio en la eficiencia de FRET entre los dos programas marco. Un gran número de sensores para metabolitos e iones biológicamente importantes se han desarrollado en la última década 8, 9.

Una de la excitante posibilidad ofrecida por tales sensores codificados genéticamente es su uso en el análisis de alta resolución de los procesos de transporte de membrana, que anteriormente no era fácil de detectar en el nivel celular. Sensores codificados genéticamente facilitar el análisis de los mecanismos de transporte, tales como especificidad de sustrato y la dependencia de pH 10, 11. Por otra parte, en combinación con la res genéticosuentes como la biblioteca de RNAi construye de organismos modelo, ahora es posible realizar búsquedas en todo el genoma para nuevos procesos de transporte por medio de sensores codificados genéticamente. De hecho, el uso de cable del sensor codificado genéticamente para el descubrimiento de los transportadores de no caracterizados previamente en múltiples casos 12, 13.

Recientemente, nuestro laboratorio ha desarrollado una serie de sensores basados ​​en FRET de glutamina. Hemos demostrado que los niveles de glutamina celular pueden ser visualizados usando tales sensores de glutamina de FRET 10. Estos sensores constan de un donante de FRET (mTFP1) insertado en una proteína bacteriana de unión glutamina glnH, y un aceptor de FRET (Venus) en el extremo C-terminal de glnH (Figura 1). FRET eficiencia de estos sensores a disminuir tras la unión de glutamina, lo que resulta en la disminución de la relación de intensidad de aceptor / donador. Fine regulación de los procesos de transporte de la glutamina es importante en los procesos biológicos, tales como neurotransmisión 14, 15 y el mantenimiento de ciclo de la urea en el hígado 1, 16, 17.

Aquí se presenta la metodología de análisis de las actividades de transporte con sensores FRET para glutamina, usando un campo amplio de fluorescencia microscopio puesta a punto. El objetivo de los experimentos que se muestran aquí son para detectar las actividades del transportador en una sola célula y para examinar la especificidad de sustrato de un transportador expresado transitoriamente.

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Protocol

1. Preparación de la muestra

Nota: En muchos casos, los experimentos de perfusión verterlo una porción significativa de las células, lo que puede convertirse en un problema frustrante. Aunque no es necesario para todas las líneas celulares, las superficies de vidrio cubierta de recubrimiento con poli-L-lisina (añadir 1,0 ml/25 cm 2 de solución de 0,01% de la superficie, incubar> 5 min, se lava dos veces con agua de calidad de cultivo celular, y en seco la cabina de bioseguridad) mejora la adhesión celular. Además, tenga en cuenta el nivel de bioseguridad (BSL) de la línea celular utilizada, y siga el procedimiento operativo estándar aprobado por la oficina local de salud y seguridad ambiental. En este experimento, se utilizaron células Cos-7 debido a la baja actividad de transporte de glutamina endógena (véase la Figura 4).

  1. Células COS7 de semillas a ~ 70-80% de confluencia en medio de Eagle modificado de Dulbecco (DMEM) + 10% de suero de ternera cósmica y 100 U / ml de penicilina / estreptomicina, ya sea en cubreobjetos de vidrio 25 mm estériles colocados en el cultivo de 6 pocillosplato o 8 pocillos diapositivas con fondo de cristal. Incubar a 37 ° C, 5% de CO 2, 100% de humedad durante 24 horas.
  2. Cambiar el medio de crecimiento a DMEM suero de ternera cósmica 10% (sin antibióticos), de acuerdo con el protocolo del fabricante. Crecer O / N a 37 ° C, 5% de CO2 a 100% de humedad.
  3. Añadir 0,4 mg de cada uno de ADN plásmido que codifica el sensor de glutamina (pcDNA3.1, llevando sensor de FLIPQTV3.0 bajo el promotor de CMV 10) y la ASCT2 mCherry-etiquetado 10 a 50 ml de medio libre de suero (OPTI-MEM) y mezclar suavemente.
  4. Añadir 1 ml de reactivo de transfección a 50 ml de medio libre de suero. Incubar a TA durante 5 min.
  5. Mezclar las dos soluciones que contienen ADN (paso 1.3) y reactivo de transfección (paso 1,4) y se incuba durante 20 min.
  6. Añadir suavemente el reactivo de transfección en la parte superior de las células y mezclar suavemente oscilando la cámara. Incubar durante 24 horas a 37 ° C, 5% de CO 2, el 100% de humedad.
  7. Después de 24 horas, cambiar el medio a DMEM + 10% de suero de ternera Cósmica(CCS) + 100 unidad de penicilina / estreptomicina.
  8. Las células se crean imágenes de 48 a 72 horas después de la transfección.

