Live Cell Imaging von primären Ratten-Kardiomyozyten Neonatal Nach Adenovirale und Lentivirale Transduktion mittels konfokaler Mikroskopie Spinning-Disk-

Biology

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Sakurai, T., Lanahan, A., Woolls, M. J., Li, N., Tirziu, D., Murakami, M. Live Cell Imaging of Primary Rat Neonatal Cardiomyocytes Following Adenoviral and Lentiviral Transduction Using Confocal Spinning Disk Microscopy. J. Vis. Exp. (88), e51666, doi:10.3791/51666 (2014).

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Abstract

Primäre Ratten-Herzmuskelzellen Neugeborenen sind bei der Grundlagenforschung in vitro Herz-Kreislauf, weil sie leicht in großen Stückzahlen getrennt werden, in einem einzigen Verfahren. Aufgrund der Fortschritte in der Mikroskoptechnik ist es relativ einfach, Live-Cell-Bilder für die Zwecke der Untersuchung zellulärer Ereignisse in Echtzeit mit minimaler Besorgnis über Phototoxizität zu den Zellen zu erfassen. Dieses Protokoll beschreibt, wie man Live-Cell-Zeitrafferbilder von primären Ratten-Herzmuskelzellen nehmen Neugeborenen mit einem konfokalen Mikroskop Spinning-Disk folgende lentiviralen und adenovirale Transduktion, um die Eigenschaften der Zelle zu modulieren. Die Anwendung von zwei unterschiedlichen Arten von Viren macht es einfacher, eine geeignete Übertragungsrate und die Expressionsniveaus für zwei unterschiedliche Gene zu erreichen. Nun konzentriert Lebendzell Bilder können mit Autofokus-System des Mikroskops, die stabile Fokus für lange Zeiträume beibehält, erhalten werden. Gemäss dieser Methode werden die Funktionen von exogen Ingenieured Proteinen in kultivierten primären Zellen exprimiert werden, können analysiert werden. Zusätzlich kann dieses System verwendet, um die Funktionen von Genen durch die Verwendung von siRNAs sowie von chemischen Modulatoren zu untersuchen.

Introduction

Primäre Ratten-Herzmuskelzellen Neugeborenen haben lange für die Untersuchung von Herzmuskelzellen in vitro Funktion 1 verwendet. Sie sind leicht zu von Rattenjungen von mehreren etablierten Methoden 4.2 zu isolieren. Das häufigste Verfahren verwendet Kollagenase oder Trypsin Bindegewebe des Herzens vor der Zellisolierung zu verdauen. Die Forscher haben auch Methoden zur Isolierung von Herzmuskelzellen aus adulten Nagetieren 5-8 sowie 9,10 neugeborenen Mäusen entwickelt.

Dieses Protokoll beschreibt ein Verfahren zum Isolieren von Kardiomyozyten aus neonatalen Ratten-Jungtieren unter Verwendung einer zweistufigen Enzymverdauung Verfahren. Trypsin wird zuerst verwendet, O / N bei 4 ° C und anschließend gereinigten Collagenase bei 37 ° C. Inkubation des Herzgewebes mit Trypsin O / N bei 4 ° C reduziert die notwendigen Schritte Ernten der Zellen im Vergleich zu Verfahren mit sequentieller Inkubation in einem warmen Enzymlösung 2. Zusätzlich kann durch Verwendung von gereinigtem Collagenase anstatt rohe Enzyme können von Los zu Los-Variabilität eliminiert werden, wodurch eine verbesserte Reproduzierbarkeit.

Funktionsstudien eines bestimmten Proteins verwenden oft ein Protein-Expressionssystem unter Verwendung eines Adenovirus, 11-13 und / oder ein Lentivirus 14-16. [WARN HINWEIS] Die Virusproduktion und Manipulation sollte nach den NIH-Richtlinien durchgeführt werden.

Das Adenovirus nicht in das Wirtsgenom zu integrieren. Es hat einen sehr hohen Transduktionseffizienz in den meisten Zelltypen, einschließlich teilende Zellen und nicht-teilende Zellen, wie auch primäre Zellen und etablierten Zelllinien. Dies macht das Adenovirus eine zuverlässige Vektor zur Genexpression. Hohe Konzentrationen des Proteins von dem Adenovirus-Vektor codiert entwickeln innerhalb von 48 Stunden nach Transduktion, und sie für 17 Wochen dauern. Ein Nachteil der Verwendung eines Adenovirus für die Proteinexpression ist jedoch, daß die Entwicklung eines rekombinanten adenovirus ist sowohl kompliziert als auch zeitaufwendig. Dieser Nachteil erklärt zum Teil, warum viele Forscher Lentiviren worden Drehen für rekombinante Genexpression. Im Gegensatz zu adenoviralen Konstrukte, wodurch eine lentiviralen Konstrukt ist schnell und einfach. Obwohl Lentiviren haben geringere Effizienz der Transduktion als Adenoviren, in beiden Teilen und nicht-teilende Zellen, sie in das Wirtsgenom zu integrieren. Folglich ist die Expression des transduzierten Gens für Lentiviren als für Adenoviren stabiler.

Aufgrund technologischer Fortschritte in der Mikroskopie, ist es viel einfacher, lebende Zellbilder von Zellen, die rekombinanten Proteine ​​zu erfassen. Dies gilt auch bei Videorate Geschwindigkeiten des Erwerbs. Dies ermöglicht dem Prüfer, um festzustellen, wie bestimmte Veränderungen in dem Protein von Interesse in funktioneller Einfluss auf die Zelle in Echtzeit. Das konfokale Spinning-Disk-Mikroskop hat mehrere Eigenschaften, die es eine optimale Technik für liv machenE-Cell-Imaging 18,19. Die Yokogawa Spinning Disc ermöglicht viel schnellere Bildaufnahme, während zur gleichen Zeit nutzen weit weniger Strom als Laserpunkt konfokalen Mikroskopen. Beide dieser Besonderheiten sind aufgrund der sich drehenden Scheibe, die eine Vielzahl Löcher, durch die konfokale Laser gelangt gleichzeitig an die Proben enthält. Während der Erwerb, die Festplatte selbst dreht sich schnell und kontinuierlich 18-20. Durch die Verwendung des Autofokus-Systems des Mikroskops wird eine stabile Fokus über lange Zeiträume aufrechterhalten. Diese ermöglicht es Forschern, gut fokussierte Bilder Live Cell nehmen. Erworbene Bilder werden als Filmdatei gespielt. Die Bilder werden mit Bildanalyse-Software wie ImageJ 21,22, FIJI 23 oder anderen im Handel erhältlichen Software analysiert.

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Protocol

1. Isolierung von neonatalen Ratten-Kardiomyozyten

  1. Verwenden Dulbecco modifiziertem Eagle-Medium (DMEM) und Minimum Essential Medium (MEM) mit fötalem Rinderserum (FBS) und Penicillin / Streptomycin (P / S) als Kulturmedium ergänzt. Hinzufügen Bromdesoxyuridin (BrdU) in das Medium, um das Wachstum von Fibroblasten für die ersten 2 Tage nach der Isolation zu verhindern.
Basismedium FBS BrdU (mM) P / S (U / ml)
Auswahl DMEM 10% 0 20
Der erste Tag DMEM 10% 0,1 10
Am nächsten Tag DMEM / MEM 5% 0,1 10
Weitere Kultur DMEM / MEM 5% 0 10

Tabelle 1:. Medium für neonatale Rattenherzmuskelzellen Verwenden Sie diese Medien für die Kultivierung von neonatalen Ratten-Herzmuskelzellen. DMEM / MEM 1:1 Mischung von DMEM und MEM-Medium.

  1. Cardiomyocyte Isolation, Tag 1 (Geschätzte benötigte Zeit, ca. 1 Std.)
    HINWEIS: Für die Arbeit mit Neugeborenen Nagetiere, beziehen sich auf lokale Universität Richtlinien und Regeln von Tierpflege-Programme eingestellt, und sich an institutionell genehmigten Tier Protokolle. Alle in diesem Protokoll beschriebenen Methoden wurden von der Institutional Animal Care und Verwenden Ausschuss der Yale Tier Resource Center genehmigt worden.
    1. Bereiten Reagenzien und Werkzeuge: Calcium-und Magnesium-freie Hank-Salzlösung (CMF HBSS), 30 x 2 ml, 10 ml x 2, auf Eis; 1 mg Trypsin, mit 2 ml CMF-HBSS, auf Eis rekonstituiert; autoklaviert Werkzeuge; 70% Ethanol (EtOH) in 250 ml-Becher; vier sterilisiert 10 cm Kunststoffschalen, drei für die Isolierung der Herzen und eine für Trypsinierung.
    2. Bestellen 1 litter von 1-zu-2-Tage alten Rattenjungen (ca. 10 Jungtiere) mit ihren Damm von einem Versuchstier Verteiler.
    3. 1. Tag, Transfer Welpen zu kleinen Käfig und einschläfern Damm mit einer Ketamin / Xylazin-Cocktail (Ketamin und Xylazin 200ml/10g 20ml/10g) Überdosis.
    4. Nehmen Sie einen Welpen und zu sterilisieren seinen ganzen Körper mit 70% EtOH. Enthaupten Welpen mit gepflegten scharfen chirurgischen Schere auf einem sterilisierten 10 cm Kunststoffschale an einer von anderen Welpen isoliert.
      HINWEIS: Um so schnell wie möglich die Proben zu sammeln, ist es am besten, um die schnellste und effiziente Verfahren für die Beendigung des Lebens der Nager zu verwenden. Enthauptung, wenn sie richtig durch qualifizierte Fachkräfte mit gut gewartete Geräte verwendet werden, können in weniger Furcht und Angst für das Tier führen und sein schneller und praktischer als andere Formen der Euthanasie. Er steht im Einklang mit den Empfehlungen der American Veterinary Medical Association Richtlinien für die Euthanasie von Tieren.
    5. Er schlug entfernenKunst mit sterilisierten Instrumente und legte Herz in 30 ml Eis gekühlt CMF HBSS in 50 ml konischen Röhrchen. HINWEIS: so schnell wie möglich entfernen, die Herzen und legte sie sofort auf Eis. Nach dem Entfernen der Herzen aus dem Körper, sollten alle Verfahren auf Eis durchgeführt werden.
    6. Sammle 5 Herzen in 30 ml Eis gekühlt CMF HBSS und die restlichen 5 Herzen in weiteren 30 ml Eis gekühlt CMF HBSS. Schwenken Sie die Röhre, um die Herzen zu spülen. HINWEIS: Nach diesem Schritt führen Sie alle Verfahren in einer Steril.
    7. Überstand verwerfen und übertragen die Herzen zu einem neuen sterilisiert 10 cm Kunststoffschale auf Eis. HINWEIS: Achten Sie darauf, die Herzen mit der Wasserstrahlpumpe absaugen.
    8. Entfernen Sie den großen Schiffen und / oder unerwünschte Gewebe. 10 ml Eis gekühlt CMF HBSS in die Schale, um die Herzen zu spülen.
    9. Übertragen Sie alle Herzen zu einem neuen sterilisiert 10 cm Kunststoffschale auf Eis. Mince die Herzen mit einer Schere auf weniger als 1 mm 3 auf Eis.
    10. In 9 ml CMF HBSS gekühlt. 1 ml der gekühlten Trypsin Rekonstitutionmit CMF-HBSS (final 50 ug / ml) tuierten.
    11. Verschließen Sie die Schüssel mit Parafilm und bedecken Sie es mit Aluminiumfolie, dann legen Sie sie in kaltem (4 ˚ C) über Nacht.
  2. Cardiomyocyte Isolation, Tag 2 (Geschätzte benötigte Zeit, ca. 4 Stunden)
    1. Bereiten Reagenzien und Instrumente: 50 ml konischen Röhrchen x 2; 2 mg Trypsin-Inhibitor, mit 1 ml CMF-HBSS, auf Eis rekonstituiert; 1500 Einheiten Kollagenase, mit 5 ml Leibovitz L-15, bei Raumtemperatur (RT) rekonstituiert; Leibovitz L-15, mit 1 Liter sterilisiertes Wasser rekonstituiert und durch ein 0,22-Mikron-Filter, 8 ml bei RT; 10 mg / ml (32,6 mM) BrdU in Wasser; P / S; DMEM + 10% FBS; MEM; zwei 10 cm Zellkulturschalen; 3,5 cm Glasboden Gerichte.
    2. Tag 2, Vorbereitung Gelatine beschichteten Schalen. 1 ml der 0,1% igen Gelatinelösung zu beschichten, eine Bodenschale 3.5 cm Glas für ein Imaging-Experiments. Gerichte bei 37 ˚ C für mehrere Stunden, dann absaugen und entsorgen Gelatine-Lösung vor dem Gebrauch.
      NOTE: Ein 3,5 cm Glasbodenschale ist geeignet für ein bildgebendes Experiment mit einem Fluoreszenzmikroskop. Zur Extraktion von Proteinen aus primären Kardiomyozyten zur Proteinexpression durch Western-Blot (WB) zu erkennen, werden 0,1% Gelatine beschichtete Zellkulturschalen verwendet werden.
    3. Übertragen Sie alle Herzgewebe durch Trypsin über Nacht mit Puffer auf 50 ml konischen Röhrchen auf Eis in der sterilisierten Kapuze verdaut. 1 ml der Trypsin-Inhibitor in CMF-HBSS (final 182 ug / ml). Schließen Sie den Deckel von 50 ml konischen Röhrchen fest, um eine Kontamination zu verhindern.
    4. Das Röhrchen für ca. 30 min in einem 37 ˚ C Inkubator, um Gewebe erwärmen und Puffer zu 30-37 ˚ C. 5 ml Kollagenase in Leibovitz L-15 (final 94 Einheiten / ml). Bei 37 ˚ C für 45 min unter leichtem Schütteln (170-200 rpm Schüttler in 37 ˚ C Inkubator).
      HINWEIS: Dieser Schritt kann außerhalb der Sterilbank durchgeführt werden. Alle nachfolgenden Schritte bei RT durchgeführt werden.
    5. Desinfektion der Außenseite einer 50 ml konischen Röhrchen mit 70% EtOH und legtees in der sterilisierten Kapuze.
    6. Verreibung Gewebe mit Auto Pipette mit Pipettieren mit 3 ml / sec Geschwindigkeit 20 mal. Lassen Gewebereste für 3 min mit einer 70 um Zellsieb begleichen und filtern den Überstand.
      HINWEIS: Eine regelmäßige Größe 10 ml Pipette kann für das Verreiben verwendet werden.
    7. 5 ml des Leibovitz L-15 auf die verbleibenden Gewebeklumpen und verreiben und Filtern der Überstand wieder. Waschzelle Sieb mit 2 ml der Leibovitz L-15.
    8. Zeigen gefiltert Zell-Lösung in einer Haube für 20 bis 60 min, damit Kollagenase, die teilweise abgebauten Kollagen zu verdauen.
    9. Sediment-Zellen bei 100 x g für 5 min. Resuspendieren Zellen in 20 ml DMEM mit 10% FBS und hoher Konzentration P / s (20 U / ml).
    10. Pre-Platte Zellen auf zwei 10 cm Zellkulturschalen für 1 h in CO 2-Brutschrank bei 37 ˚ C für Kardiomyozyten Auswahl. HINWEIS: Die Fibroblasten befestigen leichter an der Unterseite der Schale als Kardiomyozyten.
    11. While Warte, bereiten DMEM mit 10% FBS, P / S (10 U / ml) und 0,1 mM BrdU. 1 ml 10 mg / ml BrdU bis 325 ml DMEM mit 10% FBS und P / S.
    12. Swirl Gerichte schonend und sammeln die Kardiomyozyten enthaltende Überstand von zwei 10-cm-Schalen.
      HINWEIS: Die meisten Kardiomyozyten wird immer noch im Überstand nach 1 h Inkubation schwimm werden. Um eine Kontamination mit Fibroblasten, die leicht an der Schale befestigt sind zu vermeiden, den Überstand nicht durch Pipettieren sammeln.
    13. Optional> Zählen von Zellen im Überstand mit und ohne 0,2% Trypanblau, um die Lebensfähigkeit der Zellen zu überprüfen.
    14. Sediment-Zellen bei 100 x g für 5 min. Resuspendieren Zellen in DMEM mit 10% FBS, P / S (10 U / ml) und 0,1 mM BrdU. Platten Zellen bei 2 × 10 5 Zellen / Schale in gelatinebeschichteten 3,5 cm Glasbodenschalen für die Beobachtung mit dem Mikroskop. HINWEIS: Bitte nicht stören-Zellen nach der Beschichtung mindestens 24 Stunden im CO 2-Inkubator bei 37 ˚ C.
    15. Tag 3, Change Medium 24 Stunden nach dem Plattieren auf DMEM / MEM, enthaltend 5% FBS, P / S und 0,1 mM BrdU.
    16. Tag 4, Änderungsmedium 48 Stunden nach dem Plattieren auf DMEM / MEM, enthaltend 5% FBS und P / S.
      HINWEIS: Ändern Medium alle 2-3 Tage mit DMEM / MEM, enthaltend 5% FBS und P / S.

2. Lentivirale Transduktion

  1. Die Verpackung der lentiviralen Plasmide
    Hinweis: Bitte beziehen Sie sich auf andere Quellen für weitere ausführliche Informationen zu diesem Thema 24-26. Es wird über 3 Tage, um den lentiviralen Lösung herzustellen. Es ist am besten an die frische lentiviralen Lösung verwenden, um höhere Übertragungseffizienz zu erreichen. Starten Sie die Verpackung der lentiviralen Plasmide und Isolierung von neonatalen Ratten-Kardiomyozyten parallel. Anstelle der Verwendung von Polyethylenimin (PEI) 27 zum Verpacken von lentiviralen Plasmide, kann ein handelsüblicher Transfektionsreagenz verwendet werden. Folgen Sie den Anweisungen des Herstellers.
    1. Bereiten Reagenzien und Instrumente; HEK293T-Zellen, 10 cm Zellkulturschalen, lentiviralen Plasmid Lösungen (pMDLg / pRRE, pRSV-Rev, pMD2.G, lentiviralen Transfervektor, 1,0 mg / ml), 1 g / l PEI, serumfreies Medium, 20 mM Chloroquin in Wasser, 10% Bleichmittel, 1% SDS in 70% EtOH
    2. Tag 0, Platten 2-2,5 x 10 6 HEK 293T-Zellen pro 10 cm Schale am Tag vor der Transfektion.
      HINWEIS: 30-60% Konfluenz bei der Transfektion ist optimal.
    3. Tag 1, Vorbereitung PEI Transfektionslösung. In 30 ul von 1 g / l PEI zu 960 ul Serum-freien Medium in einem 1,5-ml-Tube. In vier Plasmide in der PEI-Transfektion Lösung in 1,5-ml-Röhrchen und mit Anzapfung mischen.
    Name des Plasmid Anmerkung Größe (kb) Volumen aufgenommen (ml) Endbetrag in 10-cm-Spiegel (mg) Endgültige Konzentration in 10-cm-Spiegel (PM)
    Lentiviralen Transfervektor Gen kodiert zu verpackenden 9-13 3,6-5,2 3,6-5,2 60
    pMDLg / pRRE drückt HIV-1 gag / pol 8.8 1,76 1,76 30
    pRSV-Rev drückt HIV-1-rev 4.1 0,82 0,82 30
    pMD2.G drückt VSV-G 5.8 1,16 1,16 30

    Tabelle 2:. Die Höhe der Plasmide für die lentiviralen Verpackungs Verwenden Sie diese Plasmid beträgt HEK293 Transfektion von Zellen in 10 cm-Schalen. Endgültige Höhe der lentiviralen Transfervektor pro Schale kann je nach seiner Größe unterscheiden, pflegen Endkonzentration pro Gericht bei 60 pM. Mittleres Molekulargewicht von einem Basenpaar einer doppelsträngigen DNA ist 660 Dalton.

    1. Entsorgen Sie alte Mediumvon 10 cm Schale von HEK 293T-Zellen, und sanft hinzufügen 9 ml neues Medium (DMEM + 10% FBS, ohne P / S).
    2. In PEI-DNA-Gemisch vorsichtig tropfenweise auf die Platte und schwenken mit Medium mischen. In 10 ul 20 mM Chloroquin (letzten 20 uM) bis 10 ml Medium. HINWEIS: Chloroquin wird angenommen, dass die Zersetzung von Plasmid-enthaltenden Transfektionskomplexen durch teilweise Neutralisation der pH-Wert im lysosomalen Kompartimenten 28 zu reduzieren.
    3. Inkubation in CO 2-Brutschrank bei 37 ˚ C für 6 Stunden. Dann entfernen Medium, das die PEI-DNA-Gemisch und 10 ml neues Medium (DMEM + 10% FBS + 20 mM 4 - (2-Hydroxyethyl)-1-piperazinethansulfonsäure (HEPES), pH 7,4 + P / S) . HINWEIS: Nach der Inkubation Virus wird im Medium hergestellt werden. Ansaugrauchmelder Pasteur Pipetten und / oder Tipps um 10% Bleichmittel dekontaminiert werden. Immer dekontaminieren biologischen Sicherheitsschrank Oberfläche und potenziell kontaminierten Geräten mit 70% EtOH unabhängig davon, ob Überstand wurde verschüttetoder nicht. Wenn Verschütten stattgefunden hat, ist eine gründliche Dekontamination mit 1% SDS in 70% EtOH erforderlich.
    4. Tag 2-3, Inkubation in CO 2-Brutschrank bei 37 ˚ C für 48-72 Stunden. 4. Tag, sammeln lentiviralen-Lösung (weiter Abschnitt 2.2).
      HINWEIS: Medium kann zu 48 Stunden nach der Transfektion geändert werden. Sammeln Virusüberstand zu 48 Stunden und 72 Stunden zweimal kann erreichen, um höheren Titer Virus-Lösungen zu erhalten.
  2. Sammlung von lentiviralen Lösung und Transduktion
    1. Bereiten Reagenz und Werkzeuge: 15 ml konische Röhrchen, 1 M HEPES, pH 7,4 (0,22 um gefiltert)
    2. Tag 4, Sammeln Überstand, Lentivirus-Partikel (lentiviralen Lösung) mit 10 ml sterilisiertem Luer-Lok-Spritze, dann auswählen, den Überstand durch ein 0,45 &mgr; m in einem 15 ml konischen Röhrchen filtern. 1/100 Volumen 1 M HEPES, pH 7,4, zu filter lentiviralen Lösung (10 mM final).
      HINWEIS: Zum Filtern, verwenden Sie nur Zellulose-Asstate oder Polyethersulfon (PES) (niedrige Proteinbindung)-Filter. Verwenden Sie keine Nitrocellulosefilter. Nitrocellulose bindet Oberflächenproteine ​​auf der lentiviralen Hülle zerstört und das Virus.
    3. Entfernen Medium von 3,5 cm Gerichte der Ratte neonatalen Kardiomyozyten, im letzten Schritt von Abschnitt 1.2 erhalten, 1 ml der gefilterten lentiviralen Lösung des 3,5-cm-Spiegel.
    4. <Optional> In Hexadimethrinbromid (Endkonzentration 4-6 ug / ml).
      HINWEIS: Hexadimethrinbromid kann lentiviralen Transduktionseffizienz zu verbessern. Konzentration von Hexadimethrinbromid optimiert werden.
    5. Inkubieren Gericht für 6 Stunden in CO 2-Brutschrank bei 37 ˚ C für lentivirale Transduktion, dann ändern, um neue Medium DMEM / MEM mit 5% FBS und P / S. Inkubieren Schale in CO 2-Inkubator bei 37 ˚ C für 3 Tage.
      HINWEIS: Die Integration des exogenen Gens in das Wirtsgenom durch Lentivirus ist als von 72 Stunden abgeschlossen werden.
    6. Tag 7 Zellen aus Schritt 2.2.5 für den nächsten Schritt. HINWEIS: Die Protein-Expression von der lentiviralen Plasmid kann von WB oder Immunzytochemie (ICH) nach 48-72 Stunden der Transduktion, um die relative Expressionsniveau bestimmen, bestätigt werden (Abbildung 1a und 1b).
  3. Die Konzentration der Lösung lentiviralen
    HINWEIS: Es ist am besten, frischen lentiviralen Lösung, um höchste Übertragungswirkungsgrade zu verwenden, wenn die Lösung lentiviralen Titer nicht hoch genug ist, die lentiviralen Lösung kann durch Polyethylenglykol (PEG)-Niederschlag 29 konzentriert werden.
    1. Herstellung von 4x PEG-Lösung (32% PEG 6000, 400 mM Natriumchlorid (NaCl), 40 mM HEPES pH 7,4)
      1. Für 4x 125 ml PEG-Lösung, wiegen 40 g PEG 6000, dann löst ihn in 60 ml Wasser.
        HINWEIS: HINWEIS: (. Dh Durchschnittsmolekulargewicht von PEG 6000 ist 6000) Die Zahl nach PEG ist das mittlere Molekulargewicht
        HINWEIS: 2.3.1.2) langsam 10 ml5 M NaCl. Langsam 5 ml 1 M HEPES pH 7,4. PH-Wert auf 7,4 mit 2 M Natriumhydroxid.
        HINWEIS: 2.3.1.3) Wasser hinzu, bis 125 ml. Sterilisieren 4x PEG-Lösung durch Membranfiltration mit einem 0,22 um Filter und speichern sie bei 4 ˚ C.
    2. Lentiviren Konzentration
      1. Filter lentiviralen Transduktion Überstand in neue 50-ml-Tube mit einem 0,45 um-Filter.
        HINWEIS: 2.3.2.2) hinzufügen 4x PEG-Lösung im Verhältnis 1:3 (PEG-Lösung: Überstand = 1,3). Lagern bei 4 ˚ C für 16-48 Stunden.
        HINWEIS: 2.3.2.3) Zentrifuge bei 2.600 x g bei 4 ˚ C für 30 min. Überstand verwerfen und die Zentrifuge bei 2.600 x g bei 4 ˚ C für 5 min.
        HINWEIS: 2.3.2.4) Überstand verwerfen vorsichtig, damit das Pellet aufzurühren. Resuspendieren Pellet in serumfreiem Medium unter Verwendung von 1/2 bis 1/25 Volumen des ursprünglichen Überstandvolumen.
        HINWEIS: 2.3.2.5) direkt verwenden oder einfrieren mit flüssigem Stickstoff bei -80 ˚ C lagern

3. Adenovirale Übertragung

Hinweis: Bitte beziehen Sie sich auf andere Quellen für Methoden zur Konstruktion und Vermehrung von adenoviralen Konstrukte 13. Ansaugrauchmelder Pasteur Pipetten und / oder Tipps um 10% Bleichmittel dekontaminiert werden. Immer dekontaminieren biologischen Sicherheitsschrank Oberfläche und potenziell kontaminierten Geräten mit 70% EtOH unabhängig davon, ob Überstand wurde verschüttet. Wenn Verschütten stattgefunden hat, ist eine gründliche Dekontamination mit 1% SDS in 70% EtOH erforderlich.

  1. Adenovirale Titration um 50% Gewebekulturinfektionsdosis (TCID 50)
    HINWEIS: Bevor Übertragung, ist es notwendig, den Adenovirus-Stammlösung titriert. KID 50 ist eine der besten Methoden, um die virale Lösung titriert. Da die Methode wertet einen Titer durch einen infektiösen Fähigkeit, HEK 293T-Zellen, berechnet TCID 50 gibt den tatsächlichen Infizierbarkeit des Adenovirus Lager. Die PFU (Plaque-bildenden units) ist proportional zu der TCID 50 mit einem Faktor von etwa 0,56 30.
    1. Vorbereitung der Zellen und Werkzeuge: HEK 293T-Zellen, 10 cm Zellkulturschalen, 96-Loch-Flachboden-Zellkulturplatte, 8-Kanal-Pipette mehr
    2. Bereiten 70-90% konfluente HEK 293T-Zellen in einer 10 cm Schüssel.
    3. Führen Sie eine Pre-Verdünnung von 1/10 4 des Virus Lager. Dann werden 50 ul DMEM + 10% FBS zu jeder Vertiefung einer 96-Well-Flachboden-Zellkulturplatte. In 25 ul der Pre-verdünnten Virus-Stock in die erste Reihe, von A bis H.
    4. Gut mischen und übertragen 25 ul aus der ersten Reihe von Brunnen in die zweite Reihe mit einem 8-Kanal-Multipipette. Wiederholen Sie den 1/3 Verdünnung der Viruslösung in jede Reihe von Brunnen bis einschließlich der 11. Reihe und entsorgen letzten 25 Ul.
    5. Verreibung HEK 293T-Zellen in 10 ml DMEM + 10% FBS. In 50 ul Zelllösung in jede Vertiefung aus den Zeilen 1 bis 12.
    6. Zellen bei 37 ˚ C im CO2-Brutschrank für 11 bis 13 Tage. In 50 ul DMEM + 10% FBS nach 4-5 Tagen und 7-8 Tage Beschichtung.
    7. Messen Sie die zytopathischen Effekte in jeder Vertiefung bei 11 bis 13 Tage nach der Infektion.
    Spur 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12
    Reihe A d d d d d d d d d
    Reihe B d d d d d d d d d
    Reihe C d d d d d d d d d
    Row D d d d d d d d
    Reihe E d d d d d d d d d d d
    Reihe F d d d d d d d
    Reihe G d d d d d d d d
    Reihe H d d d d d d d d d d d
    die Anzahl der positiven Vertiefungen pro Zeile 8 8 8 8 8 8 8 6 5 2 2 0
    das Verhältnis von positiven Vertiefungen pro Zeile 1 1 1 1 1 1 1 0,75 0,63 0,25 0,25 0
    d Angezeigte über 50% zytopathischen Effekte
    Angezeigte unter 50% oder keine zytopathischen Effekte

    Spur 1, 3 Verdünnung 1 x10 4; Spur 2, Verdünnung 3 2 x10 4; ...; Bahn 11, Verdünnung 3 2 x10 11; Spur 12, Kontrolle.
    S = die Summe der Verhältnisse von positiven Vertiefungen pro Zeile
    = 1 +1 +1 +1 +1 +1 +1 +0,75 +0,63 +0,25 +0,25 +0 = 8,875
    TCID 50 = 3 x 10 x 4 x 3 (8,875 bis 0,5) = 2,97 x 10 8
    KID 50 / ml = 5,94 x 10 9

    Tabelle 3: Beispiel einer infizierten 96-Well-Platte nach 10 Tagen Inkubation Messen Sie die zytopathischen Effekte in jede Vertiefung und summieren die Verhältnisse der positiven Vertiefungen pro Zeile..

    1. Berechnen Sie den Titer nach Kaerber-Formel
    2. KID 50 = (Verdünnung der ersten Spur) x (Verdünnung) (S-0.5)
    3. S = die Summe der Verhältnisse von positiven Vertiefungen pro Zeile
      HINWEIS: Bei diesem Protokoll TCID 50 = (30000) x (3) (S-0.5). Weil 50 ul Viruslösung wird in diesem Protokoll verwendet, teilen TCID 50 von 0,05 bis KID 50 / ml zu berechnen.
  2. Adenovirus-Transduktion
    1. Berechnung erforderliche Menge an Adenovirus-Lösung von ihrer Titer (PFU / ml Viruspartikel / ml oder TCID 50 / ml). Verwenden Sie die Formel, um MOI (Multiplizität der Infektion) zu berechnen.
    2. em> [Tabelle 4 Platz hier]
    3. Hinzufügen des berechneten Menge der Viruslösung in serumfreies Medium (siehe Tabelle 5). Gut mischen und Inkubation für 20 min bei RT.
    4. em> [Tabelle 5 Platz hier]
    5. Tag 7, Take Gericht im letzten Schritt von Abschnitt 2.2 erhalten wird, und ersetzen Medium mit 750 ul neue DMEM / MEM mit 5% FBS und P / S.
      HINWEIS: Reduktion der mittleren Volumenbei Transduktion bis etwa 50% des ursprünglichen Volumens ist für hohe Transduktionseffizienz.
    6. In verdünnter Virus-Lösung zu Gericht. Inkubieren Gericht für 4-8 Stunden in CO 2-Brutschrank bei 37 ˚ C. Ersetzen Sie dann mit frischem Medium.
    7. Inkubieren Gericht für 24-48 Stunden in CO 2-Brutschrank bei 37 ˚ C. Am Tag 8-9, Verwenden Zellen für die Live-Cell-Imaging Experiment. HINWEIS: Die Protein-Expression von adenoviralen Plasmid kann durch WB oder ICH nach 24-48 Stunden der Transduktion, um die relativen Proteinexpressionsniveau (Fig. 1c und 1d) zu bestimmen, bestätigt werden.

4. Live-Cell-Imaging

  1. Bildaufnahme mit einem konfokalen Spinning-Disk-Mikroskop mit einer temperaturgesteuerten Kammer und eine CO 2-Umwelt-System (optional)
    1. Drehen des Temperatursteuersystems auf mindestens 1 Stunde vor der Übernahme, so dass alle Geräte äquilibrieren bis 37 ˚ C vor dem Beginn der Erfassung. Schalten Sie confocal Spinning-Disk-Mikroskop-System (PC für den Betrieb, Mikroskop, Spinning-Disk-Einheit, CCD-Kamera, Laser, Fluoreszenzlichtquelle, normale Lichtquelle, Motortisch und automatische Rollläden).
      HINWEIS: Mehr als 1 Stunde ist notwendig, um die komplette Temperaturausgleich aller Geräte zu erreichen.
    2. Ändern Medium in 3,5 cm Glasboden Gerichte gewünschte Medium für den Erwerb, wenn nötig. Die Schale auf der Bühne des konfokalen Spinning-Disk-Mikroskop in einem temperaturgeregelten Kammer.
      HINWEIS: Aufgrund der sphärischen Aberration für eine optimale Beobachtung durch Mikroskopie Verwendung einer Bodenschale 3,5 cm Glas mit Nr. 1.5 Deckglas (etwa 0,16 bis 0,19 mm Dicke) ist ideal. Wenn das Ziel, die verwendet wird, hat eine Korrektur Kragen, können Bilder mit Deckgläser dicker als 0,17 mm erhalten korrigiert werden. Auch hat Phenolrot eine leichte Fluoreszenz. Manchmal ist es bevorzugt, ein Phenolrot-freiem Medium, wie z. B. DMEM ohne Phenolrot verwenden. Wenn kein Gerät an CO steuern 2 unabhängige Medium oder Medium durch HEPES für langfristige Zeitraffer-Imaging gepuffert.
    3. Wählen Sie den Lichtweg zu den Okularen.
    4. Drehen Sie den Verschluss der Hellfeldlichtquelle auf. Stellen Sie den Fokus auf Zellen unter dem Mikroskop durch die Okulare. Drehen Sie den Auslöser für die Hellfeldlichtquelle aus.
    5. Drehen Sie den Auslöser für die Fluoreszenzlichtquelle auf. Finden Zellen, die fluoreszierende Proteine ​​unter dem Mikroskop durch die Okulare. Drehen Sie den Auslöser für die Fluoreszenzlichtquelle aus.
    6. Optional> Drücken Sie die Aktivierungstaste für die perfekte Fokussystem vor dem Mikroskop, um die perfekte Fokussystem auf, um den Fokus während der Zeitraffer-Akquisition stabil zu halten machen.
    7. Ändern Sie die Lichtstrecke zum Spinning-Disk-konfokalen Mikroskop. Passen Sie die Einstellungen für den Erwerb entsprechend mit der Bediensoftware, die Überprüfung Bilder displayEd auf dem Bildschirm. (Z. B. Fokus, Laserleistung, Belichtungszeit, Gain und CCD-Kamera off-set)
    8. Set-Einstellungen für die Fluoreszenzbildaufnahme mit der Betriebssoftware. Beispiel: Wählen Sie "Kanäle ändern mit Lichtwege" und "Kanal 1: EGFP", um Fluoreszenzsignal von EGFP für Kanal eins zu erwerben.
    9. Stellen Sie die Frequenz zwischen den Zeitpunkten durch die Konfiguration Zeitraffer-Einstellungen, um Zeitraffer-Bilder nehmen mit der Bediensoftware. Beispiel: Um ein Zeit-Punkt erwerben alle 5 Minuten, wählen Sie "Minuten pro Zeit-Punkt" aus dem Dropdown-Menü und geben Sie 5 in das Textfeld ein.
      HINWEIS: Wählen Sie "Maximum Speed", um einen Film zu Ist-Geschwindigkeit zu machen. Wenn die Expression des fluoreszierenden Proteins gering ist, kann die Fluoreszenz schnell während Zeitraffer-Erwerb zu bleichen. In diesem Fall ist es besser, die Anzahl der Erfassungszeitpunkte zu reduzieren.
    10. Starten Sie die Zeitraffer-Übernahme durch Klick auf den "start "-Taste, um eine Bildsequenz zu erwerben.
      HINWEIS: Es ist besser, nicht zu den Mehrpunkte Nahme-Funktion verwenden. Es kann zum Verlust des Fokus oder Bewegung des Bildfeldes während Zeitraffer-Bildgebung verursachen.
  2. Die Analyse der aufgenommenen Bilder
    HINWEIS: Erworbene Bilder können wieder als Filmdatei abgespielt und mit der Analyse-Software analysiert.
    1. Wählen Sie die aufgenommenen Bilder in einem Film enthalten sein. Wenn nötig, schneiden Regionen von Interesse von Bilder und wählen Sie interessante Zeit-Punkte, um die Dateigröße des Films mit der Bediensoftware zu reduzieren.
    2. Export Bilder als Filmdatei im AVI-oder MOV-Format. Wählen Sie einen Film-Format von "Format" im Dropdown-Menü und der für den fertigen Film benötigt Timing, klicken Sie dann auf "Export". HINWEIS: Zeitraffer-Bilder auf einmal Punkt alle 5 Minuten kann wieder als Film mit 10 Bildern pro Sekunde, die 3000-mal schneller als die aktuelle Geschwindigkeit gespielt werden erworben.
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Representative Results

Die Technik, ein Lentivirus-Codierung EGFP (enhanced green fluorescent protein)-markierten Cx43 (Connexin43) oder eine mutierte Cx43 32 wurde verwendet, um EGFP-markierte Proteine ​​in Zellen zu exprimieren, und ein Adenovirus-Codierung FGFR1DN (Fibroblasten-Wachstumsfaktor-Rezeptor 1 dominant negative illustrieren ) wurde verwendet, um in der Zelle 33-35 heruntergefahren FGF-Signalisierung. Drei Tage nach der Trennung von Kardiomyozyten wurden die isolierten Kardiomyozyten mit Lentiviren, um EGFP-markierte Proteine ​​in den Zellen exprimieren transduziert. Dann nach 3 Tagen der lentiviralen Transduktion, die isolierten Herzmuskelzellen wurden weiter mit einem Adenovirus-Codierung FGFR1DN FGF-Signalisierung in den transduzierten Zellen zu eliminieren. Nachdem man genug Zeit, um die Zellen transduziert exogene Gene exprimieren, wurde ein konfokales Mikroskop Spinning-Disk verwendet werden, um Live-Cell-Bilder aufzunehmen. Erworbene Bilder werden als Filmdatei abgespielt und mit Bildanalyse-Software analysiert. Nähere Vertretertive Ergebnisse finden Sie Sakurai et al 32.

Die Expression von EGFP-markierte Proteine ​​folgenden lentiviralen Transduktion wurde durch konfokale Mikroskopie drehenden Scheibe 72 Stunden nach lentiviralen Transduktion den 1A-B bestätigt. Die Expression von FGFR1DN durch adenovirale Transduktion wurde von WB und ICC nach 24 Stunden von adenoviralen Transduktion 1C-D bestätigt. Die Zeit des adenoviralen neben 3,5 cm-Schalen wurde als Zeitpunkt 0 und Zeitraffer definierte Bilder wurden mit einem 40x Luft NA 0,9 Objektivlinse mit einer Kammer Heizer, um die Temperatur bei 37 ˚ C zu halten erworbenen alle 5 Minuten für 6 Stunden Zeitraffer-Bilder von EGFP-markierte Proteine ​​in den primären Kardiomyozyten durch konfokale Spinning-Disk-Mikroskopie sind in Supplemental Filme 1-2.

In Fällen, wo der Temperaturausgleich nicht ausreichend war, oder die Mehrfachaufnahmemodus nicht richtig funktioniert,Bilder ausgelesen werden, sich in der xy-Ebene STADT Film 1 zu bewegen. Allerdings, wenn richtig arbeitet die Autofokussystem stabil gehalten Fokus und dies nicht auf. Wie in Supplemental Movie 2, wenn der Temperaturausgleich war ausreichend und nur eine Region von Interesse erworben wurde gezeigt, sind die aufgenommenen Bilder von sehr hoher Qualität.

Das Schlagen der Herzmuskelzellen wurde nach langfristigen Zeitraffer-Live Cell Imaging, um die Lebensfähigkeit der Zellen bestätigen bewertet. Auch nach 16 Stunden von Zeitraffer-Imaging EGFP exprimierenden Kardiomyozyten behielten ihre funktionellen Eigenschaften und schlagen rhythmisch STADT Movie 3.

Figur 1
Abbildung 1. Bestätigung der Protein-Expression nach lentiviralen oder adenovirale Transduktion. (A) Isolierte Ratten neonatalen Kardiomyozyten exprimieren Cx43-WT-EGFP mit Ad-FGFR1DN transduzierten 3 Tage nach Transduktion. Siehe auch Zusatz Film ein. (B) Isolierte Ratten neonatalen Kardiomyozyten exprimieren Cx43-S325/328/330E (3SE)-EGFP mit Ad-FGFR1DN 3 Tage nach Transduktion transduziert. Siehe auch Zusatz Movie 2. (C) Protein-Expression nach adenoviraler Transduktion durch ICC 24 Stunden nach Transduktion nachgewiesen. Hämagglutinin (HA)-Proteins markiert FGFR1DN wurde durch Anti-HA-Antikörper unter Verwendung konventioneller Methoden ICC erkannt wurde alpha-Actinin als Marker für Herzmuskelzellen verwendet werden. (D) Expression von Protein FGFR1DN folgenden adenovirale Transduktion von WB 24 Stunden nach der Transduktion detektiert. HA-markierte FGFR1DN wurde von Anti-HA-Antikörper, der von WB erkannt wurde beta-Tubulin als Ladekontrolle verwendet.

STADT Film ein. Zeitraffer-Bildgebung von isolierten Ratten Neugeborenen Auto diomyocytes exprimieren Cx43-WT-EGFP mit Ad-FGFR1DN transduziert. Die Zeitraffer-Aufnahmen wurden mit einem 40x Objektiv alle 5 min für 6 Stunden mit einem konfokalen Mikroskop Spinning-Disk erworben. Erworbene Bilder wurden wieder als Film mit 10 Bildern pro Sekunde abgespielt. Dieser Film wurde von Sakurai et al 32 geändert. Bitte klicken Sie hier, um dieses Video zu sehen.

STADT Movie 2. Zeitraffer-Bildgebung von isolierten Ratten neonatalen Kardiomyozyten exprimieren Cx43-S325/328/330E-EGFP mit Ad-FGFR1DN transduziert. Die Zeitraffer-Aufnahmen wurden mit einem 40x Objektiv alle 5 min für 6 Stunden mit einem konfokalen erworben Spinning-Disk-Mikroskop. Erworbene Bilder wurden wieder als Film mit 10 Bildern pro Sekunde abgespielt. Dieser Film wurde von Sakurai et al 32 geändert."Target =" _blank "> Bitte klicken Sie hier, um dieses Video zu sehen.

STADT Movie 3. Zeitraffer-Bildgebung von isolierten Ratten neonatalen Kardiomyozyten spielte zurück zu Ist-Geschwindigkeit. Die Zeitraffer-Aufnahmen von isolierten Ratten neonatalen Kardiomyozyten exprimieren Cx43-EGFP mit Ad-FGFR1DN wurden mit einem 40x Objektiv alle 200 ms für 10 erworben transduzierten s mit einem konfokalen Mikroskop Spinning-Disk folgenden 16 Stunden von Zeitraffer-Akquisition. Erworbene Bilder wurden wieder als Film mit 5 Bildern pro Sekunde bei tatsächlichen Geschwindigkeit wiedergegeben. Bitte klicken Sie hier, um dieses Video zu sehen.

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Discussion

Primäre Herzmuskelzellen aus neugeborenen Ratten isoliert werden seit langem verwendet, um Funktionen Kardiomyozyten in vitro zu studieren. Dieses Protokoll beschreibt ein Verfahren zur Isolierung von neonatalen Herzmuskelzellen aus Rattenjungen mit einer zweistufigen Enzymverdauung Verfahren wird zunächst Verdau mit Trypsin O / N bei 4 ° C und anschließend gereinigten Kollagenase. Ein Vorteil der Verwendung des gereinigten Kollagenase Schritt ist, dass der gleiche Grad von Enzym wird für alle Isolierungen eingesetzt. So ist die Qualität und Menge der isolierten Zellen konsistent von Versuch zu Versuch.

Angesichts der höheren Transduktionswirksamkeiten mit Adenovirus assoziiert, wenn eine hohe Effizienz der Transduktion der Zellkultur für einen gegebenen Experiment notwendig ist, ist es besser, ein Adenovirus zu verwenden. Wenn jedoch hohe Transduktion nicht erforderlich, kann ein lentiviraler Vektor verwendet werden. Nachdem die Wahl, entweder die Adenovirus-oder lentiviralen Vektoren macht es einfacher, geeignete TRANSD erreichenuction und Expressionsniveaus für die verschiedenen Arten von Genen. Wenn die Fluoreszenzintensität mit Hilfe der konfokalen Spinning-Disk-Mikroskop oder ICC mit Live-Cell-Imaging nachgewiesen ist sehr gering nach lentiviralen Transduktion, mit einem anderen lentiviralen Transfervektor, der einen anderen Promoter verwendet, um das Gen von Interesse exprimieren, kann dieses Problem beheben. Mit Adenovirus-Vektoren, wenn die von WB erkannt Band ist schwach nach adenoviraler Transduktion, kann dies bedeuten, eine niedrige Titer Virus Lager. In diesem Fall ist es besser, einen höheren Titer adenoviralen Lösung durch Vermehrung in den Zellen, bevor vorzubereiten.

Eine Einschränkung dieses Verfahrens ist, dass die Ausbeute von lebensfähigen isolierten Herzmuskelzellen nicht sehr konsistent von Versuch zu Versuch, selbst bei Verwendung von gereinigter Collagenase. Um reproduzierbare Bild Experimente ist es am besten, um lebensfähige Zellen nach der Auswahl von isolierten Kardiomyozyten im Überstand bei Schritt 1.2.13 zählen. in der Protokollabschnitt. Dann seed Kardiomyozyten auf Glasboden Gerichte in verschiedenen Verdünnungen. Sobald die Zellen gebunden, wählen Schalen mit den entsprechenden Zellkonzentration für das Experiment geplant.

Es gibt viele Vorteile der Verwendung von neonatalen Herzmuskelzellen, aber es gibt auch einige Nachteile. Der größte Nachteil ist ihre klaren Unterschied von adulten Kardiomyozyten. Ausdifferenzierten adulten Kardiomyozyten sind stäbchenförmig und isolierten adulten primären Kardiomyozyten behalten ihre stäbchenförmige Morphologie, während isolierten neonatalen primären Kardiomyozyten in alle Richtungen 36 zu verbreiten. Die phänotypische Unterschiede zwischen adulten und neonatalen Kardiomyozyten auch in ihrer Muster der Genexpression 37 reflektiert. Daher ist für Experimente, in denen differenzierten Kardiomyozyten erforderlich sind, wird ein Protokoll für die Isolierung von adulten Kardiomyozyten benötigt 4 beschrieben.

Der Einsatz Adenovirus und lentivirale Transduktion von rekombinantenProteine ​​in primären Ratten-Herzmuskelzellen Neugeborenen in Kombination mit konfokaler Mikroskopie Spinning-Disk ermöglicht es uns, die Funktionen der Proteine ​​in kultivierten primären Zellen Live analysieren. Relativ zu bestehenden Verfahren, die Transfektion zu verwenden, um das Gen von Interesse in Zellen einzuführen, ist ein wesentlicher Vorteil dieses Protokolls, die Lentiviren, Adenoviren und sehr effizient von den Zellen, was zur Expression des Gens von Interesse in fast allen Zellen aufgenommen die Kultur. Weiterhin ermöglicht die Verwendung von zwei verschiedenen Arten von Viren, die für die Genexpression erleichtern, geeignete Übertragungsraten und die Expressionsniveaus für mehrere Gene zu erreichen. siRNAs und chemische Agonisten und Antagonisten können in diesem System verwendet, um weiter zu stören, und die Funktionen der Gene und die Proteine, die sie kodieren, zu analysieren.

Präparation der Herzen ist ein äußerst wichtiger Schritt im Protokoll. So schnell wie möglich entfernen, die Herzen aus dem Körper. Achten Sie darauf,legte sie sofort auf Eis, um die Lebensfähigkeit der Zellen hoch zu halten. Ein weiterer wichtiger Schritt ist die Herstellung von hoher Qualität, und Titer, lentiviralen / Adenovirus-Aktien. Wenn schlechte Qualität Virus Aktien verwendet werden, wird Übertragung und Expressionsniveaus des Gens von Interesse gering sein. Daher kann sie nicht geeignet für bildgebende Untersuchungen sein.

Eine wichtige zukünftige Anwendung dieser Technik wird seine "Verwendung in Maus-Kardiomyozyten sein. Pilotstudien zu testen, ob diese Methode für die Isolierung von Maus neonatalen Kardiomyozyten verwendet werden haben vielversprechende Ergebnisse erzielt. Aufgrund der relativ geringen Größe der Mäuseherzen im Vergleich zu denen von Ratten, weniger Gewebe zunächst anfallen. Somit sind weniger Zellen in einem einzigen Verfahren isoliert unter Verwendung der gleichen Anzahl von Tieren, sondern lediglich die Verwendung von mehr Mäuse zur Isolierung sollte dieses Hindernis zu beseitigen. Die Möglichkeit, mit der Maus zu isolieren Kardiomyozyten ermöglicht es den Forschern, die Funktionen der Zellen, die aus gentechnisch veränderten m isoliert untersuchenEis (transgene, Knock-Out-, Knock-in), die um eine bestimmte Form des Gens von Interesse zu studieren produziert wurden.

Eine der Haupthürden für kardiovaskuläre Forschung war die Schwierigkeit, mit der Untersuchung der Expression und Funktion eines bestimmten Gens in Herzgewebe in Echtzeit ausgedrückt in vivo assoziiert. Die Fähigkeit, funktionale schlagen Kardiomyozyten zu isolieren, zu modulieren Zellfunktionen unter Verwendung viraler Transduktion, und dann studieren sie in Echtzeit mit Hilfe des konfokalen Spinning-Disk-Mikroskop hilft jedoch, um Licht auf die Rolle der Herzmuskelzellen in vivo zu vergießen und diese Lücke zu schließen. Dieses Verfahren stellt ein vereinfachtes System für das Verständnis Kardiomyozyten Funktion auf zellulärer Ebene. Es ermöglicht die Echtzeit-Analyse, wie Störungen in der Genexpression verändern Kardiomyozyten-Funktion. Live-Cell-Imaging von Kardiomyozyten wird weitere Einblicke in Kardiomyozyten Funktion bereitzustellen. Solche Erkenntnisse werden die Fortschritte in der Grundlagenherzkreislauf führenr Forschung, was zu neuen Therapien für die Behandlung von kardiovaskulären Erkrankungen.

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Materials

Name Company Catalog Number Comments
1 Scissors for decapitation WPI 501749 Autoclave before use
1 Fine scissors for heart isolation and chopping WPI 14393 Autoclave before use
2 Fine forceps (Dumont No. 5) Sigma F6521 Autoclave before use
3 Sterilized 10 cm plastic dishes Sigma CLS430165 For heart isolation
3.5 cm Glass bottom culture dishes MatTek P35G-1.5-20-C For final plating of cardiomyocytes for future live cell imaging. Micro-Dishes from ibidi are an acceptable alternative.
3.5 cm Glass bottom culture dishes MatTek P35G-0.17-14-C For TIRF or high resolution image
Ethanol solution, 70% (v/v) in water Sigma E7148
2% Gelatin Sigma G1393
1 Sterilized 10 cm plastic dish Sigma CLS430165 For trypsinization
Aluminium foil Any brand
Parafilm Sigma P7543
Two 10 cm plastic cell culture dish Sigma CLS430165 For selection
Autopipette Drummond Scientific 4-000-300 For trituration
Cell counter
Cellometer, automated cell counter nexcelom To check and count cells
Microscope and hematocytometer Any brand To check and count cells
Trypan blue solution, 0.4% invitrogen 15250-061
CO2 incubator Sanyo MCO-19AIC
Incubating orbital shaker Sigma Z673129 To shake heart tissue with collagenase at 37 °C at 170-200 rpm
10 mg/ml BrdU solution BD Pharmingen 550891
DMEM, high glucose invitrogen 41965039 Mix medium as indicated in the protocol and warm before use
MEM invitrogen 31095029 Mix medium as indicated in the protocol and warm before use
Fetal bovine serum invitrogen 26140079
Penicillin-streptomycin (10,000 U/ml)  invitrogen 15140-122
Section 2 Lentiviral transduction
3 Packaging plasmids
pMDLg/pRRE Addgene 12251
pRSV-Rev Addgene 12253
pMD2.G Addgene 12259
The lentiviral transfer vector, pLVX-IRES-Puro Clontech 632183
Opti-MEM (serum-free medium) invitrogen 31985070
Transfection reagent
polyethyleneimine“Max”, (MW 40,000) - High Potency Linear PEI (Equivalent to Mw 25,000 in Free Base Form)  Polysciences 24765-2 It can be substituted with X-tremeGENE 9 from Roche
X-tremeGENE 9 Roche 6365779001 substitute for PEI as transfection reagent
Chloroquine Sigma C6628 Dissolve in water and make 100 mM stock solution. Inhibition of endosomal acidification can be achieved with 10-100 μM Chloroquine.
HEPES Sigma H3375
10 ml Luer-Lok syringe, sterilized BD 309604
0.45 μm filters Sigma F8677 Use only cellulose acetate or polyethersulfone (PES) (low protein binding) filters. Do not use nitrocellulose filters. Nitrocellulose binds surface proteins on the lentiviral envelope and destroys the virus.
Hexadimethrine bromide Sigma H9268 Dissolve in water and make 8 mg/ml stock solution, then filter it to sterilize.
Polyethylene glycol 6,000 Sigma 81260
Sodium chloride Sigma S9888
Sodium hydroxide Sigma S5881
Section 3 Adenoviral transduction
HEK 293T cells ATCC CRL-11268
Some 10 cm cell culture dishes Sigma CLS430165
96-Well microplate with lid, flat-bottom, tissue culture, sterile BD Falcon 353072 For titration
Multichannel pipette, 10-100 μl, 8-channel eppendorf 3122 000.035
Section 4 Live cell imaging
Spinning disk confocal microspopy PerkinElmer L7267000
A temperature-controlled chamber Any brand To keep temperature at 37 °C
A CO2 environmental system Any brand Optional to maintain CO2 concentration optimal
CO2 Independent medium, no glutamine invitrogen 18045-054   For long time time-lapse imaging
DMEM, high glucose, HEPES, no phenol red invitrogen 21063-029 For long time time-lapse imaging

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References

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