Kalibreret pincet Model af rygmarvskompression Skade

* These authors contributed equally
Medicine
JoVE Journal
Medicine
AccessviaTrial
 

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

McDonough, A., Monterrubio, A., Ariza, J., Martínez-Cerdeño, V. Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury. J. Vis. Exp. (98), e52318, doi:10.3791/52318 (2015).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Compression skader i murine rygmarven er værdifulde dyremodeller til undersøgelse af rygmarvsskade (SCI) og spinal regenerativ terapi. Den kalibrerede pincet model kompression skade er en bekvem, billig og meget reproducerbar dyremodel for SCI. Vi anvendte et par modificerede pincet i overensstemmelse med fremgangsmåden offentliggjort af Plemel et al. (2008) til sideværts komprimere rygmarven til en afstand på 0,35 mm. I denne video vil vi vise en dorsal laminectomy at blotlægge rygmarven efterfulgt af sammenpresning af rygmarven med de modificerede pincet. I videoen, vil vi også behandle spørgsmål i forbindelse med pleje af paraplegiker forsøgsdyr. Denne skade model producerer mus, der udviser svækkelse i sensation, samt forringet bagben lokomotorisk funktion. Desuden er denne fremgangsmåde til skade producerer ensartede afvigelser i patologien af ​​SCI, som bestemt ved immunohistokemiske metoder. Efter at have set denne video, bør seerne kunne bestemme de nødvendige forsyninger og metoder til fremstilling af SCI forskellige sværhedsgrader i musen til undersøgelser af SCI og / eller behandlinger har til formål at afbøde forringelse efter skade.

Introduction

Dyremodeller af SCI er værdifulde redskaber til at vurdere effektiviteten af ​​terapeutiske paradigmer har til formål at afbøde skader som følge af traume på rygmarven. Ud af eksperimentel nødvendighed skal disse modeller giver reproducerbare underskud i bevægeapparatet sensoriske adfærd og kunne indstilles til at producere skader af forskellig sværhedsgrad, og vise, at skaden sværhedsgrad korrelerer med graden af ​​neurologisk underskud overholdes. Der er tre hovedtyper af SCI med særskilte funktioner i skade: transection, kontusion og kompression 1. Kort fortalt en transection skade er en laceration til rygmarven, en kontusion skade skyldes en kort, fokal kraft, der påføres den dorsale rygmarv, og en kompression skade opstår, når en skadelig kraft påføres rygmarven, og kan også være omtalt som en crush skade 2.

Komplette transection skader er klinisk sjældne i mennesker 3, mens kontusion end komprimering personskader er mere almindelige. Kompressionen skade frembringer et resultat svarende til hvad der er fundet i human SCI forårsaget af for eksempel tumor kompression eller andre skadelige trykkræfter, og kan udføres ved hjælp af en simpel række af værktøj. Blodudtrædning og kompression skader er ens i, at de begge er en trykkraft og begge har lignende patologiske funktioner, såsom cytoarchitectonic desorganisering, og fremkalde lignende endogene reaktioner på skade 1,4. Den kontusion skade model normalt anvender denne kraft til den dorsale rygmarv under anvendelse af et særligt apparat på en måde svarende til tilfælde af SCI humane følge af en sammenpresning af rygsøjlen 2,5,6. I modsætning hertil kan komprimering skader dannes ved en række fremgangsmåder, der anvender kraft dorsalt eller sideværts. Metoder til en kompression skade indbefatter kalibreret pincet 7, aneurismeklemmer 2 eller placere en vægt direkte på rygmarven 8. En fordel vedaneurismeklemmer er, at de er i stand til at varetage forskellige mængder af kraft 9. Fremgangsmåden til tilsætning af vægte til den dorsale overflade af rygmarven direkte 8 kræver vægten skal være på plads i 10 min, drastisk at øge længden af kirurgi og resulterer i uoverensstemmelser på grund af placeringen af vægt og bevægelse som følge af åndedræt af dyr. På grund af den lille størrelse af mus, placere dyr i specialiserede apparater beregnet til brug i rotter, såsom stødorganer til kontusion skader, kan være vanskeligt eller medføre inkonsistente skader 7. Imidlertid er tilgængelige i en bred vifte af transgene stammer, i modsætning til større dyr, såsom rotter eller kaniner, der er meget nyttige for SCI forskning mus.

Den Plemel fremgangsmåde til anvendelse af kalibrerede pincet til at komprimere rygmarven genererer en reproducerbar SCI med en høj grad af korrelation mellem skade sværhedsgrad og neurologisk deficit 7. Denne kirurgiske SCI model ergenereres ved hjælp af et par No. 5 Dumont pincet modificeret til at blive holdt fra hinanden ved en defineret afstand ved enten metal epoxy eller en anden forhindring for at forhindre fuldstændig lukning. Dette manipuleret afstand sikrer, at tangen vil altid tæt på en vis bredde i flere operationer og af forskellige brugere. Fordelen ved Plemel fremgangsmåde er, at materialer til at producere de kalibrerede pincet kan let købt og samles i laboratoriet uden behov for specialiseret udstyr. Disse pincet kan modstå flere runder af autoklavering og sterilisation, og manglen på en separat, voluminøst apparat strømliner operationer.

I denne video vi demonstrere kirurgisk brug af et par kalibreret pincet på musen rygmarven til at generere en kompression skade. Vi behandle også unikke betænkeligheder med hensyn til pleje af rygmarvsbeskadigede forsøgsdyr for at forbedre deres livskvalitet postoperativt og reducere dødeligheden.

Protocol

Alle dyreforsøg og dyr pleje metoder skal godkendes af institutionens Institutional Animal Care og brug Udvalg (IACUC).

1. Kirurgisk Forberedelse

  1. Saml alle nødvendige kirurgiske værktøjer og reagenser: tang, Vana sakse, roungeurs, retractoren, skalpeller, sakse, suturer, hud hæfteklammer, Q-tip, sterilt saltvand, kirurgiske svampe og isofluran. Forbered og autoklaver en komplet pakke af kirurgiske redskaber inden operationen. Hvis der udføres operationer på mere end én mus, forberede og autoklaver en pakke af værktøjer per dyr, eller autoklavere en pakke af kirurgiske instrumenter og sterilisere med et værktøj sterilisator i mellem operationer. Generelt kan en pakke af steriliserede redskaber bruges på op til 5 mus, hvis en glaskugle værktøj terilizer bruges til at rense redskaberne i-mellem operationer (efter 5 dyr værktøjerne skal være re-rengøres og steriliseres inden brug). Forhør dig hos din lokale IACUC administrator for Institutipå specifikke retningslinjer.
  2. Steriliser kirurgiske område med 70% isopropylalkohol klude. Opsætning operationsafdækningsstykker at sikre et sterilt felt opretholdes under kirurgi.
  3. Hver mus før operation afvejes. Administrere en dosis på 0,05 mg / kg legemsvægt af buprenorphin, subkutant.
  4. Bedøve dyret ved indgivelse isofluran i en dosis på 4% i induktion kammer isofluran maskine.
  5. Når dyret bedøvet anvende salve til øjnene for at undgå dehydrering, indstille dyret på en varmepude ved 37 ° C, og sikre, at musens hoved er korrekt placeret i anæstesi kegle. (Bemærk: Brug en varmekilde som ikke vil forårsage forbrændinger, dvs en cirkulerende vand tæppe, varmt vand flaske eller tilsvarende.). På dette tidspunkt administrere en dosis på 2% isofluran til dyret.
  6. Barber den dorsale overflade af mus, ca. 1 cm omkring den tilsigtede indsnit placering.
  7. Desinficer snittet site ved vask med 70% isopropylalkohol klude, derefter med en jodopløsning (10% Povidon-iod, 1% tilgængeligt iod). Gentag 3 gange.

2. Dorsal laminektomi

  1. Før et snit, sikre, at dyret er korrekt bedøvet ved at kontrollere for reflekser ved hjælp af tå eller hale knivspids metode.
  2. Lav et snit langs ryggens rygsøjlen med skalpel og blad, og derefter kontrollere, om reflekser igen. Arch ryggen til at hjælpe ordentligt visualisere vartegn, såsom grænserne mellem ryghvirvler.
  3. Skær gennem huden. Indsæt retraktor for at holde huden og fascia tilbage fra rygmarven. Fjern vævet på begge sider af rygmarven for at blotlægge musklerne dækker rygsøjlen.
    BEMÆRK: Kirurgen skal være bekendt med de anatomiske vartegn. For eksempel ringere vinkel af bovbladet svarer T7. Toppen af ​​den naturlige kurve af musens spinal er T12 og kan anvendes som referencepunkt.
  4. Med pRoper belysning, fastlægge mellemrummet mellem hvirvlerne. Find den bageste ende af T10 og skære muskler og fascia vinkelret på intervertebrale diskplads. Skåret lige nok til at udsætte torntappen og posterior lamina af T10.
  5. Anvendelse af et par af fine tipped Dumont # 5 pincet, fjerne nogle af vævet fra lamina og torntappen at blotlægge en lille splint af rygmarven. Når det er nødvendigt, skal du bruge væv pincet til at stabilisere rygsøjlen.
  6. Udfør laminektomi ved at indsætte den ene side af et par små Vana saks langs dorsolaterale side af hvirvlen og lige under hinden.
    1. Lav små, omhyggelig klip til at skære gennem den laterale side af rygsøjlen lamina. Sikre, at ingen tryk påføres rygmarven.
    2. Gentag på den anden side.
    3. Påfør let tryk for at standse blødningen som nødvendigt med en Q-tip eller kirurgisk svamp, idet man ikke lægge pres på rygmarven.
      BEMÆRK: Forbered gel skumdyppet i sterilt saltvand i tilfælde af, at blødning skal styres.
    4. Når indsnit er foretaget, løft dorsale aspekt af ryghvirvel og forsigtigt fjerne vedhæftede filer væv. Brug egnede midler til at kontrollere blødning, hvis det er nødvendigt.

3. rygmarvskompression

  1. Brug roungeurs eller laminektomi pincet, at de laterale sider af rygmarven er fri for vertebral knogle, således at de kalibrerede pincet til kompression skade kan placere på begge sider af rygmarven. Armene på tangen skal kunne placeres inden epiduralrummet på tilstødende sider af rygmarven og spidserne af tangen skal kunne nå bunden af ​​rygmarvskanalen.
    1. Kontroller, at synligheden af ​​rygmarven er god.
  2. Placere den kalibrerede Dumont # 5 pincet omtrent i midten af ​​den eksponerede del af rygmarven. Husk på, at armene på den kraftps skal placeres i det epidurale rum på tilstødende sider og spidserne skal røre gulvet af rygmarvskanalen at generere reproducerbare skader.
  3. Komprimere forsigtigt rygmarven, indtil afstandsstykkerne forbinde. Hold i stedet for 15 sek.
  4. Frigive forsigtigt kompressionskraft og fjerne de kalibrerede pincet fra rygmarven. Sterilt saltvand bør anvendes til at genvinde homøostase før såret lukkes.

4. Sår Closing

  1. Suturere forsigtigt musklen lag over rygmarven, idet man ikke forstyrre eller trykke på rygmarven.
  2. Brug enten suturer eller hæfteklammer for at lukke huden over såret.
  3. Hvis du bruger gas bedøvelse, begynde at nedtrappe / slukke for bedøvelse.
  4. Indgiv 0,1 ml laktat ringetoner pr 10 g kropsvægt til at hjælpe konto for dehydrering under operationen og efter operationen, når dyret er sløv og komme sig skaden. Opløsningen skal være Warmed til legemstemperatur før injektion.
  5. Placer mus i en strøelse-fri bur. Buret skal hvile på toppen af ​​en varmepude (som beskrevet i 1.1.5) på en måde, der tillader halvdelen af ​​buret område at være på puden, mens den anden halvdel hviler på en RT tæller med henblik på at give mus klima muligheder, når det er ambulant. Vær omhyggelig med at sikre, at "nyttiggørelse buret" er beliggende i et roligt miljø. Nøje overvåge dyret indtil det genvandt bevidstheden, på hvilket tidspunkt mus kan overføres til en regelmæssig bur med strøelse.

5. postoperativ pleje

  1. Efter operationen, administrere en dosis på 0,05 mg / kg legemsvægt buprenorphin subkutant hver 12. time i de første 3 dage efter operationen, og derefter som nødvendigt for at styre symptomerne på smerte.
  2. Administrere en dosis af laktat ringetoner (0,1 ml pr 10 g legemsvægt subkutant) i de første 3-5 dage efter operationen. Giv denne dosis, hvis / når enimal begynder at udvise tegn på dehydrering uden for denne indledende periode.
  3. Manuelt udtrykke blæren af ​​dyrene ved hjælp af Crede manøvre to gange dagligt. Forsigtigt palpere dyrets mave for at finde blæren, og derefter forsigtigt nedadgående pres, indtil blæren er tom.
    1. Hvis blæren ikke tømmer eller urinen er blodig eller overskyet, administrere 50 mg / kg ved legemsvægt Baytril til dyret via interperitoneal injektion i 10 dage.
  4. Overvåg dyr for tegn på autophagy, dehydrering og overdreven vægttab (større end 20% af legemsvægt). Hvis et dyr oplever nogen af ​​disse symptomer, bør du rådføre sig med en dyrlæge med det samme med hensyn til behandlingsmuligheder, eller aflive dyret på en human måde efter IACUC retningslinjer.
    1. Eftersom mobilitet kan være begrænset lige efter operationen, træffe de nødvendige foranstaltninger for at sikre dyrene har adgang til mad og vand. Færdigpakkede vådfoder, samt ens hydrogel, kan stilles til rådighed for dyrene i disse tilfælde.

6. Vurdere vævsskader efter Compression Skade

  1. Bedøver dyr som beskrevet i trin 1.4 og 1.5. Tjek anæstesidybden ved tå pinch og overvågning hornhinde blink reflekser. Når dyret er ufølsom over for stimuli, gå videre til trin 6.2.
  2. Udfør en intracardial perfusion 10.
    1. Expose brysthulen og indsætte en nål i venstre ventrikel. Skyl eksisterende væsker med 20 - 30 ml iskold phosphatbufret saltvand (PBS) efterfulgt af 15 til 25 ml iskold 4% paraformaldehyd (PFA).
  3. Fjern rygmarven.
    1. Skær huden dorsale til rygmarven og rydde væk enhver overskydende væv omkring længden af ​​rygsøjlen.
    2. Excise rygsøjlen og skåret væk resterende væv. Det faktiske niveau af laminektomi og jegnjury kan bekræftes ved at tælle ribben.
    3. Brug Vanna saks og pincet til at fortrænge små dele af rygsøjlen i en caudal-til-rostrale retning. Fortsæt med at skære indtil ledningen udsættes nok til at tillade sikker fjernelse. Visualisering af den skærende placering og proces kan lettes ved hjælp af en stereoskop.
  4. Placer rygmarv væv i 4% PFA. Tillad væv til post-fix i denne opløsning i 24 timer ved 4 ° C.
  5. Cryoprotect væv ved inkubation i 30% saccharose i 24 timer ved 4 ° C.
  6. Integrer væv i oktober Kort fortalt tager væv fra 30% saccharose inkubation og fjerne eventuel overskydende opløsning. Placer vævet i en kryoformen fyldt med OCT og inkuberes i 1 time ved 4 ° C.
    1. Fjern mug fra 4 ° C, bekræfter retningsbestemt orientering af vævet, sætte formen i en dyb tallerken af ​​2-methylbutan (præ-afkølet i 1 time på tøris), og lad oktober til helt størkne. Hold på tøris, hvis du bruger det samme eller store ved -80 ° C.
  7. Skær vævet i 20 um sagittale sektioner ved hjælp af en kryostat. Mount væv direkte på dias. Opbevares ved -20 ° C indtil brug.
  8. Udfør hematoxylin og eosin (H & E) pletten.
    1. Kort fortalt rehydrere vævet (5 min, 2 gange), pletten med Hematoxylin (2,5 min), og vask med vand (1 min, 2 gange).
    2. Inkuber væv i 50% og derefter 70% ethanol (3 min hver), pletten med Eosin (45 sek), og dehydrere ved inkubering i 90% (5 sek), 95% (5 sek), 100% ethanol (2 min) og isopropanol (2 min).
    3. Klart med xylen (5 min, 3 gange).
      BEMÆRK: H & E farvning vil variere med specifikke væv tykkelse og betingelser. Derfor er standardisering, før du fortsætter med eksperimentelle væv prøver.
  9. Dæk væv med en tynd strimmel af Permount (~ 100 um) og dækglas. Tryk ned på alle sider af dækglasset for at sikre korrekt fordeling af væske. Lad dias tørre O / N.
  10. Visualize vævssnit hjælp af en digital mikroskop og tage billeder med den medfølgende software.

Representative Results

Vi udførte en laminektomi på 12 mus (25-30 g) som beskrevet ovenfor, efterfulgt af rygmarv kompressioner på 0,25 mm (n = 4), 0,35 mm (n = 4) og 0,55 mm (n = 4). Vi ofrede dyr på tre (n = 6) og syv (n = 6) dage efter skade ved intrakardial perfusion. Rygmarven blev fjernet fra rygsøjlen, og vævet blev fremstillet og behandlet som beskrevet ovenfor. Billeder af hele rygmarven blev taget med et Leica EZ4 digital mikroskop og medfølgende software. Billeder af rygmarv sektioner blev taget på 2X forstørrelse med anvendelse et Olympus digitalt mikroskop og medfølgende software.

Vi fandt, at rygmarven kompression frembringer en skade med epicentret på stedet af kompressionen (figur 1). Virkningerne af den skade udvide flere millimeter i rostralt og caudal retninger. Sværhedsgraden af ​​skaden steg som afstanden mellem afstandsstykkerne faldt (0,25 mm> 0,35 mm>0,55 mm, figur 2). Tre dage efter kompression der var blod i centrum for den skade og de omkringliggende områder, der ikke var til stede 7 dage efter skaden. 0,25 mm og 0,35 mm kompressioner produceret et hulrum, men ikke 0,55 mm model. Efter 7 dage den dorsale og ventrale hvid substans faldt stort set i størrelse i centrum, det grå materie organisation var stærkt forvrænget, og kavitation var vedholdende. Disse cytoarchitectonical ændringer omsættes til motor og sensoriske ændringer i dyrs adfærd evalueret ved brug passende tests såsom Basso Mouse Skala for Lokomotorisk Funktion og von Frey hår og ethylchlorid test for sensorisk funktion som vi påvist i tidligere udgivelser 8.

Figur 1
Figur 1. Repræsentative billeder af det intakte rygmarv både før og AFter skade. (A) Intakt rygmarven. (B) Rygmarven efter 0,35 mm kompression. Pile angiver grænsen til skade. Asterisk indentifies epicentret for skade. D = Dorsal, L = Lateral. Scale bar:. 0,50 mm Klik her for at se en større udgave af dette tal.

Figur 2
Figur 2. Repræsentative billeder af mus rygmarv før og efter kompression skade ved varierende kompression bredder. (A) Sagittal sektion af kontrol rygmarven. (B) koronale del ved epicentret for en 0,35 mm SCI 7 dage efter kompression skade (dpi). (C, E, G) Sagittale sektioner af rygmarv 3 dpi til en bredde på 0,25 , 0,35 eller 0,55 mm. (D, F, H) Sagittal afsnit af H & E farvet rygmarvs 7 dpi til en bredde på 0,25, 0,35 eller 0,55 mm. Asterisk indentifies epicentret for skade. Alle afsnit farvet med H & E. D = Dorsal, L = Lateral. Scale bar:. 1,25 mm Klik her for at se en større udgave af dette tal.

Discussion

Valget af et SCI model er vigtigt at designe eksperimenter for at bestemme effektiviteten af ​​behandlinger for tilfælde af SCI humane. Sådanne eksperimenter kræver en dyremodel, der er yderst reproducerbar at begrænse variabilitet, som kan resultere i inkonklusive data. De bør også være af klinisk relevans for nøjagtigt at vurdere den menneskelige tilstand, de modellering. Med henblik herpå vælge en komprimerende eller contusive skade over en transection er mere klinisk relevant 3. Men stødorganer og vægt drop apparater til kontusion skader kræver anvendelse af dyre og komplicerede maskiner. I modsætning hertil udnytter den kalibrerede pincet model af SCI modificerede pincet, der er nemme at samle fra almindelige forsøgsdyr materialer, og operationen kræver kun et yderligere trin efter en standard dorsale laminektomi at blotlægge rygmarven. En ulempe ved denne metode er imidlertid, at trykkraften altid påføres sideværts frem dorsalt, somer oftest ses i kliniske tilfælde af SCI 9, og trykstyrke skader menneskelige genereret ved hjælp af metoden påvirker en større rostral-caudale udstrækning af væv end kontusion modeller 1,2. Denne model er blevet påvist ved initiativtagerne til teknik, og os, for at generere reproducerbar SCI 7,11, og er velegnet til størrelsen af mus. Tillader desuden denne skade model for dyr, der skal evalueres efter kirurgi og terapeutiske behandlinger ved hjælp af en lang række adfærdsmæssige tests, såsom Basso Mouse Skala for Locomotion og von Frey hår test, at kontrollere, at en gruppe af dyr deler samme skade sværhedsgrad og neurologiske defekter 7,11-13. De samme teknikker kan også anvendes til at evaluere effekten af behandlinger, dyr under efterforskningsmæssige undersøgelser, der opfylder de generelle kriterier for dyremodeller anvendes til at vurdere terapier for SCI 2,7.

Fremgangsmåden til fremstilling af den kalibrerede forceps for skade model er enkel og kan udføres med en række forskellige metoder. Vi har brugt spacer metode 11, som er offentliggjort af Plemel 7, og har også ændret pincet ved hjælp af en lille skrue, som ikke blot giver en nemmere metode til at skabe kompression enhed, men giver også mulighed for alsidighed i justering af endelige kompression bredde, af gavn for komparative studier. Rækken af ​​muligheder i at skabe tangen er næsten ubegrænset, så længe spacer (s) give en stabil middel til altid at lukke tangen til den samme afstand og kan modstå autoklavering og sterilisering. De kirurgiske metoder, der beskrives i denne video er meget reproducerbare tværs brugere, men det er nødvendigt, at der udvises forsigtighed, når du udfører den laminektomi og suturering dyret efter indgrebet er udført således, at rygmarven ikke lider yderligere trykkræfter, der kan øge skaden sværhedsgrad og forvirre fremtidige eksperimenter. Med korrekt træning og praksis, den kalibrerede pincet model af kompression skade er velegnet til udførelse af SCI i mus, der efterligner kliniske tilfælde observeret hos mennesker 2,3,7. På grund af den lette skabe pincet, der producerer mus af forskellige grader af skade sværhedsgrad kan nemt gøres. Dette vil være til stor gavn for observere genetiske virkninger på SCI af forskellig strenghed i transgene mus samt en vurdering af effekten af ​​stamceller transplantationer i mus. De fleste undersøgelser i litteraturen er blevet udført på rotter på grund af deres størrelse, hvilket generelt gør operationer lettere at udføre. Men den metode, udgivet af Plemel et al. 7 og beskrevet af os i denne video skal gøre det muligt SCI skal udføres på mus med stor lethed og reproducerbarhed.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Isoflurane machine Smiths Medical PM, Inc VCT302
Isoflurane Phoenix Pharmaceutical NDC: 66794-013-25
Dissecting Scope Seiler Precision Microscopes SSI 202/402
Germinator-500 (tool sterilizer) Thomas Scientific 3885A20
Puralube (eye ointment) Dechra NDC 17033-211-38
Scalpel handle (#3) Fine Science Tools 10003-12
Scalpel blade (#11) Fisher Scientific  08-914B
Retractor (Colibri) Fine Science Tools 17000-03
Friedman Pearson roungeur Fine Science Tools 16021-14
Vanna (Castroviejo) scissors Roboz RS-5658
Tissue forceps Fine Science Tools 11029-14
Laminectomy forceps (Dumont #2) Fine Science Tools 11223-20
Dumont #5 forceps Fine Science Tools 11252-20
Stapler Fine Science Tools 12031-07
Staples (wound clips) Reflex7 203-1000
Sutures Henry Schein 101-2636
Needles (30 G x ½) BD Biomedical 305106
Syringe (1 ml) BD Biomedical 309659
Baytril (enrofloxacin) Bayer NADA 140-913
Buprenex (buprenorphine) Cardinal Health NDC 12496-0757-1

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. McDonough, A., Martinez-Cerdeno, V. Endogenous proliferation after SCI in animal models. Stem Cells Int. 2012, 387513 (2012).
  2. Onifer, S. M., Rabchevsky, A. G., Scheff, S. W. Rat models of traumatic SCI to assess motor recovery. ILAR J. 48, (4), 385-395 (2007).
  3. Bunge, R. P., Puckett, W. R., Becerra, J. L., Marcillo, A., Quencer, R. M. Observations on the pathology of human SCI. A review and classification of 22 new cases with details from a case of chronic cord compression with extensive focal demyelination. Adv Neurol. 59, 75-89 (1993).
  4. Beattie, M. S., et al. Endogenous repair after spinal cord contusion injuries in the rat. Exp Neurol. 148, (2), 453-463 (1997).
  5. Basso, D. M., Beattie, M. S., Bresnahan, J. C. Graded histological and locomotor outcomes after spinal cord contusion using the NYU weight-drop device versus transection. Experimental Neurology. 139, (2), 244-256 (1996).
  6. Krishna, V., et al. A contusion model of severe SCI in rats. J Vis Exp. 78, (2013).
  7. Plemel, J. R., et al. A graded forceps crush SCI model in mice. J Neurotrauma. 25, (4), 350-370 (2008).
  8. Wu, D., Shibuya, S., Miyamoto, O., Itano, T., Yamamoto, T. Increase of NG2-positive cells associated with radial glia following traumatic SCI in adult rats. J Neurocytol. 34, (6), 459-469 (2005).
  9. Namiki, J., Tator, C. H. Cell proliferation and nestin expression in the ependyma of the adult rat spinal cord after injury. Journal of Neuropathology and Experimental Neurology. 58, (5), 489-498 (1999).
  10. Teletin, M., et al. Histopathology in Mouse Metabolic Investigations. Current Protocols in Molecular Biology. 29, (2007).
  11. McDonough, A., Hoang, A. N., Monterrubio, A. M., Greenhalgh, S., Martinez-Cerdeno, V. Compression injury in the mouse spinal cord elicits a specific proliferative response and distinct cell fate acquisition along rostro-caudal and dorso-ventral axes. Neuroscience. 254, 1-17 (2013).
  12. Basso, D. M., et al. Basso Mouse Scale for locomotion detects differences in recovery after SCI in five common mouse strains. J Neurotrauma. 23, (5), 635-659 (2006).
  13. Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw. J Neurosci Methods. 53, (1), 55-63 (1994).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please sign in or create an account.

    Usage Statistics