2. Experimento de perfusión

Nota: Para las células COS7 utilizados en este experimento, los medios de comunicación de perfusión y la cámara se mantuvieron a temperatura ambiente y ambiente concentración de CO 2. Sin embargo, si las células que están siendo utilizados requieren una temperatura más alta y CO 2 de control de concentración para la supervivencia, platina del microscopio calentado y / o una cámara ambiental debe ser utilizado.

  1. Preparar la perfusión AF tampón (Ver Lista de Materiales). Coloque las llaves de paso para jeringas de 50 ml, cierre las llaves de paso y luego llenarlos con las soluciones para infusión. Abrir la llave de paso durante un breve periodo para llenar el espacio de cabeza en la llave de paso con el tampón.
  2. Encienda el 8 canales, sistema de perfusión de alimentación por gravedad con un lápiz de perfusión, a continuación, seleccione "Modo Manual" en Seleccione la opción Función. Coloque un recipiente debajo del el lápiz de perfusión.
  3. A manoactivar los puertos pulsando los números correspondientes y llenar los tubos utilizando 10 ml jeringa que contiene agua, y luego cerrar el puerto. Una vez que los puertos están llenos de agua, ponga las jeringas que contienen tampones AF en el puerto 1-6 del sistema de perfusión y, a continuación, abrir las llaves de paso. Abrir los puertos de nuevo para reemplazar el agua en la tubería con los tampones. La velocidad de flujo debe estar alrededor de 0,8 ml / min.
  4. Pulse cancelar una vez en el controlador de la perfusión para volver al menú "FUNCION". Cambie a la opción "Editar programa", a continuación, escriba en el protocolo de perfusión indica en la Tabla 1. Guarde el programa de perfusión.
  5. Tome las células de la incubadora. Lavar dos veces con el tampón de perfusión, a continuación, establezca las células en el escenario. Conecte el sistema de perfusión a la cámara. Si se utiliza una cámara abierta, configure otra bomba que elimina la solución de perfusión de la cámara.
  6. Abra el software Slidebook. Iniciar una nueva diapositiva.
    Nota: Lasiguiente procedimiento es específico para el software Slidebook, pero otro software, como MetaFluor y NIS-elemento también se puede utilizar para el tipo de formación de imágenes se describe aquí. Teóricamente experimentos se pueden realizar utilizando cualquier software que permite obtener imágenes del curso del tiempo, y las secuencias de imágenes pueden ser analizados post-experimental utilizando software como ImageJ (http://rsbweb.nih.gov/ij/) o Fiji (http:/ / fiji.sc / Fiji). Sin embargo, el software que permite la supervisión en tiempo real de la relación de aceptor / donante es de gran utilidad.
  7. Montar el portaobjetos sobre la platina del microscopio fluorescente. Encuentre las células que expresan co-sensor y ASCT-mCherry utilizando conjuntos de filtros apropiados (véase la lista de materiales) bajo la función "FOCUS". Ajuste la ganancia haciendo clic en la pestaña "Cámara" y arrastrando la barra deslizante debajo de "ganancia". Además, ajuste la configuración del filtro de densidad neutra desde el menú desplegable de filtro de densidad neutra. Nota: Si el cubo de filtro no incluye un filtro de ojo, no utilice las piezas oculares desde shorluz de excitación t-longitud de onda es perjudicial para los ojos. Utilice la pantalla de la computadora para encontrar las células en su lugar.
  8. Adquirir imágenes de las células with donor ( mTFP1) ex donor(mTFP1) em , donor ( mTFP1) ex acceptor(venus) em and acceptor ( mTFP1) ex acceptor(venus) em m channels (Filtros se especifican en la Lista de Materiales). Haga clic en "Captura de imagen", y luego, en la ventana de adquisición, especifique los filtros que se van a utilizar. Haga clic en el botón "TEST" para ajustar el tiempo de exposición al escribir el tiempo de exposición deseado en la casilla junto a la configuración del filtro. Nota: Todos los tres canales necesitan ser expuestos para la misma longitud. Al ajustar los parámetros de la imagen, tomar el cambio en la eficiencia FRET esperado y doblar a aumentar en cuenta: por ejemplo, si se espera que la eficiencia de FRET a subir de 2 veces durante el experimento, los parámetros de imagen se deben ajustarde manera que la intensidad del Donante Aceptor ex em en el estado de reposo debería ser <50% del valor máximo que se puede grabar por el instrumento, de manera que el canal no se sature durante el experimento. De señal de las células marcadas debe ser al menos tres veces mayor que en la región del fondo.
  9. Dibuje una región de interés usando la herramienta de las regiones en el software. Alternativamente, una función de software para seleccionar píxeles por encima de cierta intensidad se puede utilizar, y luego se convierte en regiones. Para ello, haga clic en Máscara - Segmento, luego mueva la barra de desplazamiento para resaltar las áreas deseadas.
  10. Seleccione "lapso de tiempo" en el cuadro Tipo de captura, a continuación, especifique el intervalo (10 segundos en este experimento) y puntos de tiempo para el experimento.
  11. Dibuje una región en una zona sin presencia de células fluorescentes. Esta área se utiliza para la sustracción de fondo. Haga clic derecho en la región dibujada, y luego configurarlo como fondo. Nota: Lo ideal sería que las células que no sonT que expresan los sensores debe ser utilizado como la región del fondo para tener en cuenta tanto la autofluorescencia y la fluorescencia de fondo detectada por la cámara. Si no hay tales células están disponibles en el campo de visión, por lo menos una región sin las células debe ser utilizado para tener en cuenta la fluorescencia de fondo.
  12. Seleccione el programa deseado en "Select Function - Ejecutar programas de" opción. Cambie al programa guardado (vea el paso 2.3), y luego pulsa ENTER en el mando a la perfusión. Ahora el programa se carga, y golpear una tecla comenzará la perfusión.
  13. Asegúrese de perfusión y el experimento de imágenes se inicia al mismo tiempo haciendo clic en el botón "Inicio" en la ventana de captura, al mismo tiempo que se pulsa una tecla en el controlador de la perfusión.
    Nota: Se recomienda anotar el punto de tiempo en que se intercambiaron las soluciones (esto se puede hacer uso de "Notas" de función, que se encuentran dentro de la pestaña de la adquisición).
  14. Realice el mismo protocolo de perfusión using de células que expresan un sensor que se espera que sea o bien saturado o no unido bajo la condición experimental.
    Nota: Aquí, FLIPQTV3.0_1.5μ, que está saturado bajo la condición experimental, se utiliza como un control, la Figura 6 Tales experimentos de control son necesarios para confirmar que el cambio en la eficiencia de FRET es debido al cambio real en el sustrato y no. debido al cambio en otros parámetros tales como el pH celular.

3. Análisis Post-experimento

  1. Examinar si se ha producido la muestra de deriva durante el experimento. Dibuje las regiones de interés (ROI) s en la imagen tomada en punto de tiempo 0, luego mueva la barra de desplazamiento en la parte superior de la ventana de imagen y compruebe si las células se caen de las regiones de interés en las imágenes tomadas posteriormente en el experimento.
  2. En caso afirmativo, a continuación, utilizar la función de seguimiento para corregir la deriva, en primer lugar, la creación de máscaras alrededor de las células mediante la selección de la máscara - Segmento, luego deslice la línea que especifica el punto de corte de highlight las regiones que contienen células. Seguimiento de las regiones haciendo clic Máscara - seguimiento de partículas - rastreo de partículas básico.
  3. Re-dibujar el rendimiento de la inversión y la región del fondo cuando sea necesario.
  4. Exportación de la intensidad media de las regiones de interés en el transcurso del experimento. Haga clic en Estadísticas - Exportaciones - Datos Ratio / timelapse.
  5. Cuando la eficiencia de FRET y la cuantificación de la concentración de sustrato no es necesario, trazar el curso temporal de la relación de intensidad (de donantes ex Aceptador em, / Donante ex Donante em) como un proxy de la dinámica del sustrato. Para determinar la concentración citosólica, calcular la máxima y la mínima relación de cambio (es decir, en la saturación y la ausencia de sustrato, respectivamente),? R máx -? R min, mediante regresión no lineal de Δratio (Delta R) con la siguiente ecuación:
    ? R = [S] / (K d + [S]) x (? R min? R) +? R min
    donde [S] es la concentración de sustrato en el citosol. Utilizando los? R max - valores? R min obtenidos, la saturación (S) del sensor a una determinada? R se calcula como
    S = (? R -? R min) / (? R max - min? R)
    S además se puede convertir en la concentración de sustrato [S] utilizando la siguiente ecuación:
    S = [S] / (K d + [S])
    Nota: la intensidad de canal em Aceptador ex Aceptador debe ser también traza para examinar si la condición experimental influyó en la fluorescencia del aceptor directamente.
  6. Cuando se observa una deriva de referencia debido a la foto-blanqueo, realizar una corrección de la línea base. Para ello, trazar las intensidades de donante y aceptor en el tiempo (Figura 5A). Luego de identificar los puntos de tiempo utilizados para el the la línea de base, de acuerdo a la demora en el sistema de perfusión y la actividad de transporte de la célula particular (Figura 5B).
  7. Calcula un polinomio de ajuste que mejor describe la línea base. Entonces, normalizar la intensidad prima a partir de cada punto de tiempo de la línea de base (Figura 5C). Cálculo de la relación de intensidad (de donantes ex Aceptador em, / Donante ex Donante em) de los donantes y aceptores de intensidades normalizadas.

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Representative Results

Tiempo curso experimentos típicos se representan en la Figura 2. En estos experimentos, FRET sensores de glutamina con afinidades de 8 mM (FLIPQTV3.0_8m, Figura 2A y 2B) y 100 M (FlipQTV3.0_100 μ C y D) fueron co-expresada con un ASCT2 intercambiador de aminoácidos obligatoria 18 en células COS7 10. La afluencia de glutamina se detecta como el cambio en las relaciones de intensidad de fluorescencia entre el donante (mTFP1) y el aceptor (Venus) (Figura 2A y 2C). Flujo de salida de la glutamina en presencia de otro sustrato (Ala) también se demuestra claramente en estos experimentos. Con los dos sensores, intensidad de fluorescencia normalizados cambian recíprocamente (es decir, la intensidad de donante aumenta a medida que la intensidad aceptor disminuye, Figura 2B y 2D) en presencia del sustrato, lo que sugiere que el cambio de la relación observada es de hecho debido to el cambio en la eficiencia de FRET. Estos experimentos muestran que las concentraciones de glutamina en estas células fluctúan muy dinámicamente bajo la condición experimental; de la gama de detección de 100 sensor de M a la concentración cerca de saturación para el sensor de 8 mM.

Especificidades de sustrato de los transportadores también pueden ser examinados utilizando sensores, demostrado en la Figura 3. En estos experimentos las células fueron pre-cargados con glutamina, y luego se añadieron diversos aminoácidos al perfundido extracelular para examinar si esos aminoácidos pueden inducir flujo de salida de glutamina. Como era de esperar, sustratos ASCT2 (Ala, Ser, Cys, Thr, D-serina) inducida eflujo glutamina (Fig. 3A), mientras que los aminoácidos no-sustrato (Pro, His, Lys) no (Fig. 3B), corroborando con estudios previos 18. Por lo general, la especificidad del sustrato se mide por ensayos de competición usando un sustrato marcado con un isótopo de radio mezclado con sustrato competidor, Lo que es bastante laborioso y requiere una población de células que están expresando de manera uniforme el transportador a estudiar. Imágenes ópticas ejemplificada aquí ofrece un enfoque alternativo.

Cuando no se observan cambios en la eficiencia de FRET tras la adición del sustrato, varias razones podrían ser considerados. Una posible razón es la baja capacidad de absorción para el sustrato que está siendo probado y / o altas actividades de las enzimas que mantienen la concentración en las células. Por ejemplo, cambio de la concentración de glutamina fue mínima en células COS7 que no expresan transportador ASCT2 bajo la condición probada, a pesar de que esta línea celular puede crecer claramente en los medios de comunicación en la que la glutamina en la principal fuente de nitrógeno (Figura 4). Además, si la afinidad del sensor es demasiado alta o demasiado baja en comparación con la concentración intracelular, la mayoría de las proteínas sensor permanecen constitutivamente unido o no unido, respectivamente; por lo tanto, no hay cambio en la eficiencia FRET será Detected.

Figura 1
Figura 1. Configuración de un sensor de glutamina FRET. (A) Abierto (cian) y cerrados (amarillo) la conformación de glnH, glutamina unión a proteínas de E. coli. La posición donde se inserta mTFP1 está marcado en color magenta. (B) representaciones esquemáticas de sensores FLIPQTV_3.0.

Figura 2
Figura 2. In vivo mediciones de glutamina mediante sensores 100μ FLIPQ-TV3.0_8m y. (A) La relación venus/mTFP1 de células COS7 que expresan co-sensor de FLIPQ-TV3.0_8m y ASCT2-mCherry. mCherry etiqueta se utiliza para identificar las células que expresan el transporteer sin interferir los canales de emisión mTFP1 o Venus. Las células se sometieron a perfusión con tampón de HEPES de búfer de Hank (pH 7,35). Puntos de tiempo cuando se añadió glutamina extracelular (rojo) y alanina (azul) a los medios de perfusión se indican como cajas sobre el gráfico. Las líneas continuas y de trazos representan dos células individuales medidas en el mismo experimento. (B) Las intensidades de los donantes (mTFP1) y aceptor (Venus) canales en el experimento que se muestra en (A). Los valores fueron corregidos para photobleaching y normalizado a la línea de base. (C) y (D) Un experimento similar como en (A) y (B), realizado con células COS7 que expresan el sensor FLIPQ-TV3.0_100μ. (Modificado a partir de la Figura 10).

Figura 3
Figura 3. Eliminación de la glutamina celular Tediante el transportador ASCT2 en la presencia de aminoácidos externos, visualizado usando el sensor de FLIPQ-TV3.0_8m. (A) glutamina citosólica se exporta por la adición de extracelular Ala, Ser, Cys, Thr, y D-Ser. Puntos de tiempo cuando se añadieron glutamina extracelular (cuadros rojos) u otros aminoácidos (cajas azules) a los medios de perfusión se indican como cajas sobre el gráfico. (B) Adición de Pro, Lys, His (cajas negras) no altera la concentración de glutamina citosólica , mientras que la adición de Ala (cajas azules) promueve la exportación de glutamina. Las líneas continuas y de trazos representan dos células individuales medidas en el mismo experimento. Todos los aminoácidos se añadieron a 5 concentraciones externas mm. (Figura fue publicado originalmente en el 10).

Figura 4
Figura 4. La relación venus/mTFP1 de células COS7 correoXpressing sensor de FLIPQ-TV3.0_8m (A) y el sensor de 100μ (B). Las células fueron perfundidos con tampón de Hank tamponada con HEPES. Puntos de tiempo cuando se añadió glutamina extracelular (5 mM) a los medios de perfusión se indican como cajas de color rojo sobre el gráfico. Las líneas continuas y de trazos representan dos células individuales medidas en el mismo experimento.

La figura 5
Figura 5. Corrección para photobleaching. (A) cruda intensidad de dos células representadas en la Figura 2A y 2C. (B) puntos de datos que fueron seleccionados para el cálculo de las líneas de base. Curvas de ajuste polinómico se muestran en la figura. (C) Las intensidades de los canales mostrados en A, normalizado contra la línea de base calculada en B. El conjunto de datos utilizado en esta figura es IDEntical a la que se muestra en la Figura 2A y 2C.

La figura 6
Figura 6. In vivo utilizando mediciones de glutamina sensor de FLIPQ-TV3.0_1.5m. (A) La relación venus/mTFP1 de células COS7 que expresan co-sensor de FLIPQ-TV3.0_1.5m y ASCT2-mCherry. tag mCherry se utilizó para identificar las células que expresan el transportador sin interferir los canales de emisión mTFP1 o Venus. Las células se sometieron a perfusión con tampón de HEPES de búfer de Hank (pH 7,35). Puntos de tiempo cuando se añadió glutamina extracelular (rojo) y alanina (azul) a los medios de perfusión se indican como cajas sobre el gráfico. Las líneas continuas y discontinuas representan dos células individuales medidas en el mismo experimento. (B) Las intensidades de los donantes (mTFP1) y aceptor (Venus) CanalesEn el experimento mostrado en (A). Los valores fueron corregidos para photobleaching y normalizado a la línea de base.

Tiempo (min) Solución A Solución B Solución C Solución D Solución E Solución F
0 válvula en
2 la válvula de válvula en
4 válvula en la válvula de
6 la válvula de válvula en
8 válvula en la válvula de 10 la válvula de válvula en
12 válvula en la válvula de
14 la válvula de válvula en
16 válvula en la válvula de
18 la válvula de válvula en
20 válvula en la válvula de
22 la válvula de válvula en
24 válvula en la válvula de 26 la válvula de válvula en
28 válvula en la válvula de
30 la válvula de válvula en
32 válvula en la válvula de
34 la válvula de

. Tabla 1 Ejemplo de protocolo de perfusión utilizado en este experimento Solución A:. 9,7 g de sal de Hank (H1387), 0,35 g de NaHCO3, 5,96 g de HEPES a 1 L de pH se ajustó a 7,35 con NaOH Solución B:. Solución A + 0,04 mM Gln Solución C:.. Solución A + mM Gln 0,2 Solutiones de D:. Solución A + 1 mM Gln solución E:. Solución A + 5 mM Gln Solución F: Solución A + mm Ala 5

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Discussion

El éxito de los experimentos de imagen depende de algunos factores críticos. Uno de estos factores es la afinidad de sensores utilizado, como se discutió anteriormente. Concentración absoluta del sustrato en el compartimiento subcelular de interés, sin embargo, es a menudo desconocida. Por lo tanto le recomendamos probar múltiples sensores con afinidades escalonados para encontrar el que funciona mejor bajo la condición experimental deseado. Por ejemplo, en nuestro caso transfectadas las células COS7 con sensores de glutamina con 1.5μ, 100μ, 2 m, y 8m (figura 3 y datos no presentados).

Otro factor importante es el nivel de expresión de proteínas de sensores. El nivel de expresión requerido para la detección varía entre, experimentos, Por ejemplo, cuando un evento de corta duración (por ejemplo, solo potencial de acción) necesita ser observado un mayor nivel de expresión podría ser necesario 19. Por lo tanto, en la mayoría de los casos, el nivel requerido debe ser empiricallY determinado. Si existe el objetivo en muy baja concentración en la célula, la perturbación de los procesos endógenos debido a orientar el agotamiento puede ser un problema 20. Un ensayo independiente para evaluar esta posibilidad, si está disponible, por lo tanto deseable. En los experimentos que se muestran en este artículo, la expresión de proteínas impulsada por el promotor de CMV se encontró que era suficiente. En situaciones en las que los promotores con actividades mucho más débiles necesitan ser utilizado, ajustes para aumentar las intensidades de señal pueden llegar a ser necesario. Por ejemplo, el compromiso entre la intensidad de la señal y de fotoblanqueado durante la exposición tiene que ser alcanzado. Además de un mayor tiempo de exposición, como factores tales como el brillo de los fluoróforos, el cambio de intensidad máxima del sensor, binning, y la sensibilidad de la cámara CCD se pueden cambiar para mejorar la intensidad de la señal.

Cuando no se observa ningún cambio de la relación bajo la condición experimental a pesar de que los dos criterios anteriores es probable que loscumplirse, es posible que la homeostasis celular para el metabolito o ion dado es suficiente para enmascarar la actividad de transporte fuerte (ver la sección de resultados). En tales casos, las líneas celulares con diferentes actividades bioquímicas pueden ser necesarias como un fondo para detectar las actividades del transportador 10, 21.

Mientras que estos sensores permiten a uno supervisar la dinámica de concentración del sustrato en una resolución mucho mayor espacio-temporal que los métodos basados ​​en extracción-, determinación de la concentración absoluta requiere nuevas medidas experimentales y consideraciones. Por lo general, la concentración de sustrato se calcula en el supuesto de que la afinidad del sensor, por lo general calculado por titulación de la proteína purificada del sensor, no se modifica cuando se expresa en la célula. La concentración se calcula utilizando la siguiente isoterma de unión única,

[S] = Kd x (r - r min) / (r </ Em> max - r)

[S] es la concentración de sustrato, Kd es la constante de disociación determinada in vitro, r es la relación de aceptor / donante observado en un punto de tiempo dado, R min es la relación de aceptor / donante cuando los sensores están en la forma apo, y R max es la relación de aceptor / donante cuando todos los sensores están unidos al sustrato. Rmin y Rmax son influenciados por parámetros tales como la concentración de sensores, la configuración de imagen utilizadas y la composición de la Millett celular, y por lo tanto necesitar ser medido in situ . Para determinar los valores máximos r r min y, las condiciones experimentales que permite la modificación de la concentración de sustrato intracelular se convierte en necesario. Por ejemplo, los ionóforos selectivos (por ejemplo, ionomicina para el Ca 2 +) 22 o un reactivo de perforación tal como digitonin 23 se puede utilizar para equilibrar la concentración de sustrato intracelular con la concentración externa.

Una de las limitaciones en el tipo de experimentos demostrados en este protocolo es el bajo rendimiento; el análisis se limita al análisis de un metabolito en un número relativamente pequeño (<10) de las células. Los avances tecnológicos se están haciendo, sin embargo, para superar esas limitaciones. Por ejemplo, con el avance en, cribado de alto contenido automatizado, ahora es posible utilizar sensores codificados genéticamente en combinaciones con pequeña molécula o RNAi biblioteca; las células que expresan un biosensor se pueden cultivar en un formato de alto rendimiento (por ejemplo, 96 - o 384 pocillos), a continuación, los pocillos individuales se pueden tratar con cualquiera de ARNsi o productos químicos y la imagen. Estos experimentos permiten la identificación de las construcciones de siRNA o productos químicos que perturban el proceso biológico que se puede observar por el biosensor 24 25. Otra emocionante inclusión avance recientedes el desarrollo de un flujo de microfluidos resuelta en el tiempo citómetro, que permite la detección de alto rendimiento de cambio en la eficiencia de FRET en un nivel celular 26. Estos avances técnicos ayudarán descubrimientos de nuevos candidatos a fármacos y nuevos componentes en los procesos biológicos.

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Disclosures

No hay nada que revelar.

Acknowledgements

Este trabajo fue apoyado por el NIH subvención 1R21NS064412, subvención NSF 1052048 y Jeffress Memorial Trust subvención J-908.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Inverted fluorescent microscope Olympus IX81F-3-5 An equivalent inverted fluorescent microscope from other suppliers would also be appropriate.
Excitation filter (mTFP1) Omega Optical 3RD450-460 Band width 450-460 nm
Excitation filter (Venus) Chroma ET500/20 Band width 490-510 nm
Emission filter (mTFP1) Chroma HQ495/30m Band width 475-505 nm
Emission filter (Venus) Chroma ET535/30m Band width 520-550 nm
Dichroic mirror (FRET channels) Chroma 470dcxr Long pass, 470 nm cut off
Dichroic mirror (YFP channel) Chroma 89002bs Passes 445-490 nm, 510-560 nm, 590-680 nm
mCherry filter set Chroma 49008 Excitation 540-580 nm, long pass dichroic with 585 nm cut off, emission filter 595-695 nm
Light source Olympus U-LH100L-3-5 LED- or halogen light source that produces stable light intensity, mercury lamps are not recommended
CCD camera Qimaging Rolera-MGi EMCCD
Apochromatic fluorescence objective Olympus
Perfusion system, ValveBank II AutoMate Scientific [01-08] Other perfusion systems that allow fast solution exchange would also work
Laminar-flow chambers C&L Instruments VC-MPC-TW Other larminar-flow chambers would also work.
Chambered slide Lab-Tek 154534 For open-chamber experiments
Perfusion pump Thermo Scientific 74-046-12131 For open-chamber experiments
Software supporting ratiometric measurements Intellegenent Imaging Innovation Slidebook 5.5
Laminar flow biosafety cabinet ESCO LA-3A2
Isotemp CO2 Incubator Thermo Scientific 13-255-25
Dulbecco's MEM (DMEM) Hyclone SH30243.01
Cosmic calf serum Hyclone SH3008703
Penicillin/streptomycin Hyclone SV30010
Serum-free medium for transfection (OPTI-MEM I) Invitrogen 31985 Used with Lipofectamine 2000
Poly-L-Lysine solution Sigma P4707
25 mm circular glass cover slips Thermo Scientific 12-545-102 In case VC-MPC-TW is used
Lipofectamine 2000 Invitrogen 11668027 Other transfection reagents can also be used.
Solution A (Hank's buffer) 9.7 g HANK salt (Sigma H1387), 0.35 g NaHCO3, 5.96 g HEPES to 1 L, pH adjusted to 7.35 with NaOH
Solution B Solution A + 0.04 mM Gln
Solution C Solution A + 0.2 mM Gln
Solution D Solution A + 1 mM Gln
Solution E Solution A + 5 mM Gln
Solution F Solution A + 5 mM Ala

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References

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