Spanning en Calcium Dual Channel Optische kaart brengen van Gekweekte HL-1 atriale Myocyte Monolayer

* These authors contributed equally
Biology

Your institution must subscribe to JoVE's Biology section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

Welcome!

Enter your email below to get your free 10 minute trial to JoVE!





We use/store this info to ensure you have proper access and that your account is secure. We may use this info to send you notifications about your account, your institutional access, and/or other related products. To learn more about our GDPR policies click here.

If you want more info regarding data storage, please contact gdpr@jove.com.

 

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Yan, J., Thomson, J. K., Zhao, W., Fast, V. G., Ye, T., Ai, X. Voltage and Calcium Dual Channel Optical Mapping of Cultured HL-1 Atrial Myocyte Monolayer. J. Vis. Exp. (97), e52542, doi:10.3791/52542 (2015).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Optische mapping heeft bewezen een waardevolle techniek cardiale elektrische activiteit te detecteren op zowel intacte ex vivo hart en in gekweekte myocyten monolagen zijn. HL-1-cellen zijn op grote schaal gebruikt als een 2-dimensionale cellulaire model voor het bestuderen van verschillende aspecten van cardiale fysiologie. Echter, is het een grote uitdaging om optisch kaart calcium (Ca) transiënten en actiepotentialen tegelijkertijd uit hetzelfde gezichtsveld in een beschaafde HL-1 atriale celmonolaag. Dit is omdat speciale behandeling en zorg nodig gezonde cellen die elektrisch kunnen worden vastgelegd en optisch gekoppeld bereiden. Daarom hebben wij een optimale werking protocol voor dual channel optische mapping ontwikkeld. In dit manuscript, hebben we in detail beschreven hoe de dual channel optische mapping experiment uit te voeren. Dit protocol is een nuttig instrument om het begrip van de actiepotentiaal vermeerdering en Ca kinetiek in aritmie ontwikkeling te vergroten.

Introduction

Een uniek calcium (Ca) en spanning (V m) dual channel optische mapping techniek 1-5 is in opkomst als een efficiënt instrument om tegelijkertijd op te nemen V m en Ca-signalen in zowel intacte hart en gekweekte celmonolagen. Deze techniek maakt het mogelijk om krachtige informatie over de relatie tussen calcium transiënten en actiepotentialen beter inzicht in de onderliggende elektrofysiologische mechanismen van cardiale aritmieën verkrijgen.

Gekweekte cel monolagen heeft bewezen een geschikte cellulaire model cardiale elektrofysiologie en het onderliggende mechanisme van aritmieën bestuderen. 4,6-8 HL-1-cellen zijn een goed gekarakteriseerde atriale myocyt cultuur lijn. HL-1 cellen houden ook een unieke, gedifferentieerde genotype en fenotype dat morfologische, elektrofysiologische en farmacologische karakteristieken van volwassen atriale myocytes omvat. Deze cellen brengen cardiale genen en eiwitten, waaronder important cardiale ionenkanalen (bijvoorbeeld L- en T-type calciumkanalen) 9 en volwassen isovormen van sarcomeer contractiele eiwitten normaal bij volwassen atriale myocyten zoals anderen en we hebben eerder gemeld. 13/10 Bovendien kan HL-1 cellen gekweekt om een ​​2-dimensionaal (2-D) myocyt monolaag vormen. Aldus, de voordelen van gekweekte HL-1 monolagen omvatten: 1) relatief goedkoper en gemakkelijker om myocyten cultuur lijn dan isoleren en kweken van primaire neonatale myocyten handhaven; 2) een confluente monolaag van cellen vermindert de structurele complexiteit als gevolg van de 3-D structuur van het hart; 3) een cel monolaag kan de interferentie van interstitiële fibrose die optreedt in het intacte hart elimineren. Dit kan worden gebruikt om specifieke elektrofysiologische functies van een groep myocyten ontleden zonder tussenkomst van fibroblasten en interstitiële matrix; 4) de beoordeling van de functionele gevolgen van farmacologische of genetische manipulatie in culreerde celmonolagen effectief worden bereikt. Daarom hebben HL-1 cellen een veelgebruikt cellulair model voor de studie diverse aspecten van myocyten fysiologie evenals stimulatie geïnduceerde abnormale elektrische activiteiten. 13-16 echter speciale behandeling en zorg nodig cultuur gezonde cel monolagen die reageren op externe elektrische pacing voor optische mapping studies. Bovendien kunnen duale fluorescente kleurstof kleuring procedure gemakkelijk de integriteit van gekweekte confluente celmonolagen beschadigen. Zo, het uitvoeren van V m / CA dual channel optische mapping in gekweekte HL-1 monolagen is een grote uitdaging.

Het doel van deze methode is om de sleutel te stappen bieden voor het succesvol uitvoeren van dual channel optische mapping in gekweekte HL-1 monolagen. Hier hebben we uitgebreide informatie verstrekt over een geoptimaliseerd protocol voor HL-1 celmonolaag voorbereiding, dual channel optische kaart brengen van een gekweekte cel monolaag, en in kaart brengen dataverwerking.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Oplossing Voorbereiding

  1. Noradrenaline (NP) oplossing
    1. Los op 40 mg NP in 25 ml 30 mM ascorbinezuur (0,1475 g ascorbinezuur in 25 ml gezuiverd Milli-Q (MQ) water. Vermijd directe blootstelling aan licht tijdens deze oplossing voorbereiding omdat norepinefrine (NP) is lichtgevoelig.
    2. Filter de NP-oplossing met een 0,22 pm spuitfilter. Aliquot de oplossing in 1 ml steriele microbuisjes en bewaar bij -20 ° C. Eenmaal bevroren, NP is een maand stabiel.
  2. Aangevulde Wash en Final Claycomb media
    1. Begin met 43,5 ml Claycomb medium en aangevuld met 5 ml foetaal runderserum (FBS), 0,5 ml penicilline / streptomycine, 0,5 ml NP en 1: 100 verdund L-Glutamine om 50 ml uiteindelijke aangevuld Claycomb medium. Vermijd directe blootstelling aan licht tijdens deze oplossing voorbereiding omdat Claycomb medium is lichtgevoelig.
    2. Bereid de Wash Claycomb medium met behulp van hetzelfde recept als de supvuld Claycomb medium behalve voeg 5% FBS en laat de NP en L-glutamine componenten.
      OPMERKING: De aangevuld Final en Wash Claycomb media zijn goed voor twee weken indien bewaard bij 4 ° C zonder directe blootstelling aan licht.
  3. Sojaboon trypsine remmende oplossing
    1. Los 25 mg van sojaboontrypsineremmer in 100 ml Ca-Mg-vrij en vrij Dulbecco's fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS).
    2. Filtreer de oplossing met behulp van een 0,22 pm spuitfilter.
      OPMERKING: De gesteriliseerde oplossing is een maand stabiel indien bewaard bij 4 ° C.
  4. Gelatine / Fibronectine gerecht bedekkingsoplossing
    1. Los 0,1 g gelatine in 500 ml MQ water tot 0,02% gelatine maken.
    2. Autoclaaf, dan verdunnen 1 ml van fibronectine in 199 ml van 0,02% gelatine en meng voorzichtig.
    3. Aliquot 6 ml gelatine-oplossing in afzonderlijke buizen en bewaar bij -20 ° C.
  5. Hanks 'Zout oplossing
    1. Met behulp van een roerplaat, los de volgende zouten in MQ water (mmol / L), NaCl (136,9), KCl (5,366), KH 2 PO 4 (0,4409), NaH 2 PO 4 (0,4000), MgSO4 (0,8142), D-Glc (5,051), NaHCO3 (4,162), HEPES (5,042), CaCl2 (1.261).
  6. Calcium gevoelige kleurstof (Rhod2) oplossing
    1. Verdun 1 mg Rhod2 droog poeder in 400 pl van 20% Pluronic F-127 in DMSO om een ​​Rhod2 kleurstofvoorraadoplossing en bewaar bij -20 ° C.
    2. Verdun deze oplossing 1: 1000 met Hanks 'Zout oplossing voor een laatste werkende oplossing te maken voor aanvang van het experiment.
  7. Voltage kleurstof (Rh237) oplossing
    1. Verdun 5 mg Rh237 met 2 ml DMSO voorraadoplossing en kassa bij -20 ° C. Verdun de voorraad oplossing 1: 1000 met Hanks 'Zout oplossing voor een laatste werkende oplossing te maken voor aanvang van het experiment.

& #160; OPMERKING: 4/1 oplossingen zijn gebaseerd op de Claycomb HL-1 celcultuur protocol met kleine modificatie.

2. Passage en het kweken HL-1 atriale Myocyten op Coverslips

OPMERKING: De HL-1 cellen kunnen worden verkregen van Dr. Claycomb (Louisiana State University).

  1. Grow HL-1 cellen in T25 flessen en voeden met 5 ml aangevuld Claycomb Medium dagelijks. Passage de cellen in T25 kolven vijf dagen volgens de Claycomb HL-1 celcultuur protocol (hierna beschreven) 10.
  2. Plaats ronde dekglaasjes (20 mm diameter) in 12-putjes 24 uur voordat de cellen in de T25 kolf volledig confluente en klaar om te worden gepasseerd en dek de dekglaasjes met gelatine / fibronectine nacht bij 37 ° C.
  3. De volgende dag, aspireren en gooi de gelatine / fibronectine uit de kweek platen en vervangen door 1,5 ml aangevuld Final Claycomb medium in elk putje.
  4. Split cellen van een T25 culture kolf na het bereiken van volledige confluentie op dag 5. Zuig het medium van de T25 kolf die de confluente cultuur en spoel de cultuur kort in PBS bij 37 ° C.
  5. Zuig PBS en 3 ml 0,05% trypsine / EDTA bij 37 ° C door pipetteren de trypsine / EDTA op de bodem van de T25 kolf direct contact met de cellen te voorkomen. Incubeer bij 37 ° C gedurende 1 min.
  6. Verwijder trypsine / EDTA door aspiratie en voeg nog eens 1,3 ml trypsine / EDTA per T25 fles. Incubeer bij kamertemperatuur gedurende 1 min. Onderzoeken onder een microscoop en als cellen zijn nog steeds verbonden aan de kolf, tikt u op om volledig te verjagen overige cellen.
  7. Voeg 1,3 ml sojaboontrypsineremmer de cellen en overdracht cellen uit de kolf in een 15 ml centrifugebuis. Spoel de lege fles met 5 ml Wash Claycomb medium. Voeg de spoeling aan de cellen in 15 ml centrifugebuis. Centrifugeer bij 500 xg gedurende 5 minuten.
  8. Na centrifugeren, zuig de supernatant en voorzichtig resuspendeer de celpelletin 6 ml aangevuld Final Claycomb medium.
  9. Seed elk putje van een 12-wells plaat met 0,5 ml celsuspensie van cel passage. Voeden de cellen met vers aangevulde Final Claycomb medium dagelijks.
    OPMERKING: nauwlettend toezien op de groei van de cellen, meestal de celmonolagen bereiken samenvloeiing-status op dag 4 en de spontane activiteiten blijven zichtbaar. Vervolgens wordt de cultuur monolaag klaar voor optische afbeelding op dag 4-5 zijn.

3. Laden Calcium en Voltage Sensitive Kleurstoffen aan de cellen

  1. Voor optische mapping studies, verwijder voorzichtig het dekglaasje van de 12-well celkweekplaat en spoel af met Hanks 'Zout oplossing.
  2. Cellen kleuren met Ca kleurstof Rhod2 Incubeer de cel monolaag op het dekglaasje met 3 ml van de geoxygeneerde (borrelen met 5% CO2 / 95% O2 gas) Rhod2 werkoplossing bij 37 ° C in een waterbad gedurende 30 min .
  3. Om de cellen met Vm kleurstof vlekkenRh237, dompel de Rhod2 geladen celmonolaag in 3 ml geoxygeneerde Rh237 werkoplossing bij 37 ° C in een waterbad gedurende 15 min.

4. Dual Channel Optical Mapping

  1. Plaats de cel monolaag, die dubbel gekleurd met Vm en Ca kleurstoffen, in een circulatiekamer op een omgekeerde fluorescentiemicroscoop. Gebruik een verwarmde circulatie systeem om de temperatuur van de celkamer 35 ± 1 ° C te houden. Controle voorzichtig de temperatuur van het perfusaat door de snelheid van de circulatiestroom passen door een kamer naar een helling van meer dan 0,3 ° C in de kamer te vermijden.
    1. Voor de opname V m / Ca-signalen, was de cel monolaag met verse Hanks oplossing voor ongeveer 5 minuten om de resterende kleurstof uit de vorige stappen vlekken te verwijderen.
  2. Pace gezonde cel monolagen met een bipolaire elektrode bestaande uit een glazen pipet gevuld met Hanks 'Zoutoplossing en een silveh draad gewikkeld rond de pipettip zoals eerder beschreven 12,17.
  3. Pace gezonde celmonolagen bij een cyclus lengte van 200-500 msec en puls breedte van 2 ms, verwacht een stimulatiedrempel op ongeveer 1 mV.
    Opmerking: voor elke partij gekweekte monolagen, ten minste twee niet behandelde monolagen worden gebruikt om de toestand van de cel batch testen. Gezonde controle monolagen moeten kunnen worden opgevangen door elektrische stimulatie bij cyclus lengte van 200-500 msec. Als de besturing monolagen niet elektrisch gestimuleerd, suggereert dit dat de gehele cel partij niet geschikt voor optische mapping experimenten zijn.
  4. Om zowel Vm en Ca gevoelige kleurstoffen wekken, gebruikt een LED lichtbron (520 nm golflengte) gekoppeld aan een excitatie filter (510 nm / 40) en een dichroïsche spiegel (561 nm).
    1. Verzamel de fluorescerende signalen van de cellen via een 40X objectief en splitsen met een dichroïsche spiegel (594 nm) in een Vm component en een Ca.Filtreer het uitgestraalde licht in de Vm kanaal met een lange pass filter (700 nm) en het uitgezonden licht in de Ca kanaal met een banddoorlaatfilter (585/40 nm).
    2. Verzamel de gefilterde tl-licht met behulp van twee CCD-camera's (80 x 80 pixels, 1000 bps; RedShirt Imaging).
    3. Om kleurstof fotobleken voorkomen, maken opnames voor minder dan 2 seconden op elke gezichtsveld van de tijd van blootstelling aan licht te beperken. Hier, meestal afbeelding vier verschillende gebieden voor elke monolaag.

5. Data Processing van V m of Ca Recordings

  1. Zowel Vm en Ca signalen (80 x 80 pixels), het gemiddelde van de intensiteitswaarden van vijfentwintig (5 x 5) aangrenzende pixels in een intensiteitswaarde op verschillende opnametijd punten achtergrondruis te verminderen.
    OPMERKING: Nadat de gegevens middeling, elke opname tijdstip van een individuele actiepotentiaal of Ca voorbijgaande levert een data matrix met 16 x 16 gemiddelde intensiteit waarden (gemiddeldgegevenskanalen) met een ruimtelijke resolutie van 50 pm.
  2. Definieer activering tijd (AT) van opgenomen V m of Ca-signalen.
    1. Een activeringstijd (AT) van een individuele actiepotentiaal of Ca voorbijgaande definiëren, bepalen het tijdstip van 50% van piek amplitude van de Vm of Ca signalen met een op maat gemaakte MATLAB-gebaseerde algoritme zoals eerder beschreven. 12
    2. Handmatig nagelezen de geanalyseerde ATs om eventuele fouten die kunnen optreden tijdens het programma-analyse te elimineren.
    3. Bewaar de gedefinieerde AT matrix (16 x 16 gemiddelde gegevens kanalen) van opgenomen actiepotentiaal en calcium van voorbijgaande aard, die respectievelijk in de gebruikte software.
  3. Bereken actiepotentiaal of calcium voorbijgaande geleidingssnelheid (CV) vectoren op de AT-matrix met behulp van de vector veld analysemethode zoals eerder beschreven met kleine aanpassingen 12,18.
    1. Bereken de CV vector van een gegevenskanaal opzichte van de omringende AT datapunten (5 ×; 5 naburige gemiddelde gegevens kanalen) voor het simuleren van een glad oppervlak polynoom van activering tijden (aan de oppervlakte) met behulp van een kleinste-kwadraten algoritme binnen de MATLAB-programma 12,18.
    2. Bereken geleiding vector met behulp van de onderstaande formules
      Formule 1:
      Vergelijking 1
      Formule 2:
      θ = arctan [(dy / dT) / (dx / dT)]
      OPMERKING: Ve is een CV vector geprojecteerd op x- en y-assen; dx / dT is de projectie van de CV vector x-as; dy / dT is de projectie van de vector in CV y-as. T is het aan de oppervlakte; x, y Raadpleeg de 2-D coördinaten; T x = ∂T / ∂x is de partiële afgeleide van T met betrekking tot x; Ty = ∂T / ∂y is de partiële afgeleide van T met betrekking tot y; θ is de uiteindelijke richting van een CV vector.
    3. Group alle vectoren van de AT matrix in 36 routes, die elk omvat tien graden sector op het kompas. </ Li>
    4. Selecteer het pad met de grootste bevolking van de CV vectoren onder de 36 geleidingsroutes. Bereken de gemiddelde CV van deze route de CV van de monolaag vormen.

6. Visualisatie van het golffront Voortplanting

  1. Normaliseren van de intensiteit van het signaal van een individuele actiepotentiaal of Ca voorbijgaande op verschillende opnametijd punten ten opzichte van de piek waarde met behulp van MATLAB-software.
  2. Tijdelijk de genormaliseerde intensiteit gegevens van elke geregistreerde tijd punt op te slaan in een 16 x 16 intensiteit matrix in de MATLAB-software gebruikt.
  3. De bouw van een kleurcode intensiteit kaart uit de opgeslagen intensiteit matrix van elke opname tijdstip met behulp van de surf.m functie.
    OPMERKING: In de kaart intensiteit, rood staat voor een hoge intensiteit van de V m of Ca-signalen, en blauw weerspiegelt lage intensiteit van de fluorescentie-signalen.
  4. Maak een .avi-bestand met behulp van de avifile.m functie.
  5. Bewaar alle de intensity kaarten op verschillende opnametijd punten van de actiepotentiaal of Ca voorbijgaande behulp van de addframe.m functie.
    LET OP: Op dit punt, zal twee aparte avi bestanden van V m en Ca voortplanting worden gegenereerd.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Een beschaafde samenvloeiende monolaag vertoont een regelmatige intrinsieke ritme zoals aangetoond in Film 1. We vervolgens uitgevoerd V m / Ca dual channel optische mapping in een volledig samenvloeiende HL-1 monolaag. Figuur 1A toont bijvoorbeeld sporen van V m en Ca-signalen van een opgenomen enkele verslaan. Representatieve isochrone kaarten gelijkmatig gekweekte Vm en Ca signalen via de tweekanaals optische mapping systeem getoond in figuren 1B en 1C. Vertegenwoordiger chronologische beelden van gelijkmatig verspreid actiepotentialen en Ca transiënten werden verkregen uit dezelfde HL-1 cultuur monolaag. Tenslotte films 2 en 3 geven voorbeelden animatie van een uniform gepropageerd actiepotentiaal (Film 2) en calcium voorbijgaande (Film 3) HL-1 confluente monolaag.

-pagina = "always"> Figuur 1
Figuur 1: (A) Voorbeeld sporen van Vm (blauw) en Ca (rood) van een elektrisch gestimuleerde hartslag na een cyclus lengte (CL) van 500 msec. (B) Een beeld van onze optische mapping systeem voor HL-1 monolagen. (C) Een isochronische kaart van actiepotentiaal voortplanting van dezelfde gestimuleerde hartslag gedurende de hele gezichtsveld. (D) Een isochronische kaart van Ca voorbijgaande propagatie van dezelfde gestimuleerde hartslag gedurende het gezichtsveld. In beide isochronische kaarten, wordt time lapse vertegenwoordigd met kleuren, te beginnen met donker blauw als initiatie en donkerrood op 50 msec. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.

/52542/52542fig2highres.jpg "/>
Figuur 2: (A) Een reeks kaarten van Vm verdeling op 60, 80, 140 en 200 msec na het begin van de opname. (B) Kaart van Ca verdeling op 60, 80, 140 en 200 msec na het begin van de opname.

Film 1: Een vertegenwoordiger film opgenomen van een confluente HL-1 monolaag cultuur dag vijf, onder een lichtmicroscoop met een 40X objectief.

Movie 2 : Een vertegenwoordiger filmpje van een gepropageerd actiepotentiaal van een gestimuleerde hartslag na een CL van 500 msec.

Film 3 : Een vertegenwoordiger filmpje van een gepropageerd Ca voorbijgaande uit een paced verslaan op een CL van 500 msec.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Dit artikel beschrijft de belangrijkste aspecten van de optische kaart brengen in een beschaafde HL-1 atriale myocyt monolaag gekleurd met calcium en spanning gevoelige fluorescerende kleurstoffen. Het omvat het kweken van een optimale HL-1 celmonolaag, setup van het in kaart brengen van apparatuur, in kaart brengen van een beschaafde monolaag, en data-analyse.

Om gekweekte cellen succesvol kaart, de sleutel is om een ​​gelijkmatig verdeelde monolaag bereiden. Wanneer zaaien de cellen op de dekglaasjes, zorg ervoor dat de spreiding van de cellen. Kaart altijd volgroeide en volledig samenvloeiing celmonolagen, omdat deze het best reageren op elektrische pacing. Het is ook belangrijk om de cellen zuurstof tijdens het laden van de kleurstoffen te houden, maar het zuurstofbelletjes niet in direct contact met de cellen kan doden of los ze van het dekglaasje komen. Verlaging kleurstof concentratie en het verminderen lichtintensiteit signaalgrootte verminderen en verlagen signaal-ruisverhouding, terwijl het verhogen kleurstof concentratiop en het verbeteren van de lichtintensiteit zal signaalmagnitude toenemen, maar ook voor meer ruis. Daarom moet een optimaal evenwicht van fluorescente kleurstof concentratie en excitatielicht kracht worden bepaald signaal ruisverhouding opnamesignalen verbeteren. Bovendien, tijdens de optische mapping opnemen, moet u voorkomen dat het blootstellen van de cel monolaag met een lange sluitertijd van geconcentreerd licht als dit fotodynamische celbeschadiging in het licht blootgesteld gebied kan veroorzaken. Tenslotte wordt een optisch mapping systeem dat hoge temporele en ruimtelijke resolutie van de opname signalen voorziet nodig voor het verkrijgen van hoogwaardige data.

Terwijl dual channel optische mapping in intacte hart grote mogelijkheden voor het bestuderen van cardiale elektrofysiologie vanwege zijn vermogen gelijktijdig verzamelen voltage en calcium signalen één beperking is dat deze techniek verzamelt informatie van een 3-D oppervlak als een 2-D projectie map. Verkregen 2-D data uit intacte harten genegeerd informatie van 3-D curvature van het hart kan leiden tot fouten in data analyses, vooral geleidingssnelheid analyse. Met de voordelen van het gebruik van een gekweekte 2-D HL-1 cellulaire model, zijn we in staat om regelmatige en onregelmatige ritmes te visualiseren, beoordelen Ca van voorbijgaande aard en actiepotentiaal kinetiek, bepalen geleidingssnelheid en karakteriseren van Ca en actiepotentiaal voortbewegingspatronen (uniform of niet- uniforme voortplanting) zonder storende uit de 3-D structuur van een intacte hart. Daarom is zowel calcium transiënten en actiepotentialen succes in kaart brengen in een beschaafde HL-1 atriale myocyt monolaag als een gratis aanpak kan sterk verbeteren van het begrip van de elektrofysiologische eigenschappen van atriale myocyten en de onderliggende mechanismen van atriale aritmieën.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Acknowledgments

We willen graag Dr. Claycomb bedanken voor het verstrekken van de HL-1 cellen en gedetailleerde onderhoud protocol. We willen ook graag mevrouw Elena Carrillo en Dr Seth Robia bedanken voor hun hulp bij het genereren van de cel film en Mr. Pete Caron voor zijn hulp bij het maken van een aantal accessoires voor onze dual channel optische mapping systeem.

Dit werk werd ondersteund door de American Heart Association (10GRNT3770030 & 12GRNT12050478 aan XA), National Institutes of Health (HL113640 aan XA), en Loyola University Research Development Fund (XA).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Rhod2 dry powder AAT Bioquest 21062
pluronic AAT Bioquest 20050
DMSO Sigma 276855
Rh237 Invitrogen S-1109
NaCl Sigma S7653
KCl Sigma P3911
KH2PO4 Sigma P0662
NaH2PO4 Sigma S9638
MgSO4 Sigma M7506
D-Glucose Sigma G8270
NaHCO3 Sigma S6014
CaCl2 Sigma C3881
HEPEs Sigma H3375

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Efimov, I. R., Nikolski, V. P., Salama, G. Optical imaging of the heart. Circ Res. 95, (1), 21-33 (2004).
  2. Salama, G., Hwang, S. M., et al. Simultaneous optical mapping of intracellular free calcium and action potentials from Langendorff perfused hearts. Current protocols in cytometry / editorial board, J. Paul Robinson, managing editor ... [et al.]. 12, (Unit 12 17), (2009).
  3. Laurita, K. R., Singal, A. Mapping action potentials and calcium transients simultaneously from the intact heart. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 280, (5), H2053-H2060 (2001).
  4. Fast, V. G. Simultaneous optical imaging of membrane potential and intracellular calcium. J Electrocardiol. 38, (4 Suppl), 107-112 (2005).
  5. Sowell, B., Fast, V. G. Ionic mechanism of shock-induced arrhythmias: role of intracellular calcium. Heart Rhythm. 9, (1), 96-104 (2012).
  6. Fast, V. G., Kleber, A. G. Microscopic conduction in cultured strands of neonatal rat heart cells measured with voltage-sensitive dyes. Circ Res. 73, (5), 914-925 (1993).
  7. Hou, L., et al. A major role for HERG in determining frequency of reentry in neonatal rat ventricular myocyte monolayer. Circ Res. 107, (12), 1503-1511 (2010).
  8. Beauchamp, P., et al. Relative contributions of connexins 40 and 43 to atrial impulse propagation in synthetic strands of neonatal and fetal murine cardiomyocytes. Circ Res. 99, (11), 1216-1224 (2006).
  9. Xia, M., et al. Functional expression of L- and T-type Ca2+ channels in murine HL-1 cells. J Mol Cell Cardiol. 36, (1), 111-119 (2004).
  10. Claycomb, W. C., et al. HL-1 cells: a cardiac muscle cell line that contracts and retains phenotypic characteristics of the adult cardiomyocyte. Proc Natl Acad Sci U S A. 95, (6), 2979-2984 (1998).
  11. Fahrenbach, J. P., Ai, X., Banach, K. Decreased intercellular coupling improves the function of cardiac pacemakers derived from mouse embryonic stem cells. J Mol Cell Cardiol. 45, (5), 642-649 (2008).
  12. Yan, J., et al. c-Jun N-terminal kinase activation contributes to reduced connexin43 and development of atrial arrhythmias. Cardiovasc Res. 97, (3), 589-597 (2013).
  13. White, S. M., Constantin, P. E., Claycomb, W. C. Cardiac physiology at the cellular level: use of cultured HL-1 cardiomyocytes for studies of cardiac muscle cell structure and function. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 286, (3), H823-H829 (2004).
  14. Yang, Z., Shen, W., Rottman, J. N., Wikswo, J. P., Murray, K. T. Rapid stimulation causes electrical remodeling in cultured atrial myocytes. J Mol Cell Cardiol. 38, (2), 299-308 (2005).
  15. Brundel, B. J., Kampinga, H. H., Henning, R. H. Calpain inhibition prevents pacing-induced cellular remodeling in a HL-1 myocyte model for atrial fibrillation. Cardiovasc Res. 62, (3), 521-528 (2004).
  16. Umapathy, K., et al. Electrogram fractionation in murine HL-1 atrial monolayer model. Heart Rhythm. 5, (7), 1029-1035 (2008).
  17. Fast, V. G., Cheek, E. R. Optical mapping of arrhythmias induced by strong electrical shocks in myocyte cultures. Circ Res. 90, (6), 664-670 (2002).
  18. Bayly, P. V., et al. Estimation of conduction velocity vector fields from epicardial mapping data. IEEE Trans Biomed Eng. 45, (5), 563-571 (1998).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics