Author Produced

Номера для терминалов методы проб крови у морских свинок

Biology

Your institution must subscribe to JoVE's Biology section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Хотя известной модели, морская свинка настоящее время представляет собой нишу в экспериментальных науках животных и ограниченные данные о выполнении большинства процедур. Здесь мы представляем четыре различных подхода к не-терминала в естественных методов отбора проб крови в любом сознательных или наркозом морских свинок.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Birck, M. M., Tveden-Nyborg, P., Lindblad, M. M., Lykkesfeldt, J. Non-Terminal Blood Sampling Techniques in Guinea Pigs. J. Vis. Exp. (92), e51982, doi:10.3791/51982 (2014).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Морские свинки обладают рядом биологических сходство с людьми и проверяются экспериментальные модели на животных 1-3. Тем не менее, использование морских свинок в настоящее время представляет собой относительно узкую область исследований и описательных данных на конкретные методики, соответственно мало. Анатомические особенности морских свинок немного отличаются от других моделей грызунов, следовательно, модуляция методов отбора проб для размещения на конкретные виды различий, например., По сравнению с мышами и крысами, которые необходимы для получения достаточных и высокие образцы качества. Как и долгосрочной и краткосрочной перспективе в естественных условиях исследования часто требуются повторные кровь выборки Выбор метода должен быть хорошо продуманы, чтобы уменьшить стресс и дискомфорт у животных, но и для обеспечения выживания, а также соблюдения требований размера выборки и доступности. Образцы венозной крови можно получить в ряде мест в морских свинок например., Подкожной и яремную венувены, каждая техника, содержащий как преимущества, так и недостатки 4,5. Здесь мы представляем четыре различных методов выборки крови ни для сознательных или наркозом морских свинок. Процедуры все нетерминальные процедуры при условии, что объемы проб и количество образцов не превышает руководящие принципы для сбора крови в лабораторных животных 6. Все описанные способы были тщательно протестированы и применяются для повторяются в выборке естественных крови в исследованиях в рамках нашего научно-исследовательского центра.

Introduction

Морская свинка является ценным и утверждена экспериментальная модель животного в силу ряда биологических сходства с людьми, таких как требование для диетического питания витамина С, сопоставимой плазмы липопротеинов биотрансформации ферменты и профили липопротеинов, а также общие черты с человеческой плаценты и внутриутробного развития 1-3,7,8. Это делает морскую свинку привлекательным и подходящим модели для изучения последствий диеты-ассоциированных заболеваний, таких как безалкогольное жировой болезни печени, сердечно-сосудистых заболеваний и предполагаемых последствий Дефицит витамина С, но и эффектом, например., Материнской диетического вмешательства на развивающихся потомство.

Выборки Повторное крови часто требуется в обоих долгосрочной и краткосрочной перспективе в естественных условиях исследования. В связи с видоспецифических анатомических различий модуляция технике отбора проб необходимо для того, чтобы получить образцы крови у морских свинок по сравнению с другими моделях грызунов 3,9. Этот метод позволяет повторяется образцы небольшого количества крови (100-400 мкл), например., Чтобы определить биохимические маркеры в плазме. Если даже меньше размер выборки достаточно (50-100 мкл), это довольно легко могут быть получены путем прокалывания вены уха. Этот метод также может быть осуществлен в сознании животных, а полезно, например, при измерении уровня глюкозы в крови 10,11. Отбор проб из яремной вены позволяет для сбора больших количеств крови (1-2 мл), но требует анестезии.

Здесь мы представляем четыре различных методов выборки крови ни для сознательных или наркозом морских свинок. Прокedures все нетерминальные процедуры при условии, что объемы проб и количество образцов не превышает руководящие принципы для сбора крови в лабораторных животных 6. Это в интересах хорошей науки, а также защиты животных, что стресс должен быть сведен к минимуму. Следовательно, только хорошо подготовленных и компетентных личный должны выполнять процедуры животных.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Показанные процедуры были выполнены в соответствии с протоколами, утвержденными Датский экспериментов на животных инспекцией при Министерстве продовольствия, сельского хозяйства и рыболовства.

1 проб крови от боковых подкожной или предплюсны Вене

  1. Выполните эту процедуру без анестезии и помощь одного следователя, один обработки морскую свинку, и накопительного образца.
  2. Бритье лапок область задних ног с электробритва, пока вены не видны. Убедитесь, что область достаточно большой, чтобы избежать мех вмешательства в месте прокола.
  3. Поместите заднюю ногу в теплой водяной бане и осторожно потереть ногу, делая вены более расширены и очевидно.
  4. Протрите ногу с чистым полотенцем и дезинфицировать место прокола с марлей или ватным тампоном, смоченным в 70% спирте.
  5. Задержите морскую свинку и расширить заднюю ногу вниз и одновременно слегка надавливая непосредственно над коленного сустава т• предусматривать застой.
  6. Прокол вены с помощью 21 G иглы или ланцет. Сбор, например крови., С помощью сбора или капиллярной трубки. Осторожно манипулировать ногу, чтобы помочь кровоток.
  7. Отпустите застой, когда был получен образец. Закрепите кусок марли или ваты с легким нажимом, чтобы в месте пункции, пока кровотечение не остановится.
  8. Вернуться животное к клетке и монитора в течение 5-10 мин, чтобы обеспечить гемостаз.

2 проб крови из ушной вены

  1. Выполните эту процедуру без анестезии либо самостоятельно, либо предпочтительно с помощью одной коллегой.
  2. Лечить спинной поверхности уха, используя марлю или ватный тампон, смоченной 70% спиртом.
  3. Слегка надавите на основание уха, чтобы обеспечить застой.
  4. Прокол вены с помощью 21 G иглы или ланцет, и собрать кровь.
  5. Отпустите застой, когда был получен образец, Применить кусок марли или ваты с общеntle давление в месте прокола до кровотечение остановилось.
  6. Вернуться животное к клетке и монитора в течение 5-10 мин, чтобы обеспечить гемостаз.

3 проб крови из яремной вены

  1. Провести эту процедуру с помощью помощи одного дополнительного следователя; один обращении с морскую свинку и один сбором образца.
  2. Анестезировать морскую свинку с подходящим анестетика для всей продолжительности этой процедуры. Смесь tiletamine (0,93 мг / кг), zolazepam (0,93 мг / кг), ксилазина (1,49 мг / кг) и буторфанол (0,06 мг / кг) могут быть использованы.
  3. Поместите анестезию морскую свинку на спину и осторожно убрать передние ноги каудально.
  4. Бритье и дезинфекции (например,., 70% спиртом) вентральной части шеи.
  5. Пальто шприц либо гепарина или ЭДТА до отбора проб с целью снижения риск свертывания.
  6. Пропальпируйте ключицу и вставить 25 г (или 23 G) иглы установлен на 1 мл шприц арзительно 1 см латеральнее средней линии на уровне плечевого сустава. Держите шприц в небольшой восходящей и медиальной углом при применении небольшого отрицательного давления. Избегайте повреждения глубинных структур как яремной вены расположен довольно поверхностны. Наклоните шею свинки немного назад, чтобы обеспечить повышенную застой вены.
  7. Выпуск передние ноги, когда получают образец крови, и облегчить застой до того, как игла втягивается. Используйте сухую кусок марли или ваты, чтобы нежный давление в месте прокола.
  8. Вернуться животное к восстановления клетке и контролировать, чтобы обеспечить гемостаз и восстановление после анестезии.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Четыре различные подходы к нетерминальными в естественных условиях методов отбора проб крови в любом сознательных или наркозом морских свинок были представлены. Рисунок 1 иллюстрирует ход боковой подкожного нерва и лапок вены в морской свинки и возможных мест прокола. Ушные вены видны на спинной поверхности морской свинки уха показаны на рисунке 2 Эти вены может быть использован для забора крови, когда требуется только очень небольшой объем. Положение свинки для отбора проб яремной крови показан на рисунке 3. Курс яремной вены показано стрелками с верхней стрелкой на рекомендованной месте прокола.

Рисунок 1
Рис.1 боковой подкожной и лапок вены у морской свинки. Изображение иллюстрирует ход иМесто пункции для забора крови из боковой подкожной (верхней стрелкой) или лапок вену (нижняя стрелка) у морской свинки.

Рисунок 2
Рисунок 2 вен уха. Этот снимок иллюстрирует уха вены (стрелки), видимые на спинной поверхности морской свинки ухо. Эти вены может быть использован для отбора проб крови, когда требуется только очень небольшой объем.

Рисунок 3
Рисунок 3 Положение морской свинки для отбора проб вены крови яремной. Это иллюстрирует положение свинки и места прокола для отбора проб вены крови яремной. Стрелки указывают курс яремную вену с верхней стрелкой к рекомендованной месте прокола.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

По сравнению с мышами и крысами, морскими свинками являются страх по своей природе и должны подходить спокойно и правильно обработаны с тем, чтобы уменьшить напряжение. С точки защиты животных зрения, действуя с осторожностью, естественно, приоритет; Однако, это также снизить риск тревожности связанных воздействия на собранной например данных., повышенные уровни в крови кортикостероидов и глюкозы 12. Точно так же, в день обращения будет приучить животных к обычным процедурам и может служить для снижения стресса еще больше. Практическая экспертиза в конкретной методики отбора проб крови должны быть получены сначала наблюдая опытного оператора, а затем проведения технику под наблюдением, пока компетенция не будет достигнута. Выбранная методика должна идеально как уменьшить стресс и дискомфорт к минимуму, но и обеспечить выживание, а также соблюдения требований размера выборки и доступности. Для всех представленных методов отбора проб крови асептических методов должно бытьиспользуется, чтобы минимизировать риск заражения и обеспечить сбор незагрязненных образцов.

Изображенные подходы к отбору проб крови обеспечить выживание животного при условии, что объем образца и частота достигается в соответствии с директивами и все это может быть использовано для повторного отбора проб в обоих краткосрочных и долгосрочных исследований 6. Это позволяет последовательного мониторинга отдельных животных со временем настоящим уменьшая дисперсию и количество включенных животных в соответствии с (снижение) 3RS »13,14. Методы, представленные здесь, имеют различные диапазоны, получаемого объема образца (несколько мкл до 1-2 мл), которые должны быть рассмотрены до начала эксперимента. Хотя процедуры сбора крови из яремной вены в не-наркоз морских свинок были описаны 12, мы настоятельно рекомендуем использовать анестезии, чтобы снять стресс и дискомфорт, насколько это возможно. При этом, выбор анестезии следует быть осторожныму обратился, отметив, что морские свинки, как известно, трудно анестезировать и отображать значительный эффективность вариационной анестетика, а также высокую чувствительность к индуцированной дыхания депрессии 15,16. Как яремной вены у морских свинок является ни видны, ни ощутимой любое сокращение застоя / венозной дилатации может увеличить трудности выборки, таким образом, как правило, рекомендуется, чтобы избежать сосудисто-удушающие агентов в анестезии смесей. . Кроме того, известные эффекты конкретных обезболивания агентов, которые могут повлиять на нужной сбора данных, например, сердечно-сосудистые эффекты и / или повышенные уровни глюкозы в крови ниже α 2 - агонисты действия на грызунах следует оценивать 16,17. Использование ингаляционного наркоза, таких как изофлураном также может быть одним из вариантов, однако, как интубации у морских свинок очень трудно уход задача должны быть приняты, чтобы избежать помех со стороны ингаляционной-маски с положением головы / шеи, так как это может complicели процедуру излишне. Обобщенная анестезия например., При вдыхании также требуется для пункции сердца, которые могут обеспечить больший объем выборки. Тем не менее, пункции сердца является терминалом процедуры и, следовательно, не применяется для повторной выборки и не будут описаны далее.

Потенциальные побочные эффекты, такие как кровотечение, кровоподтеки, тромбоза, инфекции и рубцов может произойти после пункции вены. По нашему опыту, морская свинка не проявляет повышенный риск таких нежелательных осложнений по сравнению с другими моделями грызунов при условии, что процедура делается, как описано в текущем рукописи. Как яремной вены не могут быть визуализированы с внешней поверхности, что очень важно, чтобы уменьшить закупорку до извлечение иглы и обеспечить адекватную гемостаза, чтобы минимизировать риск пери-венозные кровотечения и кровоподтеки. В случае развития побочных эффектов, лечение всегда должно быть получено от ответственного veteriНарьян. Из соображений хорошего благосостояния животных и науки, серьезные соображения следует уделять совместным действием объема образца и частоты и выбора методики отбора проб. Все описанные методы отбора проб крови были тщательно протестированы и применяются для повторяются в выборке естественных крови в исследованиях в рамках нашего научно-исследовательского центра.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Авторы не имеют ничего раскрывать. Все процедуры были одобрены Закона о экспериментов на животных из Дании, которая в соответствии с Конвенцией Совета Европы ETS 123.

Acknowledgments

Мы признаем умелую помощь Энни Б. Кристенсен, Элизабет В. Андерсен, Belinda Б. Bringtoft и смотрителей животных на кафедре экспериментальной медицины, Frederiksberg Campus, факультет здравоохранения и медицинских наук, Университет Копенгагена, Дания. Иаков Lønholdt объявлена ​​благодарность за его отличную техническую помощь в съемках процедуры. Это исследование было поддержано частично LIFEPHARM Центра в естественных условиях фармакологии и Университета Копенгагена.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Electric shaver Wella (Contura), Denmark 273207 Alternative product may be used. Multiple suppliers
Syringes  B.Braun-Omnifix-F, Germany 9161406V Alternative product may be used. Multiple suppliers
Needles BD Microlance, Spain 301156 Alternative product may be used. Multiple suppliers
Microvette collection tube  Sarstedt, D-51588Nümbrecht, Germany 201,288,100 Alternative product may be used. Multiple suppliers
Accu-Check analyzer Roche A/S Diagnostics, Denmark Alternative product may be used. Multiple suppliers
Heparin 5000 IE/ml LEO Pharma, Denmark Alternative product may be used. Multiple suppliers
Anesthesia Zoletil 50, Chemvet, Denmark Alternative product may be used. Multiple suppliers
Anesthesia Narcoxyl vet 20 mg/ml, Intervet, Denmark Alternative product may be used. Multiple suppliers
Anesthesia Torbugesic vet 10 mg/ml, Scanvet, Denmark Alternative product may be used. Multiple suppliers
Neutral eye ointment Alternative product may be used. Multiple suppliers
Gauze or a cotton swab  Alternative product may be used. Multiple suppliers
Disinfectant (70% alcohol) Alternative product may be used. Multiple suppliers

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. DeOgburn, R., et al. Effects of increased dietary cholesterol with carbohydrate restriction on hepatic lipid metabolism in Guinea pigs. Comp.Med. 62, (2), 109-115 (2012).
  2. Fernandez, M., Volek, J. S. Guinea pigs a suitable animal model to study lipoprotein metabolism, atherosclerosis and inflammation. Nutr Metab (Lond). 3, (17), (2006).
  3. Frikke-Schmidt, H., Tveden-Nyborg, P., Birck, M. M., Lykkesfeldt, J. High dietary fat and cholesterol exacerbates chronic vitamin C deficiency in guinea pigs. Br J Nutr. 105, (1), 54-61 (2011).
  4. Hem, A., Smith, A. J., Solberg, P. Saphenous vein puncture for blood sampling of the mouse, rat, hamster, gerbil, guinea pig, ferret and mink. Lab Anim. 32, (4), 364-368 (1998).
  5. Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. Blood sample collection in small laboratory animals. J Pharmacol Pharmacother. 1, (2), 87-93 (2010).
  6. Guillen, J. FELASA guidelines and recommendations. J Am Assoc Lab Anim Sci. 51, (3), 311-321 (2012).
  7. Ye, P., Cheah, I. K., Halliwell, B. High fat diets and pathology in the guinea pig Atherosclerosis or liver damage. Biochim Biophys Acta. 1832, (2), 355-364 (2013).
  8. Tveden-Nyborg, P., et al. Maternal vitamin C deficiency during pregnancy persistently impairs hippocampal neurogenesis in offspring of guinea pigs. PLoS One. 7, (10), 12-18391 (2012).
  9. Schjoldager, J. G., Tveden-Nyborg, P., Lykkesfeldt, J. Prolonged maternal vitamin C deficiency overrides preferential fetal ascorbate transport but does not influence perinatal survival in guinea pigs. Br J Nutr. 110, (9), 1573-1579 (2013).
  10. Greulich, S., et al. Secretory products of guinea pig epicardial fat induce insulin resistance and impair primary adult rat cardiomyocyte function. J Cell Mol Med. 15, (11), 2399-2410 (2011).
  11. Swifka, J., Weiss, J., Addicks, K., Eckel, J., Rosen, P. Epicardial fat from guinea pig a model to study the paracrine network of interactions between epicardial fat and myocardium. Cardiovasc Drugs Ther. 22, (2), 107-114 (2008).
  12. Pilny, A. A. Clinical hematology of rodent species. Vet.Clin North Am Exot Anim Pract. 11, (3), 523-vii (2008).
  13. Franco, N. H., Olsson, I. A. Scientists and the 3Rs: attitudes to animal use in biomedical research and the effect of mandatory training in laboratory animal science. Lab Anim. 48, (1), 50-60 (2014).
  14. Van, L. J., et al. eAssessing the application of the 3Rs a survey among animal welfare officers in The Netherlands. Lab Anim. 47, (3), 210-219 (2013).
  15. Sloan, R. C., et al. High doses of ketamine-xylazine anesthesia reduce cardiac ischemia-reperfusion injury in guinea pigs. J Am Assoc Lab Anim Sci. 50, (3), 349-354 (2011).
  16. Jacobson, C. A. A novel anaesthetic regimen for surgical procedures in guinea pigs. Lab Anim. 35, (3), 271-276 (2001).
  17. Saha, J. K., Xia, J., Grondin, J. M., Engle, S. K., Jakubowski, J. A. Acute hyperglycemia induced by ketamine xylazine anesthesia in rats mechanisms and implications for preclinical models. Exp Biol Med(Maywood). 230, (10), 777-784 (2005).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics