Author Produced

Mika hazırlanması Yüksek Çözünürlüklü Optik Mikroskopi Görüntüleme için lipit tabakalarının Desteklenen

Bioengineering

Your institution must subscribe to JoVE's Bioengineering section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Biz yüksek çözünürlüklü mikroskopi için mika desteklenen lipit katmanlarını hazırlamanın bir yöntem mevcut. Mica bir atomik ölçekte şeffaf ve düz, ancak nadiren nedeniyle zorluklar ele görüntülenmesinde kullanılan; bizim hazırlık mika tabakanın da birikimi ile sonuçlanır, ve iki katmanlı hazırlanmasında kullanılan malzemeyi azaltır.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Matysik, A., Kraut, R. S. Preparation of Mica Supported Lipid Bilayers for High Resolution Optical Microscopy Imaging. J. Vis. Exp. (88), e52054, doi:10.3791/52054 (2014).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Desteklenen ikili lipid tabakalarıdır (SLBS) yaygın membran özellikleri (faz ayrımı, kümeleme dinamikleri) ve bu tür ilaçların veya peptidler gibi başka bileşikler ile etkileşimi incelemek için bir model olarak kullanılır. Ancak SLB özellikleri, kullanılan desteğine bağlı olarak farklılık gösterir.

SLB görüntüleme ve ölçümler için yaygın olarak kullanılan teknikler tek bir molekülün floresan mikroskopi, FCS ve atomik kuvvet mikroskobu (AFM) vardır. AFM son derece düz bir yüzeye (genellikle mika) gerektirir ise en çok optik görüntüleme çalışmaları, bir cam destek üzerinde gerçekleştirildiği için bu maddelerin şarj ve yumuşaklık özellikleri güçlü difüzyon etkileyebilir, çünkü bu teknikleri sonuçları, doğrudan karşılaştırılamaz. Ne yazık ki, cam slayt kesme ve mika ince dilim yapıştırma için gerekli olan el becerisi yüksek SLB hazırlanması için mika rutin kullanımı için bir engel oluşturur. Bu tercih edilen bir yöntem, bu tür hazır mika olmasına karşınyüzeyleri sık sık özellikle küçük çalışma mesafesi, yüksek sayısal diyafram lensler ile, düzensiz (dalgalı) ve görüntü zor olarak bitirmek. Burada vezikül lipid birikimi ve SLB hazırlanması için, ince, düz bir mika yüzeylerin hazırlanması için basit ve tekrarlanabilir bir yöntem sunarlar. Ayrıca, bizim ölçüye oda SLB veziküller formasyonu için sadece çok küçük miktarlar gerektirir. AFM çalışmalarda kullanılan doğrudan karşılaştırılabilir olan yüksek kaliteli lipid iki katmanlı yüzeylerin, etkili, basit ve ucuz bir üretim genel prosedürü ile sonuçlanır.

Introduction

Mevcut protokolün genel amacı da atomik kuvvet ile kombine edilebilir optik toplam iç yansıma floresan mikroskobu (TIRFM) veya konfokal mikroskopi kullanılarak mika desteklenen lipit tabakalarının (SLBS) yüksek çözünürlüklü görüntüleme için mika yüzeyleri hazırlamak için bir yöntem göstermektir mikroskobu (AFM).

SLBS lipid kümeleme, faz ayrılması, peptidler, proteinler veya diğer bileşikler 1-5 ile iki tabakalı bileşenler veya bunların etkileşimleri ve dinamikleri çok sayıda çalışmalar için yaygın olarak kullanılan bir model vardır. Farklı alt tabakalar SLB oluşumu çalışmanın 4,6-8 doğasına bağlı olarak, (örneğin, cam, mika, silikon dioksit, polimerler) için kullanılabilir. Tipik membran çalışmalar, TIRFM ve AFM gibi mikroskopi tabanlı görüntüleme teknikleri, güveniyor. Cam şeffaf olduğu için Böylece TIRFM görüntüleme için, bir cam yüzeyi, tipik bir seçimdir. Cam imalatı nispeten kolay ve sonuçların kalitesi öncelikleönce lipid veziküllerin çökeltilmesinden temizleme ayrıntılı yüzey tarafından belirlenir. Yüksek çözünürlük nedeniyle eksenel AFM mika yüzeyleri gerektirir. Mika mükemmel bazal bölünme yakın olan, bir silikat mineraldir. Böylece, taze yarılmış mika hatta alt-nanometre ölçeğinde 9 zar yükseklik farklarının gözlem sağlayan atomik düz.

Örneğin flüoresan korelasyon spektroskopisi (FCS), izleme tek bir molekül (SMT) ve (sıkı bağlamak) ışıkla ağartma sonra floresan kurtarma gibi yöntemler kullanılarak difüzyon çalışmalar, lipid zarı dinamikleri tevdi hangi üzerine yüzey tipine, burada cam büyük ölçüde bağlıdır, ancak gösterdi ve mika yaygın olarak farklı sonuçlar 10,11 verebilir. Bu farklılıklar membran sondaların difüzyon katsayıları, aynı zamanda farklı oranları ile difüzyon parçacıkların ayrı popülasyonlarının algılama ve muhtemelen farklı durumları arasında geçiş sadece içerir.

Bu durumda,Aynı yüzey (bu durumda mika) kullanılmadıkça TIRFM ve AFM teknikleri kullanılarak elde edilen sonuçların doğrudan bir karşılaştırma, genellikle sorunludur. TIRFM ve AFM bilayeri görüntüleme aynı mika yüzeye 12,13 yürütülmüştür bazı çalışmalar olmasına karşın, mika nadiren çoğunlukla nedeniyle taşıma problemleri, optik mikroskopi için kullanılır. Mika hazırlık sonra optik yapıştırıcı 12 kullanarak lamel yapıştırılmış ince broşürler, içine elle kesim gerektirir. Bu yöntem, bununla birlikte tatmin edici sonuçlar elde etmek için bazı pratik gerektirir. Dahası, elde yüzeyleri onları zor düşük çalışma mesafesi, yüksek sayısal diyafram lensler ile kullanmak için yapım, genellikle dalgalı ve kalın.

Bu protokolde tarif edildiği gibi hazırlanmıştır mika yüzeyler çok ince (170 um lamel kalınlığı dahil ~ 220 um) ve son derece düz, başarılı bir yüksek çözünürlüklü görüntüleme için kritik olan "saç, dalgalı" önlenir. Bunlar kullanılabilirTIRFM veya konfokal kurulumları için. Ayrıca, aynı örnekler AFM transfer edilebilir ve hatta TIRFM / konfokal ve AFM ile eş zamanlı olarak görüntülenebilir. Bu iki teknik birleştiren iki katmanlı zar yapısı 14 ile difüzyon davranışı doğrudan bir ilişki sağlar. Mika yüzeyleri taze yarılır, çünkü onlar temiz ve (cam temizleme protokollerinin genellikle Piranha çözüm, sülfürik asit, sodyum / potasyum hidroksit gibi kimyasallar dahil) zaman alıcı, kötü tekrarlanabilir, ve potansiyel olarak tehlikeli temizlik prosedürlerini gerekmez. De tarif edilen bir protokol küçük odası, montajı, en az 50 ul için etkili iki katmanlı oluşumu için gerekli veziküllerin hacmini azaltır. Son olarak, yüzey montaj tüm süreç zaman tüketen geleneksel mika bölünme ve tutkallama işlemi yaptığı gibi, (hazırlık az 30 dakika sürer), ve manuel beceri yüksek derecede gerektirmez değildir.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1.. Mica ve Slaytlar Hazırlık

  1. Sıra No: 1 ½ (0.17 mm) boyama rafa lamelleri.
  2. 60 ° C'de% 2 deterjan içinde 30 dakika boyunca sonikasyon
  3. Iyonu giderilmiş su ile 20 kez yıkanır.
  4. Forseps kullanarak slaytları çıkarın ve sıkıştırılmış hava veya nitrojen kullanarak kuru darbe.
  5. Mika levha makas veya jilet kullanarak 10 x 10 mm kare parçalar halinde kesilir.
  6. Jilet kullanarak 2-3 ince broşürler halinde her mika parça kesin.
    NOT: Bu adım keskin bıçak kullanımını gerektirir.

2.. Mika Montaj ve Montaj Odası

  1. Etanol ile temizleyin mikroskobik cam slayt.
  2. Optik yapıştırıcı kullanılarak cam slayt adım 1.6 kesilmiş mika Tutkal broşür. Düşük viskoziteli yapıştırıcı iyi damla yaymak ve mika tutkal tavsiye edilir.
  3. , UV lamba altında 10 dk Cure.
    Not: Yapışkan 380nm 350 aralığında maksimum emme ve requ önerilen enerji ile UV ışığı ile sertleştirilirTam tedavi için ired 4,5 J / cm 2 'dir. Bununla birlikte, farklı ışık kaynakları (yapıştırıcı malzeme, satıcı tarafından sunulan bakınız) Bu adım için kullanılabilir.
  4. Scotch bant ile ilk birkaç katmanları kaldırarak temiz bir mika yüzey Açığa.
  5. Mika yüzeye optik yapıştırıcı küçük bir damla (~ 20 mikron) yerleştirin.
    NOT: Bu aşamada, düşük otofloresan düzeyi ile yüksek viskoziteli yapıştırıcı tavsiye edilir. Deneyimlerimiz düşük (adım 2.2) ve yüksek viskoziteli yapıştırıcı kombinasyonunu kullanarak mika bölme anlamlı etkinliği (adım 2.7) arttırdığını göstermiştir.
  6. Yavaşça hava kabarcıkları kaçınarak, yapıştırıcı damla üzerine taze temizlenmiş lamel yerleştirin, 1 dakika razı olsun.
  7. , UV lamba altında 10 dk Cure.
    NOT: Bu aşamadan sonra cam slayt, mika ve lamel sandviç (birkaç hafta kadar) bir zaman nispeten uzun bir süre boyunca saklanabilir. Mika yüzey taze olduğundan emin olmak için, sadece gerçek SLB öncesi hazırlık sonraki adıma geçin.
    NOTYapışkan 380nm 350 aralığında maksimum emme ve tam tedavisi için gerekli olan enerji ile önerilen UV ışığı ile sertleştirilir 4.5J/cm 2'dir. Bununla birlikte, farklı ışık kaynakları (yapıştırıcı malzeme, satıcı tarafından sunulan bakınız) Bu adım için kullanılabilir.
  8. Videoda gösterildiği gibi bir exacto bıçak kullanarak, hafifçe yan cam slayt lamel kaldırılıyor. Çoğu durumda, mika, ince ve düz bir tabaka lamel takılı kalır. (Adım 2.4 tekrarlayın) tekrar edilebilir Mika cam slayt bağlı.
  9. Mika tabakası hala lamel yapıştırılmış ve adım 2.8 'yarma sırasında tamamen kaldırıldı değildi emin olmak için, çıplak gözle ya da mikroskop altında yüzey kalitesini kontrol edin. Bir forseps ile küçük bir çizik yapma veya iğne diseksiyon mika algılanabilir, farklı bir tutarlılık vardır yapıştırıcı ayırt yardımcı olacaktır.
  10. 1.5 ml şişe kapağından lastik conta çıkarın ve optik kullanarak yüzeye ters kapağı tutkalyapışkan veya tırnak cilası, ve UV lamba ile tedavi veya hava sırasıyla, 10 dakika kurumasını bekleyin.
    NOT: örnek AFM görüntüleme ile eş zamanlı optik (TIRFM veya konfokal) için hazırlanmış ise, bir 1.5 ml şişe kapağı mikroskop sahnede AFM baş bağlamaya çok küçük olabilir. Bu durumda, kapak AFM başlığı monte etmek için uygun olan daha büyük bir çapa sahip herhangi bir plastik O-halka ile ikame edilmiş olabilir. Deney mika yüzeye zarar vermeden kapağı çıkarmadan gerektiren bir durumda, silikon yağ yerine, yapıştırıcı veya oje kullanılabilir.

3.. Desteklenen çift katlı lipid (SLB) Oluşumu

  1. Yüzeyli odasına taze hazırlanmış lipozom solüsyonu yerleştirin. SLB oluşumu için gerekli olan minimum hacmi ~ 30 ul.
    NOT: lipozom ve SLB oluşumu hakkında daha fazla bilgi için, örneğin Çanta ark olarak yayınlanan protokolleri, bakınız, 2014 15...
  2. İstenilen protokolü kullanılarak SLB oluşumu ile devam edin. İnkübasyon sırasında veGörüntüleme, odacık bir ısı-blok veya erime sıcaklığının üstünde kullanılan lipitleri tutmak için gerekli sıcaklığı sağlamak için ısıtıldı mikroskop aşamasında yerleştirilebilir.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

SLBS floresan lipid sondaların difüzyon davranışı alt maddeye bağlı olarak farklıdır. SMT tekniği ile birleştirilmiş TIRFM parçacık hareketleri görselleştirme ve difüzyon katsayıları ayıklamak için değerli bir yöntemdir. Bir DOPC cam ve mika üzerinde desteklenen (1,2-dioleoil-sn-glisero-3-fosfokolin) iki katmanlı olarak bir difüzyon Sfingomiyelin-ATTO647N prob tek molekül sinyalleri bağlı hareketli şekilde gösterilir. Burada yer yüzeyi mika edilen protokole göre hazırlandı. Optik sapmaları tahmin etmek için, yarı maksimum (FWHM) tam genişliği ölçülür ve 16,17 eklentisi Mozaik 2D PSF Boyut ImageJ kullanılarak 20 nokta dağılım fonksiyonu (PSF) ortalama alındı. Cam ve mika için ölçülen FWHM sırasıyla 441nm ve 464nm (Şekil 1). Cam ve mika üzerinde görüntüleme arasında çözünürlüğünde 22nm fark anlamlı değildir. Her iki durumda da, her bir floresan molekülün PSF ağırlık merkezi, Milano edilebilirardışık kare lized ve Mozaik Parçacık Tracker İmageJ 16,17 eklentisi ile zamanla parçacık yörüngeleri içine bağlanabilir. 2 iki yüzeylerde desteklenen bilayeri yayılmalarını parçacıkların örnek yörüngelerini göstermektedir. Cam ve mika desteklenen DOPC zarındaki difüzyon floresan prob ortalama kare yer değiştirmeler (MSD) Şekil 3 çizildi. İki nüfus modeli, hızlı ve yavaş difüzyon katsayıları ayıklamak için kullanılan birden fazla nüfus arada nedeniyle, yönteme göre tarif Schutz'dan (Şekil 4, Şekil 5) 18 tarafından. Difüzyon katsayıları ve bunların fraksiyonları TrackArt yazılımı 19 kullanılarak ekstre edildi ve Tablo 1 'de özetlenmiştir.

Hızlı ve yavaş: Bu örnekteki sonuçlar difüzyon sonda iki ayrı devlet varlığını kanıtlamak. Hızlı nüfusun difüzyon katsayısı yaklaşık 10,5 kat daha yüksek mika cam üzerine daha. Bununla birlikte yavaş bileşeni, mika üzerinde sadece yaklaşık 1/10, hızlı bir nüfus D ile karşılaştırıldığında, (<0.01 mikron 2 / sn) camı üzerinde hemen hemen hareketsiz.

Şekil 1
Şekil 1.. Ortalama PSF boyutu. Cam (siyah düz çizgi) ve mika (kırmızı kesikli çizgi) üzerinde ölçülen 20 noktalar için ortalama PSF yoğunluğu profili. Cam ve mika için normalize yoğunluğunun en fazla yarısı (FWHM) de tam genişliği, sırasıyla 441 nm ve 464 nm olduğu tahmin edilmiştir. 22nm fark, bu iki yüzey arasında bir görüntüleme çözünürlük önemli bir düşüş olduğunu gösterir. PSF yoğunluğu profili Mozaik PSF 2D Aracı ImageJ eklentisi 16,17 kullanılarak ölçüldü. , bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için buraya tıklayınız.


Şekil 2,. Örnek yörüngeleri. Cam (A) ve mika (B) üzerinde desteklenen bir DOPC lipid çift tabakası içinde difüzyon SM-ATTO647N örnek yörüngeleri. Cam üzerinde desteklenen bir çift-katlı, sonda genellikle zaman zaman hızlı difüzyon durumuna geçiş, yüzeyi üzerinde immobilize edilir. Mika üzerinde desteklenen bir çift-katlı difüzyon Probes, aksine, nadiren yüzey üzerinde immobilize edilir. Bunun yerine, onlar hızlı ve yavaş difüzyon devlet arasında geçiş yapmak eğilimindedir. , bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için buraya tıklayınız.

Şekil 3,
Şekil 3.. Kare deplasmanları idi. Kare yerdeğişime ortalama üzerinde yayılan SM-ATTO647N parçacıkların ments bir cam (■) ve mika-(●) DOPC bilayeri desteklenmektedir. , bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için buraya tıklayınız.

Şekil 4,
Şekil 4. Kümülatif olasılık dağılımı. Kare yer değiştirmeler Kümülatif olasılık dağılımını (CPD) uyan ve cam-(A) üzerinde yayılan SM-ATTO647N parçacıkların bi-üstel (iki nüfus) difüzyon modeli için uygun ve mika-(B) desteklenen DOPC bilayers. Dağılımları ve uyan sadece beşinci kez-lag (Δ t = 50 msn) sunulmaktadır. Hesaplamalar ve araziler TrackArt 19 yazılımı kullanılarak elde edilmiştir.sıska "> bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için buraya tıklayınız.

Şekil 5,
Hızlı (r 1 2) ve yavaş (r 2 2) difüzyon Şekil 5. MSD ve fraksiyon araziler. MSD araziler nüfus ve CPD uyuyor hesaplanan hızlı nüfus (F 1) fraksiyonu. Sonuçlar cam-(A) üzerinde yayılan SM-ATTO647N parçacıkları için ayrı ayrı sunulan ve mika (B) tabakalarının DOPC desteklenir. Hesaplamalar ve araziler TrackArt 19 yazılımı kullanılarak elde edilmiştir. , bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için buraya tıklayınız.

Nüfus 1 (hızlı) Nüfus 2 (yavaş)
D 1 (mikron 2 / sn) Fraksiyon (%) D, 2 (2 mikron / saniye) Fraksiyon (%)
Cam 1.840 ± 0.031 65.19 ± 0.56 0.006 ± 0.001 34.81 ± 0.56
Mika 53.88 ± 0.26 0.176 ± 0.002 46.12 ± 0.26

Difüzyon istatistik Tablo 1.. Difüzyon katsayıları. Özeti. Yavaş ve hızlı nüfus ve bunların fraksiyonları için difüzyon katsayıları. Hesaplamalar, iki popülasyon modeli kullanılarak TrackArt yazılım yapıldı. Yörüngeleri tanınan ve Mozaik Parçacık Tracker ImageJ eklentisi kullanarak bağlandı.

Animasyonlu Şekil :. cam (sol) ve mika (sağda) desteklenen bir DOPC çift tabakası içinde difüzyon Sfingomiyelin-ATTO647N Tek moleküller difüzyon Timelapse TIRFM film. Ölçek çubuğu 5 mikron.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Bu protokol, lipid iki katmanlı birikimi ve yüksek çözünürlüklü görüntüleme için düz ve ince mika yüzeylerin hazırlanması için bir yöntemi tarif etmektedir. Bu teknik, çok yüksek kalitede bir yüzey elde etmek için mika kritik olan cam mika cam sandviç (adım 2.8), dikkatli sökme sınırlı az manuel beceri gerektirir. Mika yaran olmadan optik yapıştırıcı ayırmak için mümkün olduğu Taze kırılmış mika Denetim zaman optik yapıştırıcı maruz kalan bölgeleri bırakarak, bu noktada gereklidir. Bu, yapıştırıcıya yerine mika üzerinde iki tabakalı istenmeyen birikimi de neden olabilir. Mika yüzeyi birkaç istisna temin eşit yükseklikte bir optik görüntü kalitesi bakılırsa, lamel yüzeyine paralel olarak tarif edilen yöntem kullanılarak hazırlandı; bu nedenle ek doğrulama için bir ihtiyaç görmedim.

Montaj odacığı en son adım özelleştirilebilir. Video eğitimi gösteren birBir bölme olarak kullanılan 1.5 ml bir cam şişe plastik kapağı, ancak bu benzeri bir şekle sahip bir nesne ve istenen boyutları ile ikame edilmiş olabilir, tutucusuna ile örnek AFM içine yerleştirilir zorundadır eşzamanlı AFM-TIRFM/confocal görüntüleme, örneğin . Görüntüleme standart, 35 mm metal cep odası kullanılarak yapılacak ise özel bir odasının montajı, atlanabilir. Bu durumda, bununla birlikte, bir 25 mm yuvarlak kapak camı kullanılacak, ve lipozom solüsyonu daha büyük bir hacim SLB oluşumu için gerekli olacaktır.

Burada sunulan sonuçlar, tek bir molekül görüntüleme ve izleme kolayca tarif edilen yüzey hazırlanması için olan protokole göre, TIRFM görüntüleme için uygun olacak kadar ince son derece ince mika yüzeylerde yapılabileceğini göstermektedir. Aynı hazırlama gibi toplam iç yansıma flüoresan korelasyon spektroskopisi (TIR-FCS) gibi yüksek çözünürlüklü optik mikroskopi dahil olmak üzere diğer tekniklerle uygulanabilir. Önemli bir şekilde, SLBS hazırlıkared aynı şekilde (ya da tam olarak aynı örnekler) farklı yöntemler, örneğin, AFM, SMT, FCS ve FRAP kullanılarak elde edilen sonuçların doğrudan bir karşılaştırma için temel bir ölçüt, iki deney düzeneğinde kullanılabilir.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Yazarlar ifşa hiçbir şey yok.

Acknowledgements

Yazarlar herhangi bildirimleri var.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Bath Sonicator Fisher Scientific FB15051
Coverslips 24 x 50 mm - No H1.5 Marienfeld 102222
DOPC Avanti Polar Lipids 850357
Hellmanex III (detergent) Hellma Analytics 320.003
Mica V-1 Grade SPI Suppliers 1872-CA
Optical Adhesive (high viscosity) Norland Products NOA63
Optical Adhesive (low viscosity) Norland Products NOA60
Sphingomyelin-ATTO647N AttoTec AD 647N-171
UV lamp Synoptics Ltd. GelVue GVM20 The lamp was set to 100% power

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Giocondi, M. -C., et al. Surface topography of membrane domains. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. 1798, 703-718 (2010).
  2. Garcia-Saez, A. J., Schwille, P. Surface analysis of membrane dynamics. Biochim Biophys Acta. 1798, 766-776 (2010).
  3. Plochberger, B., et al. Cholesterol slows down the lateral mobility of an oxidized phospholipid in a supported lipid bilayer. Langmuir. 26, 17322-17329 (2010).
  4. El Kirat, K., Morandat, S., Dufrêne, Y. F. Nanoscale analysis of supported lipid bilayers using atomic force microscopy. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. 1798, 750-765 (2010).
  5. Szmodis, A. W., Blanchette, C. D., Longo, M. L., Orme, C. A., Parikh, A. N. Thermally induced phase separation in supported bilayers of glycosphingolipid and phospholipid mixtures. Biointerphases. 5, 120-130 (2010).
  6. Strulson, M. K., Maurer, J. A. Microcontact printing for creation of patterned lipid bilayers on tetraethylene glycol self-assembled monolayers. Langmuir. 27, 12052-12057 (2011).
  7. Satriano, C., et al. Plasma oxidized polyhydroxymethylsiloxane--a new smooth surface for supported lipid bilayer formation. Langmuir. 26, 5715-5725 (2010).
  8. Bag, N., Sankaran, J., Paul, A., Kraut, R. S., Wohland, T. Calibration and limits of camera-based fluorescence correlation spectroscopy: a supported lipid bilayer study. Chemphyschem: a European Journal of Chemical Physics and Physical Chemistry. 13, 2784-2794 (2012).
  9. Singh, S., Keller, D. J. Atomic force microscopy of supported planar membrane bilayers. Biophysical Journal. 60, 1401-1410 (1991).
  10. Przybylo, M., et al. Lipid Diffusion in Giant Unilamellar Vesicles Is More than 2 Times Faster than in Supported Phospholipid Bilayers under Identical Conditions. Langmuir. 22, 9096-9099 (2006).
  11. Scomparin, C., Lecuyer, S., Ferreira, M., Charitat, T., Tinland, B. Diffusion in supported lipid bilayers: influence of substrate and preparation technique on the internal dynamics. Eur Phys J E Soft Matter. 28, 211-220 (2009).
  12. Oreopoulos, J., Yip, C. M. Combined scanning probe and total internal reflection fluorescence microscopy. Methods. 46, 2-10 (2008).
  13. Shaw, J. E., Slade, A., Yip, C. M. Simultaneous in situ total internal reflectance fluorescence/atomic force microscopy studies of DPPC/dPOPC microdomains in supported planar lipid bilayers. J Am Chem Soc. 125, 11838-11839 (2003).
  14. Skaug, M. J., Faller, R., Longo, M. L. Correlating anomalous diffusion with lipid bilayer membrane structure using single molecule tracking and atomic force microscopy. J Chem Phys. 134, (2011).
  15. Bag, N., Yap, D. H., Wohland, T. Temperature dependence of diffusion in model and live cell membranes characterized by imaging fluorescence correlation spectroscopy. Biochimica et Biophysica Acta. (2013).
  16. Sbalzarini, I. F., Koumoutsakos, P. Feature point tracking and trajectory analysis for video imaging in cell biology. J Struct Biol. 151, 182-195 (2005).
  17. Linkert, M., et al. Metadata matters: access to image data in the real world. J Cell Biol. 189, 777-782 (2010).
  18. Schutz, G. J., Schindler, H., Schmidt, T. Single-molecule microscopy on model membranes reveals anomalous diffusion. Biophys J. 73, 1073-1080 (1997).
  19. Matysik, A., Kraut, R. TrackArt: the user friendly interface for single molecule tracking data analysis and simulation applied to complex diffusion in mica supported lipid bilayers. BMC Research Notes. 7, (2014).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics